Área de estudio y muestreo

El muestreo se realizó en la comunidad de Abadiano, municipio de Jiquilpan, Michoacán, México. Sus coordenadas son Longitud: -102.872500 y Latitud: 19.991667, a una altura de 2,140 msnm. Esta localidad forma parte de una zona de transición, ya que termina la selva baja caducifolia y comienza el bosque de pino y encino. En el área de estudio predomina la siembra de maíz criollo de temporal, donde principalmente se utiliza la raza Celaya (^{Wellhausen, et al., 1951}), además, predominan las prácticas agrícolas convencionales (poca tecnificación del campo). La obtención de muestras se realizó durante la primavera (abril de 2020), en una parcela (Longitud -102.869117 y Latitud 20.016680) donde se siembra maíz de temporal y también se usa como potrero de pastoreo para ganado bovino. Con una barrena para muestreo de suelos de 2.5 cm de diámetro, se tomaron 5 muestras simples superficiales al azar (0 a 20 cm de profundidad) y se mezclaron para obtener una muestra compuesta. La muestra compuesta se llevó al Laboratorio de Biotecnología de la Licenciatura en Genómica Alimentaria (LGA) de la Universidad de La Ciénega del Estado de Michoacán de Ocampo (UCEMICH), para realizar el aislamiento y los ensayos respectivos. El análisis de suelo se realizó en el Departamento de Suelos del Laboratorio Central Universitario de la Universidad Autónoma de Chapingo (Tabla 1).

Obtención de aislados bacterianos

Para el procesamiento de las muestras en el laboratorio, se tomaron 10 g de suelo y se realizaron diluciones seriadas en agua peptonada estéril (1, 0.1 y 0.01). Se inocularon 200 µL de cada dilución por duplicado en cajas Petri (100 mm) con agar Luria Bertani (LB- 15 g de peptona de caseína, 5 g de NaCl, 5 g de extracto de levadura y 15 g de agar bacteriológico). Posteriormente, se incubaron a 37 °C durante 24 h (^{Mau et al., 2011}). Pasado el tiempo de incubación, se seleccionaron las cajas en donde hubo crecimiento bacteriano y se procedió a realizar la purificación de los aislados con base en sus características macroscópicas (tamaño, forma, borde, elevación, textura y color). Estos aislados se subcultivaron con palillos de dientes estériles, tomando una colonia y estriándola en una caja Petri (100 mm) con agar LB. Finalmente, se purificaron 40 asilados, a los cuales se les realizó la tinción de Gram (^{Casasola-Bado, 2022}) y se les asignó un código de identificación. Finalmente, se criopreservaron en glicerol a - 20 °C, para integrarlos al cepario del Laboratorio de Biotecnología-LGA-UCEMICH.

Ensayos de germinación y vigor in vitro

Se utilizaron semillas de maíz criollo mexicano, las cuales fueron donadas por el productor y dueño de la parcela muestreada y corresponden al ciclo de producción anterior (2019) que resguarda en bodega para utilizar en el ciclo de producción siguiente. Las semillas se esterilizaron en campana de flujo laminar utilizando cloro al 3 % (5 min), etanol al 70 % (5 min) y agua destilada estéril (tres lavados de 30 s c/u); se dejaron secar y, posteriormente, se llevaron a cabo las pruebas de germinación siguiendo la metodología reportada por ^{Guillen-de la Cruz et al. (2018)}, con algunas modificaciones. Se colocaron 5 semillas por caja Petri (100 mm) con agar-agar (0.9 %) y se adicionaron 20 µL, sobre cada semilla, del aislado previamente crecido a 37 °C en agitación a 1,200 rpm durante 18 h y a una concentración final de 1x10⁶ UFC/mL. Las cajas se incubaron a 28 °C y se mantuvieron en oscuridad durante 5 días. Para este ensayo se inocularon un total de 15 semillas por aislado (40 asilados) y se estableció un control de semillas sin inoculación, solamente colocadas en agar-agar. Para obtener el porcentaje de germinación, se aplicó la ecuación 1.

Ecuación 1. Porcentaje de germinación (^{Guillen-de la Cruz et al., 2018}).

