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Introducción
El color y el calibre del fruto son características importantes de la baya en cuanto a calidad se refiere para la comercialización y exportación de la uva de mesa (Vitis vinifera L.). En el desierto de Sonora, las variedades de uvas rojas como “Flame Seedless” presentan alteraciones en el color y un porcentaje alto de bayas que no cumplen con los calibres requeridos. Estas alteraciones se deben principalmente al efecto de la luminosidad y la temperatura sobre las bayas (Boss y Davies, 2009; Movahed et al., 2016).
Para mejorar el color y en algunos casos el tamaño de las bayas, se han implementado prácticas como el anillado (Crupi et al., 2016), aclareo (Kaur et al., 2013) y sombreado de racimos (Leguizamón et al., 2008) pero con resultados inciertos. Una alternativa ha sido el uso de reguladores del crecimiento como el ácido giberélico destinados a aumentar el tamaño de la baya resultando en la inhibición del color (Ferrara et al., 2013); en cambio liberadores de etileno como el etephon (Hueso, 2012) o ácido abscísico (Deluc et al., 2009; Alenazi et al., 2019) mejoraron el color de la cáscara, debido a que estos compuestos regulan parcialmente la síntesis y acumulación de antocianinas, sin afectar el contenido de azúcar y acidez. A pesar de su eficacia, se han observado afectaciones en firmeza de la baya reduciendo su calidad y vida de anaquel (Peppi et al., 2006); además con el inconveniente del costo y la residualidad que puede superar los niveles máximos permitidos (Báez-Sañudo et al., 2021).
Otros biorreguladores, como el ácido salicílico actúan incrementando la concentración de ácidos fenólicos (Habibi, 2017), mejora el color en cereza (Giménez et al., 2014; Miranda et al., 2020) y uva cv. Sahebi (Oraei et al., 2019), debido a la activación de la enzima fenilalanina amonialiasa (PAL), involucrada en la biosíntesis de antocianinas. Por otro lado, una indolamina como melatonina (N-acetil-5-metoxitriptamina) induce la biosíntesis de flavonoides y antocianinas en diversas especies vegetales (Sun et al., 2016; Zhang et al., 2016; Aghdam y Fard, 2017; Arnao y Hérnandez, 2019).
Otra asignatura pendiente en la uva es el efecto de los reguladores aplicados exógenamente para estimular el color sobre la cutícula. Dado que estos se encargan de controlar diversos procesos fisiológicos como el crecimiento de las bayas (Janda et al., 2014), es precisamente en el envero el momento crítico para estimular el desarrollo de color y engorde del fruto ya que las clorofilas se degradan, seguido de la biosíntesis de antocianinas (Seymour et al., 2013) y la expansión celular junto a los cambios cuticulares de las bayas (Carbonell-Bejerano y Martínez-Zapater, 2013).
La cutícula es una barrera permeable que posee ceras encargadas de reducir la permeabilidad de la cutícula del fruto (Tafolla et al., 2013), estas ceras regulan el intercambio de gases e intervienen en la integridad del fruto y vida postcosecha (Trivedi et al., 2019). Las ceras epicuticulares en las bayas aumentan durante las primeras fases de crecimiento y decrecen al madurar, la cutícula se adelgaza a medida que el tamaño de la baya aumenta, provocando micro y macropartiduras que hacen susceptible al fruto a factores bióticos y abióticos (Pensec et al., 2014).
Los estudios con biorreguladores se han enfocado principalmente en mejorar el color, pero escasamente a los cambios en la cutícula de las bayas, por lo que se propone evaluar el efecto de la aplicación precosecha de tratamientos con Ethrel, ácido salicílico y melatonina, sobre los cambios en tamaño, color y de cutícula en las bayas de uva de mesa “Flame Seedless”.
