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Introducción
El aserrín de pino (Pinus sp.) bien compostado se ha utilizado con éxito como medio de crecimiento para el cultivo de hortalizas y plantas ornamentales (Parks et al., 2004; Prasad y Maher, 2004; Jackson et al., 2008), tiene un efecto supresor sobre el desarrollo de microorganismos patógenos, por lo que disminuyen las posibilidades de infección con Fusarium, Rizoctonia, Streptomyces y Phytium, que atacan a la raíz (Resh, 2001). Es un material orgánico que se descompone muy lentamente debido a su alta relación C/N en los compuestos lignocelulósicos (Aguilera et al., 2016; Handreck y Black, 2005), característica que determina las tasas altas de inmovilización de nutrimentos, sobre todo de N (Gayosso et al., 2018; Mateo et al., 2014); por ello se requiere aplicar fertilizantes de liberación lenta durante el periodo de crecimiento de las plantas para compensar el N inmovilizado por los microorganismos (Barbazán et al., 2011; Gruda y Schnitzler, 2004). Durante la descomposición de los materiales orgánicos, el N liberado es incorporado a los tejidos microbianos (inmovilización), fenómeno que es máximo en el aserrín, ya que presenta una relación C/N de 250 a 800, con valores frecuentes arriba de 500 (Aguilera et al., 2016; Gayosso, 2018; Handreck y Black, 2005), y se minimiza cuando la relación C/N disminuye a 40 - 20 que se considera óptima para el cultivo de plantas en sustrato (Abad et al., 2005); en este momento, el contenido de carbono disminuye y el de nitrógeno se incrementa, y con ello se reduce la relación C/N, el fenómeno de inmovilización se revierte y se inicia el proceso de mineralización neta de N (Havlin et al., 2005). Aunque el compostaje es una alternativa para estabilizar los materiales orgánicos y reducir la fitotoxicidad por sustancias fenólicas y resinas (Capistrán et al., 1999; Havlin et al., 2005), el proceso de transformación encarece la obtención de estos sustratos; además en el caso de residuos de madera se requiere adicionarles nutrimentos durante el compostaje para evitar deficiencias nutrimentales, especialmente de N (Handreck y Black, 2005; Gruda y Schnitzler, 2004).
Debido a la alta inmovilización de nutrimentos, el uso de aserrín para cultivar plantas es más difícil que otros materiales orgánicos, pero con un cuidado especial sobre el manejo de la nutrición, su uso como sustrato permite obtener plantas de buena calidad y altos rendimientos (Gayosso et al., 2018; Handreck y Black, 2005); además, el aserrín de pino es abundante y de bajo costo en las zonas industriales forestales, puede ser utilizado solo o en mezclas, con o sin compostaje (Resh, 2001). Si el aserrín se mezcla adecuadamente con materiales inorgánicos como tezontle, el deterioro de las propiedades físicas y químicas de la mezcla puede ser más lenta, manteniéndose esas propiedades por mayor tiempo (Pineda et al., 2012; Vargas et al., 2014).
Con base en lo anterior, el objetivo del presente estudio fue evaluar la tasa de inmovilización o retención de N, P, K y Ca en el sustrato aserrín de pino sin compostaje previo y en mezclas aserrín/tezontle, para determinar la concentración de nutrimentos que debe aplicarse en la solución nutritiva para el cultivo de jitomate.