Como un primer indicador de promoción del crecimiento vegetal (^{Constantino et al., 2011}), se seleccionaron los aislados que, pasado el tiempo de incubación, indujeron un porcentaje de germinación ≥ al 90 %, quedándonos con 18 de los 40 aislados. Para la evaluación de vigor, se procedió a realizar la misma metodología que para los ensayos de germinación, con la diferencia en el periodo de incubación, que se llevó hasta los 8 días. Las variables evaluadas para vigor fueron longitud del brote y de la raíz (incluido el tamaño total) y, peso seco del brote y de la raíz (incluido el peso total). Para estos ensayos, se estableció un diseño experimental completamente al azar con 19 condiciones (18 aislados y un control de semillas sin inoculación solamente colocada en agar-agar) y 15 repeticiones, para un total de 285 unidades experimentales.

Pruebas in vivo sobre la promoción del crecimiento en maíz criollo mexicano

Para las pruebas in vivo, se utilizó la metodología reportada por ^{Parra-Cota et al. (2014)} con modificaciones. Se utilizaron macetas de plástico de 0.25 L, con suelo proveniente de la zona de muestreo, previamente esterilizado (Análisis de suelo en Tabla 1), donde se sembraron tres semillas de maíz criollo por maceta (previamente desinfectadas) y se adicionó el inóculo bacteriano ajustado a una concentración final de 1x10⁶ UFC/mL. Las plantas se mantuvieron con riego (agua corriente) cada tercer día. Para estos ensayos, se estableció un diseño experimental completamente al azar con 19 condiciones (18 aislados y un control de semillas sin inoculación) y 12 repeticiones, para un total de 228 unidades experimentales. Después de 14 d se evaluaron los parámetros de longitud foliar, longitud de raíz primaria, así como el peso seco foliar y de la raíz.

Mecanismos de promoción del crecimiento vegetal

Se realizaron distintos ensayos para determinar los mecanismos de promoción del crecimiento vegetal más comunes, tanto directos como indirectos. Es importante destacar, que estos ensayos se realizaron solamente en los asilados que mostraron un porcentaje de germinación ≥ al 90 % sobre las semillas de maíz criollo mexicano.

Producción de ácido indolacético (AIA)

Para determinar la producción de AIA (una auxina) en los aislados, se usó el método colorimétrico reportado por ^{Sachdev et al. (2009)}. Primero, se realizó una curva de calibración a partir de una solución de AIA (Sigma®) (0, 5, 10, 20, 30, 40 y 50 ppm), y se mezcló con el reactivo de Salkowski (150 mL de H₂SO₄, 250 mL de H₂O destilada y 7.5 mL de FeCl₃ 0.5 M), el cual permite la oxidación de compuestos indólicos, produciendo una coloración rosa cuando la respuesta es positiva. Por otro lado, las bacterias cultivadas en caldo LB (37 °C en agitación a 120 rpm durante 18 h), se centrifugaron a 4,500 rpm durante 10 min, luego se transfirieron 500 μL de sobrenadante a un tubo de microcentrífuga de 1.5 mL para mezclarlo con 250 μL del reactivo de Salkowski. Después de 20 min de incubación en oscuridad, se tomaron 100 µL de la mezcla por triplicado y se colocaron en una microplaca de 96 pocillos para ser leídas en el espectrofotómetro a 530 nm. El nivel de producción de AIA se calculó con base en la curva de calibración de AIA y se analizaron los datos de tres experimentos independientes por triplicado.

Solubilización de fosfatos

Para estos ensayos se utilizó el agar Pikovskaya (PVK) (^{Nautiyal, 1999}), utilizando como fuente de fosfatos Ca₃(PO4)₂ (Fosfato tricálcico). Se inocularon los aislados, previamente cultivados en caldo LB e incubados a 37 ºC en agitación a 120 rpm durante 18 h, en cajas Petri (60 mm) con el agar PVK y se dejaron incubando durante 7 días a 28 ºC. Pasado el tiempo de incubación, se observó la formación de halos transparentes alrededor de las colonias bacterianas que solubilizan fosfatos y se determinó el índice de solubilización de fosfato (ISP), con base en la ecuación 2. En estos ensayos se realizaron tres réplicas independientes.

Ecuación 2. Utilizada para calcular el índice de solubilización de fosfato (ISF) y/o, el índice de producción de sideróforos (IPS) (^{Cisneros et al., 2017}).