Materiales y métodos
Material experimental y tratamientos
Para este estudio se utilizaron plantas de uva de mesa (V. vinifera L.) “Flame Seedless” de 8 años de edad, provenientes de un viñedo ubicado en Sonora, México (29°21’51”LN y 110°57’08”LO). Los tratamientos fueron aplicados por aspersión directa a los racimos de 5 plantas/tratamiento a los 60 días después de plena floración (ddpf) durante la etapa de envero. Los tratamientos fueron: Testigo (TEST), ETH1 (EthrelMR 240, Bayer, Alemania), ETH2, ácido salicílico (Fagalab, México), melatonina (Sigma, USA), mezcla de ETH2+AS, ETH2+Mel, y AS+Mel (Tabla 1) a todas las mezclas se le añadió 2 mL L-1 de surfactante (Tween 80, Fagalab, México).
Table 1: Treatments.
| Tratamiento | Composición | No. Aplicaciones |
| TEST | Testigo | 0 |
| ETH1 | Ethrel a 100 µL L-1 | 3 |
| ETH2 | Ethrel a 250 µL L-1 | 1 |
| AS | Ácido Salicílico a 100 µL L-1 | 1 |
| MEL | Melatonina a 25 µL L-1 | 1 |
| ETH2+AS | 1:1 mezcla de tratamiento ETH2+AS | 1 |
| ETH2+MEL | 1:1 mezcla de tratamiento ETH2+MEL | 1 |
| AS+MEL | 1:1 mezcla de tratamiento AS+MEL | 1 |
Muestreo y análisis estadístico
A los 74 ddpf se cosecharon 15 racimos/tratamiento en madurez de consumo. El experimento se analizó con un diseño completamente al azar considerando ocho tratamientos, el número de repeticiones utilizados dependió de cada variable analizada dada la naturaleza de la técnica y la representatividad poblacional (las bayas se tomaron de tres estratos del racimo: basal, medio y apical). Para variables de diámetro y peso fueron 5 repeticiones con 20 bayas; para la variable de color se utilizaron 16 bayas con dos mediciones por baya. El número de repeticiones de las variables: antocianinas, contenido de ceras epi e intracuticulares, así como peso, permeabilidad y grosor de la cutícula se especifican en la metodología empleada descritas más adelante. La prueba de comparación de medias se realizó por el método Tukey (P ≤ 0.05), utilizando el paquete estadístico SAS Versión 9.3 (2012).
Determinación de diámetro y peso de bayas
En 100 bayas tomadas al azar de los 15 racimos cosechados por tratamiento se pesaron individualmente en una balanza digital en g (DENVER Instruments, XP-3000, Colorado, EUA), se midió el diámetro polar (DP) y ecuatorial (DE) en mm con un vernier digital TWIN-cal (IP67, Renens, Suiza), y se obtuvo la relación DP/DE para determinar la forma de las uvas.
Determinación de color
Se midió el color con un colorímetro Minolta (CR-300, Nueva Jersey, EUA) en 20 bayas (dos puntos/baya), con los valores de L*, a* y b* se calculó el tono de color (croma = (a*2 + b*2)1/2 y el ángulo de matiz (°hue = arcotangente (b*/a*)). El índice específico para bayas de color rojo (color index for red grapes, CIRG por sus siglas en inglés) se calculó con la ecuación CIRG = 180-hue/ (L* + croma) (Carreño et al., 1995).
Determinación de antocianinas
El contenido de antocianinas se determinó en 5 repeticiones y cada repetición lo conformaron la cantidad de círculos de cáscara para obtener 1 g de muestra de las bayas a las que se les midió el color, de acuerdo con el método descrito por Peppi et al. (2004) y Xu et al. (2018), con ligeras modificaciones. Los círculos de 14 mm de diámetro de cáscara se trituraron en un mortero frío con 10 mL de metanol con HCl al 1 % (v/v) enfriado (-20 °C). Posteriormente, los extractos se colocaron en un baño ultrasónico (Branson 3510, Danbury, EUA) por 3 min en oscuridad a temperatura ambiente y una frecuencia de 45 KHz. La solución se filtró y se analizó en un espectrofotómetro (Hach DR5000, Alemania) a 530 y 657 nm. La unidad relativa se calculó mediante la fórmula ΔD = A530 - 0.25 × A657, donde A es la absorbancia registrada. Para el cálculo se utilizó el peso molecular (PM 449.2) y la absorbancia molar (ε 26900) de la antocianina mayoritaria (Cianidina 3 glucósido). El contenido de antocianinas se expresó como antocianinas totales por unidad de área del fruto (mg cm-2).