Materiales y Métodos
El estudio se realizó en un invernadero equipado con control climático, ubicado en Chapingo, Texcoco, Estado de México. La temperatura promedio, máxima y mínima registrada durante el experimento fueron 13 y 32 ºC, con humedad relativa y radiación solar promedio de 70% y 1200 μmol m-2 s-1, respectivamente. En charolas de unicel de 200 cavidades se germinaron semillas de jitomate (Solanum lycopersicum L.) cv. Cid F1, como sustrato de siembra se utilizó una mezcla de perlita/turba 30/70 v/v. El trasplante se hizo a los 30 días después de la siembra, colocando dos plántulas en cada bolsa de polietileno bicolor (blanco/negro) de 20 L que se usó como unidad experimental y desarrolladas hasta lograr el sexto racimo de fruto. Los tratamientos se formaron con un factorial 4 × 3 que corresponde a cuatro sustratos (aserrín de pino solo y mezclas 70/30 v/v de aserrín/tezontle con granulometría gruesa 6-12 mm, media 3-6 mm y fina < 3 mm, el aserrín contenía partículas ≤ 6 mm) y tres soluciones nutritivas de diferente concentración nutrimental (20, 30 y 40 meq L-1), lo que generó un total de 12 tratamientos, los cuales fueron establecidos en el área experimental del invernadero en un diseño completamente al azar, con 4 repeticiones. El riego se dio con soluciones nutritivas de 20, 30 y 40 meq L-1 de cationes o aniones (Steiner, 1984), a las que correspondieron CE de 2, 3 y 4 dS m-1, respectivamente, con pH de 6. La composición y concentración final de macronutrimentos y micronutrimentos de las soluciones nutritivas se indican en el Cuadro 1. El gasto del gotero de riego fue de 2 L h-1, aplicando ocho riegos por día, con una duración de 2 a 6 min por riego según las exigencias de la planta y las condiciones ambientales; se mantuvo una fracción de lixiviación de 15 a 20% durante todo el experimento. El agua lixiviada se recolectó diariamente durante 60 días después del trasplante (ddt). Cada 10 días se determinó, en la mezcla de agua lixiviada de cada tratamiento, la concentración de N, P, K y Ca. El nitrógeno se midió por el método de micro-Kjeldahl, el fósforo por desarrollo de color con molibdovanadato y se midió en un espectrofotómetro (Bauch y Lomb, modelo Spectronic 20) a 420 nanómetro (Etchevers et al., 2000). El potasio fue determinado en un espectrofotómetro de flama (Flame-fotómetro de Corning, modelo 410) y el Ca con espectrofotometría de absorción atómica (GBC modelo Avanta). La CE y pH del agua lixiviada, se midieron diariamente durante 90 ddt utilizando un potenciómetro (Hanna Instruments, modelo HI 98130). A los datos se les hizo análisis de varianza y comparación de medias de acuerdo con la prueba de Tukey (P ≤ 0.05), utilizando el paquete estadístico SAS/STAT versión 8.0 (SAS, 1998).
Cuadro 1: Variación en la concentración de macronutrimentos, con base en la solución nutritiva universal de Steiner (1984).
| Solución nutritiva | Cationes | Aniones | ||||||||
| - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - meq L-1 - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - | ||||||||||
| K+ | Ca2+ | Mg2+ | NH4+ | Na+ | NO3- | H2PO4- | SO42- | HCO3- | Cl- | |
| 20 | 6.13 | 7.88 | 3.49 | 0.92 | 1.58 | 11.4 | 0.95 | 6.65 | 0.5 | 0.5 |
| 30 | 9.25 | 11.89 | 5.28 | 2.0 | 1.58 | 17.4 | 1.45 | 10.15 | 0.5 | 0.5 |
| 40 | 12.40 | 15.94 | 7.08 | 3.0 | 1.58 | 23.4 | 1.95 | 13.65 | 0.5 | 0.5 |
La concentración (mg L-1) de micronutrimentos fue: Fe 2, Mn 1, Zn 0.15, Cu 0.10, Mo 0.05 y B 0.60.
