Notas fitopatológicas

 

Análisis de la Sensibilidad in vitro de Mycosphaerella fijiensis, Agente Causal de la Sigatoka Negra del Banano a los Fungicidas Benomyl, Propiconazol y Azoxistrobin

 

Sensitivity Analysis in vitro of Mycosphaerella fijiensis, Causal Agent of Black Sigatoka of Banana to the Fungicides Benomyl, Propiconazole and Azoxystrobin

 

Gilberto Manzo Sánchez¹, Heriberto Carrillo Madrigal¹, Salvador Guzmán González¹ y Mario Orozco Santos²

 

¹ Universidad de Colima, Facultad de Ciencias Biológicas y Agropecuarias, Laboratorio de Biotecnología, Apdo. Postal 36, Autopista Colima-Manzanillo km 40, Tecomán, Col., CP 28100, México. Correspondencia: gilberto_manzo@yahoo.com.

² Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias, Campo Experimental Tecomán. Apdo Postal 88, Tecomán, Col., CP 28100, México.

 

Recibido: Junio 07, 2010
Aceptado: Septiembre 02, 2011

 

Resumen

Los aislados fueron obtenidos de las regiones productoras de banano de Mycosphaerella fijiensis pertenecientes a los estados de Chiapas, Tabasco, Michoacán, Colima y Guerrero. Los fungicidas evaluados fueron benomyl, propiconazol y azoxistrobin. Por otra parte, el análisis de sensibilidad a los fungicidas presentó la pérdida de sensibilidad de 10 aislados a benomyl, siete a propiconazol y nueve a azoxistrobin. Dichos aislados fueron capaces de crecer a las concentraciones que indican la pérdida de sensibilidad. De acuerdo con los resultados de esta investigación, es importante acatar las recomendaciones para el uso de los fungicidas a fin de evitar fallas en el control de la enfermedad. En el caso del benomyl, su uso deberá ser restringido en las localidades que presentaron aislados resistentes.

Palabras clave: Control químico, Musa, pérdida de sensibilidad.

 

Abstract

The isolates of were obtained from the banana-producing regions Mycosphaerella fijiensis belonging to Chiapas, Tabasco, Michoacan, Colima and Guerrero states. The fungicides evaluated were benomyl, propiconazole and azoxystrobin. The susceptibility analysis showed the loss of fungicide susceptibility of 10 isolates to benomyl, seven to propiconazole and nine to azoxystrobin. These isolates were able to grow with fungicide concentration that highlights the loss of sensitivity. According to the results of this research, it is important to respect the recommendations for the use of fungicides to avoid failures in the control of the disease. In the case of benomyl, its use should be restricted in locations that had resistant isolates.

Keywords: chemical control, Musa, sensibility loss.

 

Résumé

Des isolats de Micospharela fijiensis, l'agent causal de la cercosporiose noire ont été obtenus à partir des régions productrices de bananes appartenant aux États de Chiapas, Tabasco, Michoacán, Colima et Guerrero. Les fongicides testés étaient le bénomyl, le propiconazole et l'azoxistrobine. L'analyse a montré la perte de sensibilité aux fongicides de dix isolats pour le bénomyl, sept pour le propiconazole et neuf pour l'azoxystrobine. Ces isolats ont été capables de pousser en présence de concentrations en fongicides suffisantes à démontrer leur perte de sensibilité. D'aprés les résultats, il est important de suivre les recommandations pour l'utilisation des fongicides, afin d'éviter les complications dans le contrôle de la maladie. Dans le cas du bénomyl, son utilisation devrait être réduite dans les zones qui ont présenté des isolats résistants.

Mots-clés: contrôle chimique, Musa, perte de sensibilité.

 