Extracción y cuantificación de ceras epicuticulares
En otro grupo de 100 bayas cortadas de los 15 racimos, se tomaron 10 bayas por repetición al azar y 10 repeticiones, se sumergieron en 100 mL de cloroformo (FagaLab, Sinaloa, México) se colocaron 10 bayas seleccionadas al azar a 45 °C durante 1 min en baño de agua, filtrando el líquido en papel Whatman No. 1 y depositado en vasos de precipitado tarados, la solución se evaporó hasta un volumen final de 5 mL bajo una campana de extracción (Labconco, EUA). Posteriormente, los vasos con la solución se colocaron en una estufa de convección (VWR 1320, Oregon, EUA) a 55 °C durante 12 h hasta sequedad y enfriando a temperatura ambiente dentro de un desecador. El residuo seco se pesó en una balanza analítica (Mettler AE240, Ohio, EUA). Este peso representa las ceras epicuticulares totales. El área de la cutícula se calculó multiplicando el número de bayas utilizadas por el área promedio de cutícula de cada baya (previamente determinada) y ajustadas a la unidad (Riederer y Schneider, 1990) y se expresó en mg de cera por unidad de área (mg cm-2).
Extracción, peso, permeabilidad y grosor de la cutícula
La extracción se realizó siguiendo la metodología propuesta por Freeman et al. (1979) y Schönerr y Riederer (1986) con pequeñas modificaciones. En 20 círculos de 14 mm Diámetro de epicarpio de 10 bayas agrupadas en 4 grupos como repetición y cada grupo constó de 5 círculos, los cuales se incubaron 24 h en una disolución de 10 mL de ZnCl2 con HCl concentrado (J.T. Baker, Madrid, España) (1 g: 1.7 mL p/v), agitando ligeramente.
Posteriormente, las cutículas aisladas se lavaron tres veces con agua ultrapura y se transfirieron a una solución de ácido bórico (H3BO3) al 2 % (Sigma, Missouri, EUA) durante 8 h, agitando ocasionalmente para eliminar materia orgánica, ya lavadas se colocaron en solución de H3BO3 al 2 % hasta su uso. Un nuevo lavado se realizó previo a pesarlas en charolas de aluminio taradas. Las cutículas se secaron en estufa de convección a 55 °C durante 30 min. El peso seco representa la cantidad de cutícula del fruto y se ajustó a mg cm-2.
Para evaluar la permeabilidad y grosor de las cutículas se utilizó la técnica propuesta por Geyer y Schönherr (1990) y modificada por Báez-Sañudo et al. (1993). En 16 cutículas previamente extraídas se fijaron con silicona cubriendo orificios de 0.38 cm2 sobre 4 láminas (4 repeticiones) de teflón horadadas con 4 espacios en cada lámina, las láminas se montaron en cajas Petri plásticas de 5 cm de diámetro con 5 mL de agua ultrapura. Se registró el peso del sistema en la microbalanza. Luego, los triplicados se incubaron a temperatura ambiente (25 °C), registrando el peso cada dos horas durante 8 h (0.1 % del peso inicial). Los resultados se expresaron como mg de vapor de agua perdido por cm2 de cutícula expuesta (mg de H2O cm-2).
El grosor de la cutícula se determinó con la técnica propuesta por Báez-Sañudo et al. (1993). Seis círculos de cutícula de 3 bayas por tratamiento lavadas con agua ultrapura fueron colocados en charolas de aluminio, secados en estufa de convección a 55 °C durante 10 min. El grosor (μm) se midió con un micrómetro digital (Mitutoyo PK-0505, Tokyo, Japón) calibrado.