Resultados y Discusión
Interacción sustrato × concentración de la solución nutritiva y efectos individuales
La concentración de N, K y Ca en el agua lixiviada fue afectada por la interacción sustrato × concentración de la solución nutritiva en todos los muestreos, mientras que para la concentración de P la interacción fue significativa solamente a los 20 y 40 ddt (Cuadro 2). Se encontraron efectos significativos del sustrato sobre la concentración de N y Ca en todos los muestreos; la concentración de P fue afectada sólo en las últimas fechas de muestreo, mientras que la concentración de potasio fue afectada por el sustrato sólo en los muestreos realizados a los 10, 40 y 50 ddt. La concentración de la solución nutritiva (CE) también tuvo efectos significativos sobre la concentración de nutrimentos en el agua lixiviada, excepto en P a los 10 ddt (Cuadro 2).
Cuadro 2: Significancia de variables nutrimentales medidas en sustratos irrigados con solución nutritiva con diferentes concentraciones de macronutrimentos durante dos meses de cultivo de jitomate.
| Factor | N | P | K | Ca |
| - - - - - - - - - - - - - - - - - - Días después del trasplante (ddt). - - - - - - - - - - - - - - - - - | ||||
| 10 20 30 40 50 60 | 10 20 30 40 50 60 | 10 20 30 40 50 60 | 10 20 30 40 50 60 | |
| S | ** ** ** ** ** ** | ns ** ns * ** ** | ** ns ns ** ** ns | ** ** ** ** ** ** |
| CE | ** ** ** ** ** ** | ns ** ** ** ** ** | ** ** ** ** ** ** | ** ** ** ** ** ** |
| S × CE | * * ** ** ** ** | ns * ns * ns ns | ** ** ** ** ** ** | ** ** ** ** ** ** |
| CV | 4.9 3.1 7.1 2.5 2.1 2 | 86 13 23 0.5 3.7 8.3 | 3.1 12 8 7.6 8.4 14 | 6.9 6.1 2.3 4.2 7.8 2.9 |
S = sustrato; CE = conductividad eléctrica (dS m-1); CV = coeficiente de variación. ** significativo con P ≤ 0.01; * significativo con P ≤ 0.05; ns = no significativo.
Nitrógeno. Al aumentar la concentración de la solución nutritiva aplicada, se incrementó el contenido de N en el agua lixiviada (Figura 1); sin embargo, en los muestreos a 10, 20 y 30 ddt la concentración de N fue menor respecto a la solución nutritiva aplicada, lo que indica inmovilización de N durante el proceso de descomposición del aserrín por las poblaciones microbianas, debido a su alta relación C/N (Mateo et al., 2014; Handreck y Black, 2005). Después de los 40 ddt, la concentración de N en el agua lixiviada aumentó, incluso en la mezcla aserrín/tezontle fino + solución nutritiva de 40 meq L-1, el N fue superior al de la solución nutritiva (Figura 1). El aumento de la concentración de N en la solución nutritiva condujo a su mayor utilización, tanto por las plantas como por las poblaciones microbianas, y con una CE de 4 dS m-1 después de los 40 ddt ya no hubo inmovilización neta o bien el N suministrado fue mayor que la absorción de N por las plantas y por los microrganismos (Havlin et al., 2005). Contin et al. (2008) reportaron resultados similares en un sustrato de composta, donde al inicio del estudio, el N-mineral total era bajo, pero 56 días después, hubo un aumento de N-NO3 - liberado. Al respecto, Prasad y Maher (2004) encontraron una inmovilización de 150 mg L-1 de N por la actividad microbiana durante 5 semanas de incubación en f ibra de madera, mientras que Gruda y Schnitzler (2004) indican que debe agregarse hasta 400 mg L-1 de nitrógeno soluble en agua, para contrarrestar la inmovilización del N cuando se usa aserrín como sustrato, lo que es congruente con el efecto observado con la aplicación de la solución nutritiva de 4 dS m-1 (336 mg L-1 de N) en este trabajo (Figura 1).
