Muestreo de glóquidas

Se recolectaron aproximadamente 20 kg de glóquidas derivadas de la producción de 12 ha de tuna blanca de la variedad Burrona en el taller de beneficiado de productores de la comunidad San Felipe Teotitlán, Nopaltepec, Estado de México (19º 47´ 51.05´´ N y 98º 40´ 47.95´´ O); otra cantidad similar de muestra se obtuvo en el centro de acopio de la comunidad San Sebastián Villanueva, Acatzingo de Hidalgo, Puebla, México (19º 3´ 28.14´´ N y 97º 43´ 9.79´´ O), derivada de la producción de 16 ha de la variedad Cristalina.

Pretratamiento de muestras

Las muestras se homogeneizaron manualmente y de cada una se separó una submuestra de aproximadamente 500 g. A las submuestras se les retiró pajas o sólidos ajenos a las estructuras, se lavaron con agua de grifo y se secaron en estufa a 60 ºC. Las muestras deshidratadas se trituraron hasta que las partículas pasaron por malla número 40 y se homogeneizaron en un agitador de acción recíproca a 220 rpm durante 30 min.

Cuantificación de betalaínas totales

La extracción y cuantificación de betalaínas se efectuó con el método descrito por ^{García-Cruz et al. (2012)}, a partir de 0.5 g de glóquidas deshidratadas; se adicionaron 10 mL de metanol en agua (80:20 v/v), se cubrieron y mantuvieron en un agitador magnético durante 60 min, luego se centrifugaron en una centrífuga (5804R, Eppendorf, Barkhausenweg, Hamburgo, Alemania) a 5000 rpm por 10 min. La absorbancia del sobrenadante se determinó a 483 y 538 nm para cuantificar betaxantinas y betacianinas, respectivamente, en un espectrofotómetro UV-visible (Genesys 10UV, Thermo Fisher Scientific, Waltham, Massachusetts, EUA). La concentración de betalaínas totales se calculó con la siguiente ecuación ^{(Castellanos-Santiago y Yahia, 2008)}:

Donde, B: contenido de betacianinas o betaxantinas (mg·100g^-1), A: absorbancia a 538 nm o a 483 nm, FD: factor de dilución, PM: peso molecular de betanina (550 g·mol^-1) o indicaxantina (308 g·mol^-1), V: volumen total del extracto, ε: coeficiente de extinción molar para betanina (60,000 L mol^-1 cm^-1) o indicaxantina (48,000 L mol^-1 cm^-1) y L: longitud de la celda (cm).

Cuantificación de flavonoides totales

Para esta determinación se utilizó el método colorimétrico propuesto por ^{Bakar et al. (2009)}. Los flavonoides se obtuvieron de 0.5 g de muestra, a los que se adicionaron 10 mL de etanol 96 % y se agitó durante 60 min a temperatura ambiente del laboratorio. Las muestras se mantuvieron 8 h en reposo a 4 °C, seguido de agitación por 30 min y posterior centrifugación a 5000 rpm por 5 min; 300 µL del sobrenadante se colocaron en viales ámbar. A esta muestra, al blanco (etanol 96 %) y a los estándares se adicionaron 2.25 mL de agua destilada y 150 µL de nitrito de sodio 5 % (en agua, p:v), se dejaron en reposo durante 6 min; posteriormente, se agregaron 300 µL de solución de cloruro de aluminio 10 % y reposaron durante 5 min; se añadió 1 mL de hidróxido de sodio 1 M, se homogeneizaron manualmente y se midió la absorbancia a 510 nm. Las concentraciones se determinaron a partir de una curva estándar con quercetina (Sigma-Aldrich). Esta última se preparó a partir de una solución de 520 µg g^-1 de quercetina y concentraciones de 16, 34, 51, 69, 86, 105, 116, 136 y 155 µg g^-1.

Cuantificación de fenoles totales

Los fenoles totales en las glóquidas se cuantificaron con el método espectrofotométrico, que incluye reactivo Folin Ciocalteu como agente oxidante ^{(Koch et al., 2015)}. La extracción de fenoles y polifenoles se realizó conforme a lo descrito en el apartado de betalaínas totales. El complejo colorido para muestras y estándares se desarrolló con 40 µL del extracto y el blanco fue metanol 80 % en agua. A viales ámbar con las muestras se añadieron 1.65 mL de agua destilada, 100 µL de solución Folin-Ciocalteu 1 N y se dejaron reposar durante 3 min; se agregaron 300 µL de carbonato de sodio 20 %, se homogeneizaron, reposaron durante 60 min y se determinó la absorbancia a 765 nm. La concentración se calculó a partir de una curva estándar de ácido gálico (AEG; Sigma-Aldrich), ésta se obtuvo a partir de una concentración de 498 µg·g^-1 y concentraciones de 55, 108, 160, 208, 258, 313, 360 y 405 (µg·g^-1) de ácido gálico.