La Sigatoka negra cuyo agente causal es el hongo Mycosphaerella fijiensis, enfermedad que provoca mayor impacto, debido a la alta demanda de uso de fungicidas necesarios para contrarrestar sus efectos y producir fruta de calidad para exportación (Orozco, 1998; Marín et al., 2003). Esta enfermedad provoca un deterioro paulatino del área foliar, que progresa hacia el desarrollo de una fuerte necrosis (Manzo et al., 2005). Para el control de la enfermedad los fungicidas usados en aplicaciones aéreas son: triazoles (propiconazol, tebuconazol y bitertanol), morfolinas(tridemorf), benzimidazoles (benomyl) y estrobirulinas (azoxistrobin y trifloxiztrobin) (Marín et al., 2003). Para llevar a cabo un manejo de riesgos de evitar la resistencia del patógeno a fungicidas, se ha implementado el uso de estrategias donde se involucra la alternancia de los fungicidas (Orozco, 1998; Romero y Sutton, 1997; FRAC, 2008). Desde hace algunos años se ha detectado la pérdida de sensibilidad de M. fijiensis a carbendazim y benomyl (Fullerton y Tracey, 1984; Romero y Sutton, 1997); incluso se ha demostrado que la resistencia a benomyl persiste aún después de que cesan las aplicaciones por períodos de tres a cinco años (Romero y Sutton, 1997). Igualmente ha sido señalada la resistencia a propiconazol (Romero y Sutton, 1998) y azoxistrobin (Chin et al., 2001). Cabe indicar que la evaluación de sensibilidad a fungicidas es importante para la elaboración de sistemas de preaviso, que permitan alertar a los productores sobre las necesidades de suspender o no la aplicación de un determinado fungicida. Por lo tanto, el objetivo del presente estudio fue analizar la sensibilidad in vitro de aislados de M. fijiensis a los fungicidas benomyl, propiconazol y azoxystrobin. Para el análisis de la sensibilidad de los fungicidas fueron seleccionadas 11 aislados de M. fijiensis de los estados de Colima, Michoacán, Guerrero, Tabasco y Chiapas. Los fungicidas usados fueron los siguientes: propiconazole (Tilt®, Syngenta), benomyl (Benlate®, E. I. DuPont de Nemours) y azoxystrobin (Bankit®, Syngenta). Las soluciones stock de los fungicidas fueron preparadas diluyendo una solución concentrada de 1 g L^-1. Se utilizaron 0.3, 1, 5 y 10 ppm de i.a. de benomyl (Romero y Sutton, 1997; FRAC, 2008), 0.003, 0.01, 0.1, 1 y 3 ppm de i.a. de propiconazol (Romero y Sutton, 1998) y 0.1, 3 y 10 de azoxistrobin (Sierotzki et al., 2000). Las concentraciones se adicionaron al medio PDA (por calor húmedo a 121°C durante 15 min), el cual fue vaciado en cajas Petri, donde posteriormente se colocaron las colonias monospóricas, con un diámetro de 0.1 mm aproximadamente y de cuatro a cinco días de crecimiento. Se utilizaron como testigo cajas Petri con PDA sin fungicida. La sensibilidad de cada uno de los aislados de M. fijiensis se determinan con base en el crecimiento basal de las colonias, midiendo el diámetro de las mismas con ayuda de un microscopio (Olympus CH300) adaptado un micrometro, las lecturas se hicieron tomando el día cero y a los siete días después del cultivo (Romero y Sutton, 1998). Los tratamientos se evaluaron de forma separada, es decir, por fungicida bajo un diseño factorial (factor A, aislados del hongo y factor B, concentraciones de fungicidas) con arreglo combinatorio y distribución completamente al azar. Para cada concentración de fungicida se emplearon cuatro repeticiones. La unidad experimental fue una caja Petri con cinco colonias monospóricas. Los datos obtenidos se sometieron a análisis de varianza y prueba de medias de Tukey al 0.05 de probabilidad, empleando el paquete estadístico SAS (SAS, 1998). La sensibilidad a los fungicidas indica la dosis sobre la cual no debe de existir crecimiento del hongo en condiciones in vitro, de ocurrir crecimiento alguno, se reconoce que existe resistencia del patógeno hacia el fungicida (FRAC, 2008; Romero y Sutton, 1997; Romero y Sutton, 1998; Sierotzki et al., 2000).