Figura 1: Efecto del sustrato y de la conductividad eléctrica en la solución nutritiva sobre la concentración de nitrógeno en el lixiviado a los 60 días después del trasplante de plantas de jitomate. A = aserrín; A/TF = aserrín/tezontle fino (≤ 3 mm); A/TM = aserrín/tezontle mediano (3-6 mm); A/TG = aserrín/tezontle grueso (6-12 mm); CN = concentración de nitrógeno en la solución nutritiva de aporte; ddt = días después del trasplante.
Fósforo. Al igual que el N, durante los primeros 30 ddt, se presentó la menor concentración de P en el agua lixiviada (Figura 2), indicando alta inmovilización microbiana de P o retención por el sustrato, pero conforme transcurrió el tiempo (40, 50 y 60 ddt) la concentración de P aumentó gradualmente, pero sin llegar a superar la concentración del mismo en la SN de aporte. Durante los primeros 30 ddt la disminución en concentración de P en la solución del sustrato fue más evidente que en N, K y Ca, lo que se debe a la alta inmovilización por los micro organismos en materiales con relación C/P ≥ 300 como el aserrín (Brady y Weil, 2002; Havlin et al., 2005), mayor interacción del P con el sustrato en reacciones de precipitación-disolución y adsorción-desorción, determinadas por las características (pH, capacidad de intercambio aniónico, concentración de cationes) del medio de crecimiento, que explican la baja movilidad del P (Havlin et al., 2005; Marschner, 2012) y aunque la movilidad del P en sustratos es mayor que en el suelo (Abad et al., 2005), algunas investigaciones (Ojodeagua et al., 2008; Pineda et al., 2011) demuestran que los porcentajes de P perdidos en la solución drenada son menores a los porcentajes que se pierden de N, K, Ca y Mg.
Figura 2: Efecto del sustrato y de la conductividad eléctrica en la solución nutritiva sobre el fósforo lixiviado dentro de los 60 días después del trasplante de plantas de jitomate. A = aserrín; A/TF = aserrín/tezontle fino (≤ 3 mm); A/TM = aserrín/tezontle mediano (3-6 mm); A/TG = aserrín/tezontle grueso (6-12 mm); CP = concentración de fósforo en la solución nutritiva de aporte; ddt = días después del trasplante.
Pineda et al. (2011) reportaron que el 54.8% del P fue retenido en el sustrato (tezontle) durante el crecimiento vegetativo del tomate. También Handreck y Black (2005) reportaron bajo contenido de P en la rizósfera de sustratos de fibras de madera. Ogden et al. (1987) observaron una alta retención de P por sustratos de cortezas de pino, lo que disminuyó el crecimiento de las plantas debido a su baja disponibilidad. Por ello, para aumentar la disponibilidad de P en la rizósfera e incrementar la absorción por las plantas, Silber (2008) sugiere disminuir el tiempo entre adiciones consecutivas de P, lo que se logró con un incremento en la frecuencia diaria de riego.
Potasio. Se observa que con el incremento de 20 a 40 meq L-1 de la solución nutritiva, también se incrementó la concentración de K en el agua lixiviada, independientemente del medio de cultivo o la fecha de muestreo (Figura 3). En contraste con la lixiviación de N y P, existe una diferencia mínima entre la concentración de K en el agua lixiviada y en la SN, lo que sugiere que el K tiene una participación menor en los procesos de inmovilización o retención de nutrimentos por el sustrato, y que la concentración de K en la solución del sustrato depende principalmente de la concentración de K en la SN aportada. Durante el período de 10 a 40 ddt, cuando la demanda de K por la panta es menor, la concentración de K en el agua lixiviada de los sustratos con diferente tamaño de partículas fue ligeramente inferior a la concentración de K en la SN suministrada, lo que puede atribuirse a la retención de K en los sitios de intercambio catiónico (Raviv y Lieth, 2008). Pero en los dos últimos muestreos (50 y 60 ddt), cuando ya existe mayor demanda de K por la planta, la concentración en el lixiviado fue superior al de la solución nutritiva, lo que se explica por el mayor aporte de solución nutritiva para satisfacer la evapotranspiración y por la saturación de K en los sitios de intercambio durante los primeros 40 ddt (Silber, 2008). La concentración de K en el agua lixiviada, estuvo dentro del intervalo normal (200-300 mg L-1) (Jones, 2005) en todas las fechas de muestreo y diámetros de partículas de los sustratos.