Producción de sideróforos

La prueba de producción de sideróforos se realizó utilizando el medio cromo azul S (CAS) (^{Schwyn y Neilands, 1987}). El agar CAS se vertió en cajas Petri de 60 mm y se inocularon los aislados bacterianos, previamente crecidos en caldo LB e incubados a 37 ºC en agitación a 120 rpm durante 18 h. Los asilados inoculados sobre el medio CAS, se incubaron a 37 ºC durante 48 h y la producción de sideróforos se reportó como positiva cuando el aislado generó un halo color naranja en las UFCs. El índice de producción de sideróforos (IPS) se calculó utilizando la ecuación 2. En estos ensayos se realizaron tres réplicas independientes.

Pruebas de antagonismo sobre hongos fitopatógenos

Los ensayos de antagonismo se realizaron utilizando cepas de hongos fitopatógenos como, Fusarium sp. AUC-TZ-2, Fusarium proliferatum, Fusarium oxysporum y Fusarium sambucinum y cepas de Colletotrichum nymphaeae y Colletotrichum siamense (^{Robles-Yerena et al., 2022}; ^{Jiménez-Mejía et al., 2023}), así una cepa de Penicillium expansum, y una de Rhizopus stolonifer (^{Chavez-Díaz et al., 2019}; ^{Morales-Cedeño et al., 2021}), todos identificados a nivel molecular. Los hongos se mantuvieron en medio agar dextrosa y papa (PDA Bioxon®) y se dejaron crecer por 5 días a 28 ± 2.0 °C. Se desarrolló la técnica de enfrentamiento dual en cajas Petri de 100 mm con medio PDA, para lo cual se inoculó la bacteria (a 1 cm de distancia del hongo) en dos de los flancos del lugar donde se inoculó el hongo (crecimiento influenciado). Como control, se crecieron los hongos sin inoculación de la bacteria, a los cuales se midió el diámetro de la colonia (crecimiento libre). La ecuación 3 se utilizó para calcular el porcentaje de inhibición correspondiente. En estos ensayos se realizaron tres réplicas independientes para cada hongo.

Ecuación 3. Determinación del porcentaje de inhibición de hongos (Modificada de ^{Robles-Yerena et al., 2022}).

Análisis estadístico

Los datos muestran las medias de las réplicas experimentales ± la desviación éstandar. Para cada variable de crecimiento vegetal se realizó un ANOVA (p ≤ 0.05) y las medias de los tratamientos se compararon con la prueba de Tukey para determinar la significancia respecto al control (p ≤ 0.05).

Aislamiento de bacterias y pruebas de germinación y vigor en maíz criollo

Se lograron aislar y purificar 40 microorganismos con diferentes características macroscópicas. Al respecto, la proporción de microorganismos aislados se encuentra dentro de los rangos reportados en otros trabajos en los cuales, a partir de suelos cultivados con arroz, se aislaron e identificaron 42 bacterias (^{Florez-Márquez et al., 2017}) y en suelos donde se cultiva plátano (Musa paradisiaca), pastos (no se especifican variedades) y maíz, se aislaron 55 microrganismos (^{Lara-Mantilla et al., 2007}). La diversidad de microorganismos encontrados en la rizosfera está directamente relacionada con el manejo agrícola que se les da a las tierras de cultivo, ya que el uso excesivo de agroquímicos reduce significativamente la presencia de microorganismos benéficos en el suelo. El tipo de manejo agrícola (poca tecnificación), combinado con el manejo pecuario (incorporación de estiércol bovino) que se le da a la zona de muestreo para este estudio, pudiera estar evitando la degradación de los suelos y por ello encontramos diversidad de microorganismos. Por otra parte, en el presente estudio se identificaron 18 aislados que indujeron un porcentaje de germinación ≥ al 90 %, lo cual coincide con lo reportado por ^{Rojas-Badía et al. (2020)} quienes, al inocular semillas de maíz con diferentes cepas promotoras del crecimiento vegetal, observaron un porcentaje de germinación superior al 95 %. Al respecto, ^{García-Lemos et al. (2020)} mencionan que el AIA es un inductor de la germinación de semillas, lo cual se relaciona con los altos porcentajes de germinación, ya que 14 de los 18 asilados producen AIA (Tabla 4). Por otra parte, las BPCV con características endófitas, pueden colonizar las semillas y promover la germinación como mecanismo para realizar una transmisión o diseminación vertical de bacterias endófitas (^{Thomas y Sahu, 2021}).