Cuantificación de pectinas totales

La concentración de pectinas se cuantificó como ácido galacturónico (A-GAL), con grados de polimerización diverso, conforme al método espectrofotométrico propuesto por ^{Aviña et al. (2016)}. A 0.5 g de muestra se le adicionaron 15 mL de etanol, se agitó por 30 min, se desechó el sobrenadante y se repitió este lavado. La muestra se secó hasta peso constante. A 5 mg se agregó 1 mL de ácido sulfúrico concentrado y se aplicó reposo durante 1 min, se añadieron 500 µL de agua destilada, se agitó durante 5 min, se agregaron otros 500 µL de agua destilada y se agitó durante 30 min adicionales. Las muestras se centrifugaron a 3800 rpm durante 10 min, se filtraron en papel (filtración lenta) y se mantuvieron en refrigeración hasta su cuantificación. El complejo colorido se obtuvo en alícuotas de 1 mL del extracto (por duplicado) más 6 mL de tetraborato de sodio (0.0125 M) disuelto en ácido sulfúrico. Las muestras se colocaron en baño maría a 100 ± 2 °C durante 5 min y se enfriaron inmediatamente en baño con hielo, se adicionaron 100 µL de m-hidroxibifenilo 0.15 % disuelto en una solución de hidróxido de sodio 0.5 %. Para el duplicado de la alícuota se usaron 100 µL de hidróxido de sodio 0.5 %. Las mezclas se homogeneizaron y después de 15 min se obtuvo la lectura de absorbancia a 520 nm en un espectrofotómetro de arreglo de diodos 8453 (Agilent Technologies, Holding, Alemania). La cuantificación se hizo mediante una curva estándar de ácido galacturónico, obtenida a partir de una solución con concentración de 1171 µg·mL^-1 y valores evaluados de 5, 10, 20, 30, 40, 50 y 60 µg mL^-1 de A-GAL.

Para la determinación de los componentes fitoquímicos, las muestras físicas se trabajaron por triplicado, excepto para pectina totales, donde se emplearon cinco repeticiones y cada determinación se analizó por duplicado. Se calcularon medias y desviación estándar para cada variable.

Contenido de betalaínas totales

La concentración de betalainas totales (BT) fluctuó entre 16.2 mg·100 g^-1 en la variedad Cristalina y 20.6 mg·100 g^-1 en la variedad Burrona. La concentración de betaxantinas (BX) y betacianinas (BC) fueron similares en Cristalina; en contraste, las BC en Burrona fueron casi tres veces más que BX (Cuadro 1).

Las betalainas son pigmentos nitrogenados altamente solubles en agua, y usualmente se alojan en las vacuolas de las plantas ^{(Esquivel y Araya, 2012)}. Las BC se asocian con coloraciones rojo-violeta mientras que las BX con coloraciones amarillas ^{(García-Cruz et al., 2012)}. Estos pigmentos en las glóquidas se liberaron al medio acuoso y generaron coloraciones rojizas. Los extractos de las glóquidas desprendieron BC en proporción mayor en la variedad Burrona (Cuadro 1).

Los contenidos de BT en las glóquidas de ambas variedades son comparables con los referidos en otros tejidos, de los que se extraen como antioxidante, como el fruto de pitahaya roja (Hylocereus polyrhizus) con 10.3 ± 0.2 mg·100g^{-1(Wu et al., 2006)}, las tunas de los cultivares Ruby Reyna y Moradilla 2 (O. albicarpa) con 13.6 ± 0.5 y 14.5 ± 0.2 mg·100 g^{-1(Aquino et al., 2012)}, semillas de quinua roja (Chenopodium quinoa Willd.) y Amaranthus caudatus con 1.9 mg·100 g^{-1(Abderrahim et al., 2015}; ^{Repo-Carrasco-Valencia et al., 2010)}. Estos resultados indican que las glóquidas podrían comercializarse para la industria de pigmentos naturales y sustancias antioxidantes.