Figura 3: Efecto del sustrato y de la conductividad eléctrica en la solución nutritiva sobre la concentración de potasio en el lixiviado dentro de los 60 días después del trasplante de plantas de jitomate. A = aserrín; A/TF = aserrín/tezontle fino (≤ 3 mm); A/TM = aserrín/tezontle mediano (3-6 mm); A/TG = aserrín/tezontle grueso (6-12 mm); CK = concentración de potasio en la solución nutritiva de aporte; ddt = días después del trasplante.
Calcio. En todos los sustratos, a mayor concentración de la SN (Figura 4) mayor concentración de Ca en el agua lixiviada. En los primeros 30 ddt se presentó la concentración más baja de Ca, lo que indica importante inmovilización o retención, como ocurrió con N y P, o bien precipitación química o retención de Ca en los sitios de intercambio catiónico, como ocurrió con K (Silber, 2008; Raviv y Lieth, 2008), ya que las paredes celulares de las fibras del aserrín tienen CIC alta (Marschner, 2012). Independientemente del tamaño de partícula del sustrato, la concentración de Ca en el agua lixiviada fue similar a su concentración en la SN de aporte previo a los 40 ddt; posteriormente, en la mezcla aserrín/tezontle fino, la concentración de Ca aumentó, debido a un efecto de concentración por la disminución en el porcentaje de drenaje en este sustrato. Una concentración de Ca inferior a 100 mg L-1, como en los muestreos 10, 15 y 30 ddt al aplicar la SN con 2 dS m-1, puede conducir a deficiencias de Ca en tomate (Urrestarazu, 2004; Jones, 2005) ya que el Ca en el extracto del sustrato debe superar 200 mg L-1 (Abad et al., 2005). La concentración de Ca fue adecuada cuando el riego se realizó con SN a concentración total de 30 y 40 meq L-1 (3 y 4 dS m-1) a partir de los 40 ddt (Figura 4).
Figura 4: Efecto del sustrato y de la conductividad eléctrica en la solución nutritiva sobre la concentración de calcio en el agua lixiviada durante 60 días después del trasplante de plantas de jitomate. A = aserrín; A/TF = aserrín/tezontle fino (≤ 3 mm); A/TM = aserrín/tezontle mediano (3-6 mm); A/TG = aserrín/tezontle grueso (6-12 mm); Cca = concentración de calcio en la solución nutritiva de aporte; ddt = días después del trasplante.
Efecto del sustrato sobre la concentración de nutrimentos en el agua lixiviada
El efecto del sustrato sobre la concentración de N, P, K y Ca en el agua lixiviada se muestra en los Cuadros 3, 4, 5 y 6. Se observa un aumento en la concentración de N, P y Ca a través del tiempo (10 a 60 ddt) en todos los sustratos, pero el K no mostró una tendencia definida en la mayoría de las fechas de muestreo (Cuadro 5). La mayor concentración de N (Cuadro 3) y Ca (Cuadro 6) a partir de los 30 ddt, fue encontrada en el agua lixiviada de la mezcla aserrín/tezontle fino, en la cual se tuvo menor volumen de agua drenada.