Extracción y cuantificación de ceras intracuticulares
Para la extracción de las ceras intracuticulares se emplearon 16 círculos de 8 bayas colocadas en vasos con cloroformo (≥ 200 μL por cm2 de cutícula), se incubaron en un baño de agua a 80 °C durante 2 min. El cloroformo se filtró en papel Whatman No. 1 y transferidos a tubos de vidrio prepesados. Posteriormente, los tubos se colocaron en una estufa de convección a 55 °C hasta sequedad. Al residuo se le determinó el peso seco en una balanza analítica. La cantidad total de ceras intracuticulares se obtuvo mediante el peso del residuo seco y se expresó como mg por unidad de área de cutícula expuesta (mg cm-2) (Riederer y Schneider, 1990).
Resultados y discusión
Peso y diámetro de bayas
El peso promedio de una uva de buena calidad es de 1.5 a 3 g (Champa et al., 2014), rango superado por cada uno de los tratamientos evaluados. Los tratamientos MEL, ETH2+MEL y AS+MEL presentaron diferencias significativas con respecto al TEST, mientras que los tratamientos a base de ETH y AS no presentaron diferencias significativas con respecto al TEST, sin embargo, en todos los casos las bayas tratadas con bioreguladores tuvieron mayor peso que las del TEST (Tabla 2). Lo anterior coincide con el aumento de peso de 6.6 % más respecto al testigo en el cultivar Merlot al aplicar 100 mg L-1 de melatonina en dos momentos del envero (Meng et al., 2015), así mismo en la variedad de uva “Zaosu” (Liu et al., 2019).
Tabla 2 Efecto de la aplicación en envero de bioreguladores sobre el peso fresco, diámetro polar, ecuatorial y relación DP/DE en “Flame Seedless”.
Table 2: Effect of veraison application of bioregulators on fresh weight, polar and equatorial diameter and DP/DE ratio “Flame Seedless” berries.
| Tratamientos | Peso fresco (g) | DP y (mm) | DE z (mm) | Relación DP/DE * * |
| TEST | 3.75a* | 19.14a | 17.54a | 1.09 |
| ETH1 | 4.55ab | 20.20ab | 18.76bc | 1.07 |
| ETH2 | 4.33ab | 20.27ab | 18.29ab | 1.10 |
| AS | 4.35ab | 20.14ab | 18.60ab | 1.08 |
| MEL | 4.75bc | 20.71bc | 19.20bc | 1.07 |
| ETH2+AS | 4.63abc | 20.61bc | 19.03bc | 1.08 |
| ETH2+MEL | 5.46c | 21.72c | 19.75c | 1.09 |
| AS+MEL | 5.14bc | 21.07bc | 19.67c | 1.07 |
*Medias con letras minúsculas iguales en la misma columna no presentan diferencias (p ≤ 0.05). yDP es diámetro polar, zDE es diámetro ecuatorial, relación **DP/DE ≥ 1 son de forma apirénica.
DP y DE muestra el mismo patrón que se observó en el peso de las bayas, debido a que los racimos tratados con MEL (20.71 mm DP y 19.20 mm DE) o en combinación ETH2+MEL (21.72 mm DP y 19.75 mm DE) y AS+MEL (21.07 mm DP y 19.67 mm DE) presentaron hasta un 10 % más que el testigo (19.14 mm DP y 17.54 DE mm, respectivamente). ETH y AS, o combinados, solo fueron mayor que testigo en un 5 % (Tabla 2).
Según la NMX-FF-026-SCFI-2006, las bayas de uva de mesa deben de presentar 19.1 mm de DE para clasificarla como categoría extra. Las bayas tratadas con MEL, ETH2+MEL, AS+MEL y ETH+AS superaron el DE mínimo requerido para la categoría extra mientras que los tratamientos TEST, ETH1, ETH2 y AS presentaron valores por debajo de este. El valor DP/DE fue cercano a 1 en todos los tratamientos, valor característico a la variedad estudiada y forma apirénica. Dado que la melatonina se considera análoga del ácido indol acético (AIA) por compartir el triptófano como componente inicial, pudo haber influido en el aumento del tamaño y peso de los frutos a través de la división y elongación celular (Fan et al., 2018).