Contenido de flavonoides totales

La concentración de flavonoides totales fue similar en las variedades (Cuadro 1). Esos valores son superiores a los reportados en brócoli (Brassica oleracea) con 3.5 mg·100 g, té verde (Camellia sinensis) y té negro (Camellia sinensis) con 1.4 y 1.7 mg·100 g^-1, vino tinto (0.8 mg·100 g^-1), manzana (Malus domestica) con 3.6 mg·100 g^-1, fresas (Fragaria x ananassa) con 0.6 mg·100 g^-1, cebolla (Allium cepa) con 34 mg·100 g^{-1(Jaisankar, 2014)}, cereza (Prunus cerasus) 1.5 mg·100 g^-1 y moringa (Moringa oleifera) con 6.8 mg·100 g^{-1(Jaganath y Crozier, 2010)}, esta última es reconocida como un antioxidante potente. Con base en esta información, las glóquidas resultantes del beneficiado de la tuna pueden ser materia prima para la industria farmacéutica y nutricional.

La quercetina es el flavonoide antioxidante más importante, pues su potencial es cinco veces mayor que el de las vitaminas E y C, y su hidrosolubilidad es similar a la de la vitamina E ^{(Martínez-Flórez et al., 2002)}. Así, investigar el aprovechamiento de estos extractos de las glóquidas es relevante, ya que los flavonoides en las plantas pueden intervenir en la respuesta a la luz, en los niveles de auxinas, e incluso como sustancias antifúngicas ^{(Escamilla et al., 2009)}.

Contenido de fenoles totales

La variedad Burrona exhibió concentración 11 % mayor de AEG comparada con Cristalina (Cuadro 1). La concentración de AEG en ambas variedades fue mayor a la de frutos con importancia económica como pitahaya roja (S. griseus) con 42.4 o 166.5 mg AEG·100 g^{-1(García-Cruz et al., 2012}; ^{Wu et al., 2006)}, quinoa negra (142.3 mg AEG·100 g^-1) y quinoa pasankalla (108.9 mg AEG·100 g^-1) ^{(Vidaurre-Ruiz et al., 2017)}, quinoa real rosado (250 mg AEG·100 g^-1) y quinoa panela (327 mg AEG·100 g^-1) ^{(Abderrahim et al., 2015)} . La concentración de fenoles totales en las glóquidas es comparable con la de arándano rojo (Vaccinium macrocarpon) deshidratado con 391.7 mg AEG·100 g^{-1(Anticona et al., 2016)}, por lo que las propiedades reductoras de las glóquidas pueden ser equivalentes a las de ciertos frutos identificados como ricos en antioxidantes y coadyuvantes en la prevención de enfermedades relacionadas con el estrés oxidativo ^{(Ovaskainen et al., 2008)}, lo que confirma la posibilidad de agregar valor a las glóquidas, subproducto que hasta este momento se desecha. Futuras investigaciones podrían ser dirigidas al aprovechamiento de este material y su extracción óptima para uso comercial.

Contenido de pectinas totales

La concentración de pectinas en la variead Burrona fue más del triple que en Cristalina (Cuadro 1). La diferencia podría deberse a que la laminilla media rica en pectatos tiene menor grosor en Cristalina. Al respecto, la presencia y abundancia de los componentes de la matriz extracelular depende del cultivar, disponibilidad de nutrientes, humedad, luz solar y de la temperatura (Marín-Campos, 2022; Com. Pers.)¹. La concentración de pectinas en ambas variedades fue menor que la de pulpa de pepino holandés (Cucumis sativus) con 168.9 mg A-GAL·100 g^{-1(Aviña et al., 2016)} y cáscara de cítricos (800-1400 mg A-GAL·100 g^-1), esta última considerada como la más rica en ácido galacturónico ^{(Gómez et al., 2016)} e importante en las industria farmacéutica y agroindustrial; las pectinas de cáscara de cítricos son empleadas como comprimidos matriciales, geles, agentes anti cancerígenos, cubiertas encapsulantes, aglutinantes, probióticos y otros ^{(Mamani et al., 2012)}. Las glóquidas de la tuna podrían aportar 15 % de pectina con respecto a la pectina cítrica. El estado de cristalinidad de su celulosa y hemicelulosa dificultan la exposición de la laminilla media de la pared celular rica en pectatos de calcio ^{(Ulloa-Leitón et al., 2021)}.

El ácido galacturónico polimerizado en poligalacturónidos ha sido descrito como moléculas promotoras de mecanismos reguladores de procesos metabólicos relacionados con el crecimiento, desarrollo y la maduración de las plantas, así como en procesos genotípicos durante su organogénesis ^{(Gómez et al., 2013)}, por lo que es posible que los extractos de las glóquidas tengan uso potencial agronómico por su efecto bioestimulador en cultivos hortícolas.