Cuadro 3: Efecto del sustrato y de la conductividad eléctrica (CE) de la solución nutritiva sobre la concentración de nitrógeno (mg L-1) en el agua lixiviada durante dos meses de crecimiento de plantas de jitomate.
| Factor | Días después del trasplante (ddt) | |||||
| 10 | 20 | 30 | 40 | 50 | 60 | |
| Sustrato: | ||||||
| Aserrín solo | 142 b | 187 b | 220 b | 251 b | 272 b | 299 b |
| Aserrín/tezontle fino† | 158 ab | 180 bc | 265 a | 384 a | 333 a | 354 a |
| Aserrín/tezontle mediano ‡ | 168 a | 207 a | 225 b | 242 b | 256 bc | 269 c |
| Aserrín/tezontle grueso § | 134 b | 174 c | 227 b | 226 c | 245 c | 294 b |
| DNHS | 19.80 | 7.56 | 21.42 | 18.10 | 17.3 | 17.8 |
| CE (dS m-1): | ||||||
| 2 (175 mg L-1 de N) | 67 c | 83 c | 95 c | 110 c | 134 c | 149 c |
| 3 (308 mg L-1 de N) | 147 b | 175 b | 229 b | 244 b | 266 b | 320 b |
| 4 (448 mg L-1 de N) | 139 a | 302 a | 379 a | 415 a | 450 a | 443 a |
| DMSH | 17.6 | 15.9 | 16.80 | 16.3 | 15.7 | 16.2 |
Medias de columna con la misma letra, no son diferentes estadísticamente (Tukey P ≤ 0.05). Diámetro de partículas: ≤ 3†, 3-6‡, 6-12§ mm. DMSH = diferencia mínima significativa honesta.
Cuadro 4: Efecto del sustrato y de la conductividad eléctrica (CE) de la solución nutritiva sobre la concentración de fósforo (mg L-1) en el agua lixiviada durante dos meses de crecimiento de plantas de jitomate.
| Factor | Días después del trasplante (ddt) | |||||
| 10 | 20 | 30 | 40 | 50 | 60 | |
| Sustrato: | ||||||
| Aserrín | 2.1 a | 9.8 ab | 17.2 b | 26.6 b | 35.8 b | 52.2 b |
| Aserrín/tezontle fino † | 1.7 a | 9.1 a | 18.3 ab | 28.1 b | 36.2 b | 54.2 b |
| Aserrín/tezontle mediano ‡ | 1.6 a | 8.3 b | 17.7 ab | 28.2 b | 43.5 a | 64.4 a |
| Aserrín/tezontle grueso § | 1.8 a | 11.1 a | 23.4 a | 33.2 a | 42.5 ab | 60.8 a |
| DNHS | 2.11 | 1.65 | 5.76 | 3.96 | 7.1 | 6.25 |
| CE (dS m-1): | ||||||
| 2 (46 mg L-1 de P) | 1.7 a | 7.4 c | 13.3 b | 18.6 c | 30.3 c | 42.5 c |
| 3 (62 mg L-1 de P) | 1.8 a | 9.9 b | 20.8 a | 32.3 b | 38.8 b | 47.6 b |
| 4 (93 mg L-1 de P) | 2.1 a | 11.5 a | 23.5 a | 36.2 a | 49.5 a | 83.5 a |
| DMSH | 1.64 | 1.29 | 4.51 | 3.11 | 5.53 | 4.90 |
Medias de columna con la misma letra, no son diferentes estadísticamente (Tukey P ≤ 0.05). Diámetro de partículas: ≤ 3†, 3-6‡, 6-12§ mm. DMSH = diferencia mínima significativa honesta.
Efecto de la conductividad eléctrica (CE) de la solución nutritiva en la concentración de nutrimentos en el agua lixiviada
En los Cuadros 3, 4, 5 y 6 se muestra el efecto de la CE en la concentración de N, P, K y Ca en el agua lixiviada. En general, se observa que los riegos con la solución nutritiva con la CE más alta (4 dS m-1), se asoció con la concentración más alta de nutrimentos en el agua lixiviada en cada fecha de muestreo, excepto N a los 10 ddt; esto indica que la SN con 40 meq L-1 aporta más nutrimentos que los absorbidos por la planta y los inmovilizados por los microrganismos o retenidos por el sustrato (Silber, 2008).