Determinación de color
De acuerdo con la NMX-FF-026-SCFI-2006, el valor mínimo requerido de color para uvas rojas de categoría extra es de 4-5 (color rojo) en el 85 % de las bayas. En el presente estudio, las bayas no alcanzaron la coloración roja para la categoría extra. La aplicación de ETH1 alcanzó un CIRG de 2.8 (rosa), similar a las bayas tratadas con ETH2 con 2.4 (rosa) estadísticamente similares al TEST (2.2, rosa). Las bayas tratadas con ETH2+AS, AS y AS+MEL con valor CIRG de 1.2 correspondiente al color verde-amarillo (Figura 1). Los valores de CIRG de los tratamientos con ETH1 y ETH2 coinciden con el 2.83 reportado por Alenazi et al. (2019), al aplicar en el envero 125 mg L-1 y a la dosis de 250 mg L-1 obtuvieron 2.90 en el cultivar Red Globe; mientras que Ochoa-Villarreal et al. (2011), con 0.5 mg mL-1 de Ethrel en el envero del cultivar Flame Seedless obtuvieron 2.95 del CIRG 15 días después de aplicado el tratamiento, por el contrario, Gámez-Elizalde et al. (2020) registraron valores de 4.2 en bayas tratadas durante el envero con Ethrel a 250 mg L-1 y 3.8 en AS a 100 mg L-1 en el cultivar Flame Seedless y evaluados 18 días después.
El valor bajo de CIRG en las bayas pudo deberse a un retraso, por un lado, en la degradación de clorofilas por efecto del tratamiento de MEL y AS (Wu et al., 2021; Yadav et al., 2022) y, por otra parte, en la disminución de la acumulación de antocianinas por la influencia de la temperatura máxima presente en el momento del experimento (≥ 37 °C) (Boss y Davies, 2009; SMN, 2021).
Contenido de antocianinas
El mayor contenido de antocianinas totales se presentó en las bayas tratadas con ETH1 y ETH2 al obtenerse un contenido total de 0.021 y 0.019 mg cm-2 respectivamente (Figura 2). Los tratados con ETH fueron estadísticamente diferentes con todos los tratamientos a excepción del TEST (0.013 mg cm-2) y ETH2+MEL (0.0125 mg cm-2); por el contrario, las bayas tratadas con AS+MEL presentaron la más baja concentración con solo 0.002 mg cm-2. Resultados similares reportaron Peppi et al. (2006) con valores de 0.017 mg cm-2, 0.015 mg cm-2 y 0.013 mg cm-2 de antocianinas cuando aplicaron antes, durante y después del envero respectivamente 250 mg L-1 de Ethrel en uva de mesa “Flame Seedless” en las diferentes etapas.
Se observó una relación directa entre el contenido de antocianinas totales con los valores CIRG dado que los tratamientos con mayor contenido tuvieron el mayor valor de CIRG. Esto mismo sucedió para los tratamientos con valores inferiores de CIRG y menor contenido de antocianinas. Como se mencionó, los frutos tratados con MEL y AS, o en combinación, pudieron recibir un estímulo distinto en el desarrollo retardando la madurez, una biosíntesis de antocianinas y degradación de las clorofilas más lenta, así como incrementando el tamaño y peso de las bayas (Wu et al., 2021; Yadav et al., 2022); comportamiento típico de frutos no climatéricos que requieren momentos específicos de aplicación como se demostró en cereza dulce (Miranda et al., 2020).
Contenido de ceras epicuticulares, ceras intracuticulares, cutícula, permeabilidad y grosor
El tratamiento TEST presentó el mayor contenido de ceras epicuticulares (0.64 mg cm-2), sin embargo, solo se observaron diferencias estadísticas entre este y los tratamientos ETH1, ETH2 y AS (0.40 mg cm-2) (Tabla 3).
Tabla 3 Efecto de la aplicación en envero de bioreguladores sobre características de la cutícula y concentración de las ceras epi e intracuticulares de las bayas “Flame Seedless”.