Para el caso de benomyl se determinó que 10 aislados mostraron resistencia al fungicida (Cuadro 1), ya que fueron capaces de crecer a la dosis de 10 ppm. Existen reportes en donde se ha detectado la pérdida de sensibilidad a benomyl de algunos aislados de diversos orígenes geográficos, como en las Islas del Pacífico (Fullerton y Tracey, 1984), Costa Rica (Romero y Sutton, 1998) y Colombia (Cañas et al., 2006). En general, los fungicidas de contacto son inhibidores de múltiples sitios de acción y tienen un bajo riesgo de desarrollar resistencia. Pero el uso continuo e indiscriminado de este tipo de fungicidas sin rotación o alternancia con otros tipos de fungicidas podría desarrollar resistencia al hongo. La mayoría de las localidades muestreadas tienen un historial de aplicaciones de benomyl, pero en algunos casos, este fungicida ya no es utilizado para el control de Sigatoka negra. Sin embargo, se ha determinado que la resistencia a benomyl persiste aún después de que cesan las aplicaciones del fungicida por períodos de tres a cinco años (Romero y Sutton, 1998). En cambio, en el caso de propiconazol, se determinó que siete aislados crecieron a la dosis de 1 ppm, lo cual representa la pérdida de sensibilidad del hongo hacia este fungicida. En comparación sobre previos estudios, se ha determinado que M. fijiensis muestra resistencia a propiconazole, por ejemplo en aislados de Costa Rica (Romero y Sutton, 1997) y Colombia (Cañas et al., 2006). Por último, para el caso del fungicida azoxystrobin nueve aislados crecieron a la dosis de 3 ppm, en cambio algunos autores mencionan la pérdida de sensibilidad en Costa Rica (Sierotzki et al., 2000; Chin et al., 2001) y Cuba (Peláez et al., 2006). Es importante hacer mención que en previos estudios de sensibilidad, no han encontrado resistencia a benomyl, propiconazol y azoxystrobin (Peláez et al., 2006), esto nos demuestra que haciendo un buen uso de aplicaciones de fungicidas con diferente modo de acción, difícilmente el patógeno presentará resistencia a los fungicidas. Por otra parte, se ha demostrado que los aislados de M. fijiensis que presentan resistencia a benomyl, propiconazol y azoxystrobin muestran altos niveles de agresividad sobre plantas de banano, esto en comparación con aislados susceptibles a dichos fungicidas (Romero y Sutton, 1997; Romero y Sutton, 1998; Chin et al., 2001). Por lo tanto, se recomienda intercalar fungicidas con diferente modo de acción y un uso moderado de estos fungicidas. En la última década, se ha implementado el uso de herramientas moleculares para realizar un diagnóstico preciso sobre la caracterización molecular de aislados de M. fijiensis resistentes y susceptibles a los fungicidas azoxystrobin (Sierotzki et al., 2000), benomyl (Cañas et al., 2006) y propiconazol (Cañas et al., 2006). Recientemente, se ha realizado un análisis molecular de 44 aislados para determinar su resistencia o sensibilidad a benomyl, demostrando que 24 aislados fueron resistentes. Finalmente, se demuestra que el análisis de sensibilidad in vitro de aislados de M. fijiensis a los fungicidas benomyl, propiconazol y azoxystrobin, fue eficiente para comprobar los niveles de sensibilidad hacia los fungicidas de aislados de patógeno nativos de diferentes localidades geográficas y con diferente manejo del cultivo. Ya que existieron aislados resistentes y sensibles a los fungicidas analizados, esto concordó con el tipo de manejo del cultivo. Es importante describir algunas recomendaciones generales propuestas por el comité de acción para la resistencia a fungicidas (FRAC) son las siguientes: Para que una mezcla sea efectiva en una estrategia de manejo de resistencia, la dosis de cada componente usado solo debe ser suficiente para proveer control satisfactorio; se debe respetar la dosis recomendada en la etiqueta para cada componente de la mezcla; los fungicidas de contacto se consideran una herramienta valiosa y necesaria en los programas de control de Sigatoka negra en banano; los fungicidas sitio específico se deben aplicar en suspensiones de aceite o en emulsiones aceite agua (FRAC, 2008).

 

AGRADECIMIENTOS

Al CONACyT y Gobierno del Estado de Colima por el apoyo otorgado mediante el sistema FOMIX Colima 2008 al proyecto con clave 80966.

 

LITERATURA CITADA

Cañas GG, Patiño LF, Rodríguez AE and Arango R. 2006. Molecular characterization of benomyl-resistant isolates of Mycosphaerella fijiensis, collected in Colombia. Journal of Phytopathology 154:403-409.         [ Links ]

Chin KM, Wirz M and Laird D. 2001. Sensivity of Mycosphaerella fijiensis from banana to trifloxystrobin. Plant Disease 85:1264-1270.         [ Links ]

FRAC. 2008. Fungicide Resistance Action Committee.

Fullerton, R.A. and Tracey, G.M. 1984. Tolerance of Mycosphaerella fijiensis to benomyl and carbendazim in the Pacific Islands. Tropical Agriculture 61: 133-136.         [ Links ]

Manzo SG, Guzmán GS, Rodríguez GM, James A y Orozco SM. 2005. Biología de Mycosphaerella fijiensis Morelet y su interacción con Musa spp. Revista Mexicana de Fitopatología 23:122-131.         [ Links ]

Marín DH, Romero RA, Guzmán M, and Sutton TB. 2003. Black Sigatoka: an increasing threat to banana cultivation. Plant Disease 87:208-222.         [ Links ]

Orozco SM. 1998. Manejo integrado de la Sigatoka negra del plátano. SAGAR, INIFAP, CIPAC. Campo Experimental Tecomán, Colima, México, Folleto Técnico No 1. p. 95.         [ Links ]

Peláez MJE, Vásquez D, Díaz B, Castañeda S, Rodríguez B and Arango I. 2006. Use of a micro title plate dilution assay to measure activity of antifungal compounds against Mycosphaerella fijiensis, Morelet. Revista Facultad Nacional Agrícola de Medellín 59:3425-3433.         [ Links ]

Romero RR and Sutton TB. 1997. Sensivity of Mycosphaerella fijiensis, causal agent of black Sigatoka of bananas to propiconazol. Phytopathology 87: 96-100.         [ Links ]

Romero RR and Sutton TB. 1998. Characterization of benomyl resistance in Mycosphaerella fijiensis, cause of black Sigatoka of banana in Costa Rica. Plant Disease 82: 931-934.         [ Links ]

SAS Institute, Inc,. 1998. SAS/STAT User's Guide, release 6.10 ed. SAS Institute Inc; Cary, North California.         [ Links ]

Sierotzki H, Parisi S, Steinfeld U, Tenzer I, Poirey S and Gisi U. 2000. Mode of resistance to respiration inhibitors at the bcl enzyme complex of Mycosphaerella fijiensis field isolates. Pest Management Science 56:833-841.         [ Links ]