Cuadro 5: Efecto del sustrato y de la conductividad eléctrica (CE) de la solución nutritiva sobre la concentración de potasio (mg L-1) en el agua lixiviada durante dos meses de crecimiento de plantas de jitomate
| Factor | Días después del trasplante (ddt) | |||||
| 10 | 20 | 30 | 40 | 50 | 60 | |
| Sustrato: | ||||||
| Aserrín | 434 a | 373 a | 365 a | 358 b | 373 b | 426 a |
| Aserrín/tezontle fino † | 397 b | 380 a | 351 a | 392 ab | 364 b | 422 a |
| Aserrín/tezontle mediano ‡ | 362 c | 360 a | 368 a | 377 ab | 416 a | 460 a |
| Aserrín/tezontle grueso § | 398 b | 374 a | 386 a | 396 a | 421 a | 438 a |
| DNHS | 25.74 | 21.80 | 38.50 | 32.80 | 32.70 | 42.90 |
| CE (dS m-1): | ||||||
| 2 (273 mg L-1 de K) | 286 c | 285 c | 276 c | 269 c | 307 c | 340 c |
| 3 (383 mg L-1 de K) | 366 b | 359 b | 370 b | 381 b | 402 b | 425 b |
| 4 (531 mg L-1 de K) | 541 a | 472 a | 457 a | 493 a | 494 a | 543 a |
| DMSH | 12.40 | 19.30 | 16.6 | 20.10 | 17.80 | 18.1 |
Medias de columna con la misma letra, no son diferentes estadísticamente (Tukey P ≤ 0.05). Diámetro de partículas: ≤ 3†, 3-6‡, 6-12§ mm. DMSH = diferencia mínima significativa honesta.
Cuadro 6: Efecto del sustrato y de la conductividad eléctrica (EC) de la solución nutritiva sobre la concentración de calcio (mg L-1) en el agua lixiviada durante dos meses de crecimiento de plantas de jitomate.
| Factor | Días después del trasplante (ddt) | |||||
| 10 | 20 | 30 | 40 | 50 | 60 | |
| Sustrato: | ||||||
| Aserrín | 62 b | 89 b | 134 c | 215 b | 206 c | 226 d |
| Aserrín/tezontle fino † | 71 b | 73 c | 183 a | 288 a | 322 a | 369 a |
| Aserrín/tezontle mediano ‡ | 111 a | 109 a | 165 ab | 219 b | 251 b | 282 b |
| Aserrín/tezontle grueso § | 77 b | 116 a | 153 bc | 195 c | 217 c | 240 c |
| DNHS | 17.3 | 7.30 | 25.30 | 12.60 | 25.20 | 10.70 |
| CE (dS m-1): | ||||||
| 2 (170 mg L-1 de Ca) | 43 c | 72 c | 112 c | 146 c | 161 c | 176 c |
| 3 (252 mg L-1 de Ca) | 71 b | 93 b | 153 b | 217 b | 222 b | 245 b |
| 4 (352 mg L-1 de Ca) | 126 a | 126 a | 211 a | 325 a | 364 a | 417 a |
| DMSH | 5.7 | 6.10 | 19.80 | 9.80 | 19.80 | 18.40 |
Medias de columna con la misma letra, no son diferentes estadísticamente (Tukey P ≤ 0.05). Diámetro de partículas: ≤ 3?, 3-6‡, 6-12§ mm. DMSH = diferencia mínima significativa honesta.