En la Tabla 2, solamente se plasmaron los resultados de las pruebas de vigor (in vitro), de los asilados que mostraron inducir una germinación ≥ al 90 %; y se observó que algunos aislaron promovieron un incremento en los parámetros de peso seco del brote (27.77 % de los aislados), peso seco de la raíz (5.5 % de los aislados) y en peso seco total (27.22 % de los aislados). Los incrementos en los parámetros de peso seco se suelen atribuir a cambios en el potencial osmótico de las plantas, lo cual puede mejorar la absorción de agua y nutrientes (^{Laynez-Garsaball et al., 2007}). Por otra parte, el incremento del peso seco se asocia a la biomasa producida durante la correspondiente etapa fenológica de la planta y suele ser un factor determinante en la sanidad de la planta (^{Marquina et al., 2018}; ^{Verbon y Liberman, 2016}). Adicionalmente, en el presente estudio se observó que solo algunos aislados incrementaron los parámetros evaluados (S1-1, peso seco total; S2-3, peso seco del brote y peso seco total; S3 APS, peso seco de la raíz y peso seco total; S5-1, peso seco total; S7 APS, peso seco del brote) en las pruebas de promoción del crecimiento in vitro (vigor) de maíz (Tabla 2). En este sentido, ^{Laynez-Garsaball et al. (2007)} mencionan que, las características genéticas de la semilla y el tiempo de almacenamiento pueden influenciar el vigor de la mismas, además, las bacterias promotoras del crecimiento vegetal tienen diversos mecanismos para ello (solubilización de fosfatos, producción de ácido indol acético y de sideróforos, y antagonismo contra hongos fitopatógenos), los cuales pueden actuar a diferentes niveles y en función de la interacción y la etapa fenológica de la planta (^{De Araujo et al., 2012}; ^{Rowe et al., 2018}).

Promoción del crecimiento vegetal in vivo

Contrario a lo observado en los ensayos in vitro, en esta etapa se observó que diversos aislados mostraron una estimulación del crecimiento en diferentes parámetros (Tabla 3). El 83% de los aislados mostraron datos significativamente mayores, comparados contra el control, en al menos dos, de los seis parámetros evaluados, observando diversidad en la estimulación de las plantas, por parte de las bacterias, es decir, mientras algunas incrementan el peso seco de la raíz y el peso seco total (por ejemplo, S1-1APS), otras estimulan la longitud foliar y la longitud total (por ejemplo, S1-1). Esta característica observada en el presente estudio (de estimulación diferencial), refuerza la idea del uso de consorcios bacterianos para incrementar la producción de los cultivos, ya que, las BPCV no cuentan con todos los mecanismos de promoción del crecimiento, cada BPCV participa bajo diferentes mecanismos y en conjunto, logran una sinergia en la promoción del crecimiento de las plantas (^{Hu et al., 2021}). En el 72 % de los aislados se obtuvieron valores más altos de peso seco total de las plantas y el 33.33 % estimularon la longitud total de las plantas de maíz, con respecto al control. Se pueden destacar los aislados S1-4 APS, S2-2, S2-3 y S3-6 por estimular el crecimiento del brote e incrementar el peso seco total de las plantas de maíz, con relación al control. Al respecto, se ha reportado que el incremento en el peso seco está directamente relacionado a un correcto funcionamiento fisiológico de la planta, en el cual las BPCV son fundamentales por brindar nutrientes y factores de crecimiento para la planta (^{Laynez-Garsaball et al., 2007}; ^{Marquina et al., 2018}; ^{Verbon et al., 2016}). Por otra parte, los datos mostrados en el presente estudio coinciden con los reportados por ^{Rojas-Badía et al. (2020)}, quienes obtuvieron valores similares a los de este trabajo en cuanto longitud y peso seco de plantas de maíz estimuladas con BPCV. Así mismo, se ha reportado que, el uso de microorganismos estimula el crecimiento del maíz en diferentes etapas fenológicas (^{Huete Arrieta et al., 2019}; ^{De Araujo et al., 2012}; ^{Pereira et al., 2020}). Curiosamente, no se demostraron diferencias estadísticamente significativas, con respecto al control, para el parámetro de longitud de la raíz, sin embargo, visualmente fue notorio el cambio en la arquitectura de las raíces tratadas con los aislados nativos S1-1APS, S1-1, S2-3, S3APS, S3-6 y S6-2 (Figura 1), donde se pudo observar un mayor número de raíces secundarias y pelos radiculares. Este efecto, coincide con lo reportado por ^{García-de la Paz et al. (2022)}, quienes muestran que la inoculación con BPCV estimula el crecimiento radicular gracias a la asociación de las bacterias con las raíces del maíz. En el presente estudio, los cambios en la arquitectura de las raíces pudieran estar asociadas a la interacción con los microorganismos, ya que la disponibilidad de nutrientes, como el fosfato brindado a través de los mecanismos de solubilización de fosfatos, y la disponibilidad de hierro asociada a la producción de agentes quelantes, como los sideróforos (^{Singh et al., 2020}), pueden influir en un correcto crecimiento de la planta. Además, la síntesis de AIA de los asilados evaluados pudiera estar mediada por la interacción establecida con las raíces de las plantas, ya que uno de los principales exudados radiculares, el triptófano, es considerado el precursor de la biosíntesis de AIA en bacterias, siendo el AIA una de las fitohormonas más estudiadas por su promoción en el crecimiento de la planta (^{Montesinos, 2003}).