Table 3: Effect of veraison application of bioregulators on cuticle on characteristics and concentration of epi- and intracuticular waxes of “Flame Seedless” berries.
| Tratamientos | Ceras epicuticulares (mg cm-2) | Cutícula (mg cm-2) | Ceras intracuticulares (mg cm-2) | Permeabilidad (mg cm-2 h-1) | Grosor (μm) |
| TEST | 0.64b* | 0.23a | 0.32a | 3.62a | 0.073a |
| ETH1 | 0.40a | 0.28ab | 0.46a | 3.92a | 0.085a |
| ETH2 | 0.40a | 0.32b | 0.47a | 3.68a | 0.082a |
| AS | 0.40a | 0.31b | 0.60a | 3.84a | 0.083a |
| MEL | 0.53ab | 0.31b | 0.50a | 4.09a | 0.088a |
| ETH2+AS | 0.51ab | 0.27ab | 0.51a | 4.31a | 0.075a |
| ETH2+MEL | 0.44ab | 0.27ab | 0.48a | 3.95a | 0.080a |
| AS+MEL | 0.52ab | 0.26ab | 0.35a | 4.64a | 0.078a |
*Medias con letras minúsculas iguales en la misma columna no presentan diferencias (p ≤ 0.05).
Por el contrario, el contenido de ceras intracuticulares presentó resultados inversos a las epicuticulares dado que en TEST se obtuvieron menor contenido de estas (0.32 mg cm-2), sin que existieran diferencias significativas entre tratamientos (Tabla 3), esto pudiera ser explicado desde el punto que existen diferencial en la deposición y tipo de compuestos en ambas clases de ceras y su deposición pudiera ser asincrónica (Buschhaus y Jetter, 2011), además también pudo presentarse ligeras lixiviaciones de las ceras epicuticulares por efecto de la aplicación de las mezclas con surfactante. Los resultados coinciden con los reportados por Yang et al. (2021), que analizaron el contenido de ceras epicuticulares en la etapa de maduración de las bayas en las variedades de Kyoho, Red Globe y Moscatel de Hamburgo reportando un contenido de 342.9, 154 y 119.6 mg cm-2, respectivamente. De acuerdo con los resultados se deduce que los valores del contenido de ceras tanto epi como intracuticulares se deben a un efecto de la ontogenia del fruto (Pensec et al., 2014) y no por efecto sistémico de los tratamientos.
El peso promedio de las cutículas de las bayas tratadas con ETH2, AS y MEL fue de 0.33, 0.31, 0.31 mg cm-2 estadísticamente similares (p ≤ 0.05) con ETH2+AS, ETH2+MEL y AS+MEL, pero diferentes significativamente al TEST (0.23 mg cm-2). Los valores de permeabilidad no tuvieron diferencias significativas entre el TEST (3.62 mg cm-2 h-1) y el resto de los tratamientos aun cuando el AS + MEL alcanzó el mayor nivel (4.64 mg cm-2 h-1); debido a la no diferencia en el contenido de ceras intracuticulares (Tabla 2).
No se encontraron diferencias significativas entre los tratamientos para el grosor de la cutícula. Se ha reportado que el grosor de la cutícula está en función del estado de desarrollo y tamaño final de baya. El grosor de la cutícula se incrementa con el crecimiento y disminuye durante la maduración (Jetter et al., 2006), lo cual pudo coincidir con la aplicación de la melatonina que al retrasar la maduración e incrementar el tamaño final de las bayas, se observó un mayor grosor (Tabla 3).
Conclusiones
En el presente estudio, se observó que la aplicación comercial de Ethrel estimula la biosíntesis de antocianinas y por consecuencia el incremento del valor CIRG sin llegar al valor óptimo en la coloración roja de la uva de mesa “Flame Seedless” requerido para el mercado de exportación, bajo las condiciones del desierto de Sonora. Mientras que el efecto de la aplicación precosecha de AS, MEL y en combinación estimularon el crecimiento del fruto reflejado en un mayor peso y tamaño, generando bayas con mayor calibre y peso, pero tardío en la acumulación de antocianinas sugiriendo una menor madurez. En general, los tratamientos no afectaron las concentraciones de ceras intracuticulares, y epicuticulares ni las características de cantidad, grosor y permeabilidad de la cutícula.