Variación del pH en el agua lixiviada. En la Figura 5 se observa que partiendo de un pH de 6 de la SN, hubo un aumento gradual en el pH del agua lixiviada durante las tres primeras semanas, alcanzando valores hasta 8.6. Del día 21 al 45 hubo un período de estabilización, pero posterior a ello, el pH disminuyó hasta valores de 6.6 a 7.4 entre los diferentes tratamientos. En general, no hubo diferencia significativa de pH entre tratamientos durante los primeros 45 ddt, pero posteriormente los tratamientos con mayor CE (4 dS m-1) presentaron los valores más bajos de pH, mientras que la menor CE (2 dS m-1) generó poca variación en pH del agua lixiviada. La disminución del pH durante la descomposición inicial de los residuos orgánicos se atribuye al consumo de H+ para formar amoniaco (NH3) y amonio (NH4 +) (Handreck y Black, 2005), pero posteriormente durante la nitrificación (formación de NO3 -) se liberan todos los H+ y el pH disminuye (Somerville et al., 2014).
Figure 5: Variación del pH en el lixiviado de diferentes sustratos regado con solución nutritiva con diferente conductividad eléctrica (dS m-1) durante 87 días después del trasplante de plantas de jitomate. A = aserrín; A/TF = aserrín/tezontle fino (≤ 3 mm); A/TM = aserrín/tezontle mediano (3-6 mm); A/TG = aserrín/tezontle grueso (6-12 mm). 2, 3, 4 conductividad eléctrica (dS m-1).
Variación de la conductividad eléctrica (CE) en el agua lixiviada. La disminución significativa en la CE del agua lixiviada en el período inicial en todos los tratamientos, indica una alta tasa de inmovilización de nutrimentos por la población microbiana (Brady y Weil, 2002; Havlin et al., 2005). Después de eso hubo un aumento gradual durante los primeros 21 ddt alcanzando valores de hasta 2, 3 y 3.5 dS m-1 para las soluciones de 20, 30 y 40 meq L-1, respectivamente. A partir de los 21 ddt, la CE varió de 2 a 2.5, de 2.5 a 3, y de 3 a 4 dS m-1 cuando se utilizaron SN de 20, 30, y 40 meq L-1, respectivamente. En general, cuanto mayor fue la concentración de la SN, mayor fue la CE del agua lixiviada, observándose mayor CE en la mezcla aserrín/tezontle fino, especialmente cuando la solución nutritiva contenía 40 meq L-1 (Figura 6).
Figura 6: Variación de la conductividad eléctrica del lixiviado de diferentes sustratos regados con soluciones nutritivas con diferente conductividad eléctrica (dS m-1) durante 87 días después del trasplante de jitomate. A = aserrín; A/TF = aserrín/tezontle fino (≤ 3 mm); A/TM = aserrín/tezontle mediano (3-6 mm); A/TG = aserrín/tezontle grueso (6-12 mm). 2, 3, 4 conductividad eléctrica (dS m-1).
Conclusiones
El aserrín de pino solo o en mezclas aserrín/tezontle 70/30 v/v con cultivo de jitomate presentaron inmovilización neta de N y retención de P y Ca en el sustrato durante los primeros 60 días después del trasplante (ddt) al aplicar una solución nutritiva de 2 dS m-1, mientras que las soluciones nutritivas de 3 y 4 dS m-1 suministraron la demanda de estos nutrimentos, a partir de los 40 y 30 ddt, respectivamente.
La concentración de K en la solución del sustrato fue directamente proporcional a la concentración de este nutrimento en las soluciones nutritivas aportadas, no se encontraron evidencias de inmovilización de K por los microrganismos, pero hubo una ligera retención por el sustrato en los primeros 30 ddt. El aserrín de pino solo o en mezclas aserrín/tezontle 70/30 (v/v) sin compostaje, constituye un sustrato adecuado para cultivo de jitomate si se aplica una solución nutritiva con la concentración de N, P, K y Ca que cubra la demanda de la planta y los requerimientos de inmovilización o retención por el sustrato durante 60 ddt, lo que se satisfizo con 30 y 40 meq L-1 (3 y 4 dS m-1) considerando el equilibrio nutrimental de la solución nutritiva universal de Steiner.