Figura 1 Efecto de los aislados nativos sobre la longitud y arquitectura foliar y radicular en maíz criollo mexicano. Se muestran imágenes representativas de las pruebas de crecimiento in vivo, donde se aprecia el cambio inducido por los aislados nativos, sobre la arquitectura radicular (longitud de raíz primaria, incremento en raíces secundarias y presencia de pelos radiculares), donde a) muestra el aislado nativo S2-1 comparado contra el control (imagen sin fondo y foto original), y b) muestra la imagen sin fondo y la foto original del aislado nativo S1-7 APS. Por otra parte, en c) se observa el incremento asociado al aislado nativo S2-2 con respecto al S7 APS, en cuanto a la longitud foliar y el aumento en el número de hojas (imagen sin fondo y foto original).  

Figure 1 Effect of native isolates on length, leaf and root architecture, in Mexican native corn. Representative images of in vivo growth tests are shown. The change induced by the native isolates on the root architecture can be seen (primary root length, increase in secondary roots and presence of root hairs), a) Shows the native isolate S2-1 compared against the control (image without background and original); b) Shows image without background and original of native isolate S1-7 APS; c) the increase associated with native isolate S2-2 compared against S7 APS isolate is observed, in terms of leaf length and the increase in leaves number (image without background and original). 

Anotación funcional de aislados nativos sobre el maíz criollo mexicano ( Zea mays L.)

Los 18 aislados nativos, se sometieron a las pruebas bioquímicas para la determinación de los mecanismos de promoción del crecimiento vegetal. En la Tabla 4 se muestra la anotación funcional de los 18 aislados. Al respecto, el aislado S2-3 fue el único que presentó actividad en todos los mecanismos de promoción evaluados (solubilización de fosfatos, producción de AIA y de sideróforos), además de haber sido uno de los aislados con mejores resultados sobre la promoción del crecimiento vegetal in vivo (Tabla 3). Por otra parte, el 50 % de los aislados mostraron dos mecanismos de promoción del crecimiento vegetal y un 38.8 % mostraron solamente un mecanismo de promoción, de los evaluados. A continuación, se describen a detalle los resultados observados en las distintas pruebas, para cada uno de los aislados.

Solubilización de fosfatos

De los 18 aislados evaluados, cinco de ellos (S1-1, S1-2 APS, S2-3, S4-3, S7 APS) mostraron la capacidad de solubilizar fosfato tricálcico, siendo este mecanismo directo de promoción del crecimiento vegetal, uno de los más reportados en diversas rizobacterias, tales como, Azobacter, Burkholderia, Citrobacter, Enterobacter, Pantoea y Pseudomonas (^{Verma et al., 2015}). Al parecer, el hecho de que este mecanismo de promoción este ampliamente distribuido en bacterias, se debe a la baja disponibilidad del nutriente y por ello, las poblaciones que habitan los suelos deben competir por él, por lo que, las BPCV han desarrollado este mecanismo de solubilización. Además, en la simbiosis planta-bacteria, la disponibilidad de fosfatos dado por las bacterias hacia las plantas, tiene como respuesta la disponibilidad de fuentes de carbono (aportadas por las plantas) esenciales para los procesos metabólicos de las bacterias. El fósforo, después del nitrógeno, es el elemento más esencial para el crecimiento de las plantas, ya que constituye aproximadamente el 0.2 % del peso seco de una planta y se ha correlacionado directamente con el incremento en la biomasa (peso seco) de plantas de maíz (^{Montañez et al., 2012}; ^{Beltrán Pineda, 2014}).

Producción de ácido indol acético (AIA)

De los 18 aislados evaluados, 15 mostraron una producción nativa de AIA, con rangos de producción desde los 3.5 µg/mL^-1 hasta los 31.84 µg/mL^-1, destacando el aislado S1-2APS como el mayor productor de AIA nativo (31.84 µg/mL^-1). No obstante, tres aislados no mostraron producción nativa de AIA (Cuadro 1). Dentro de las diversas vías de biosíntesis de AIA, las vías IPyA e IAM son las más estudiadas en bacterias (^{Zhang et al., 2019}), incluso, existen reportes de rutas no dependientes de triptófano de las cuales los mecanismos aún no están elucidados. Datos reportados por ^{Marag y Suman (2018)}, muestran una producción diferencial de AIA en los distintos aislados bacterianos, los cuales van desde la no producción, pasando por rangos de 6.6 hasta los 202.7 µg/mL^-1, cabe resaltar que en los ensayos de producción de AIA, adicionan triptófano al medio de cultivo bacteriano, como inductor de la biosíntesis de AIA en bacterias con rutas dependientes de triptófano. Por otro lado, estudios realizados en cepas de B. cereus, muestran que estos microorganismos son capaces de sintetizar triptófano (^{Barceló-Antemate, 2016}). Con esta información se puede sugerir que, los aislados evaluados en el presente estudio pueden tener rutas independientes de triptófano o en su defecto, algunos de ellos podrían estar sintetizando el aminoácido triptófano y éste servir como precursor para la biosíntesis de AIA. El AIA está asociado a la estimulación de la división celular, elongación, diferenciación y tropismo de las plantas, por lo que se considera una de las auxinas más importantes para el desarrollo vegetal, sin embargo, en concentraciones elevadas puede reprimir los procesos antes mencionados, siendo este un mecanismo (sobre producción de AIA) utilizado por algunas bacterias fitopatógenas (^{Mano y Nemoto, 2012}; ^{Kawaguchi y Syono, 1996}).

Producción de sideróforos

El 50 % de los 18 aislados nativos dieron positivo a la prueba de producción de sideróforos en el agar CAS, donde se observó una conversión al color naranja. Este mecanismo de promoción está asociado a la quelación del hierro (Fe⁺) por parte de los sideróforos, estás biomoléculas presentan una alta afinidad al Fe³⁺ para secuestrarlo y reducirlo a Fe²⁺, una forma más soluble y aprovechable para las plantas (^{Tortora et al., 2011}). Además, se les ha atribuido un papel importante como un mecanismo antagónico para bacterias y hongos fitopatógenos, ya que las bacterias productoras de sideróforos pueden secuestrar el Fe⁺ disponible en la rizósfera y limitar su acceso para otros microorganismos. Además, existen reportes sobre la activación del sistema de resistencia inducida de las plantas (^{Marag y Suman, 2018}). En resumen, la actividad siderófora puede propiciar la disponibilidad de nutrientes para la planta y fungir como un mecanismo de biocontrol.

Antagonismo contra hongos fitopatógenos

Los 18 aislados se confrontaron contra ocho hongos fitopatógenos de interés agrícola. Se demostró que, el 100 % de los aislados muestran actividad antagónica contra, al menos, uno de los hongos fitopatógenos, destacando los aislados S1-1 APS y S6-2 por presentar antagonismo contra todos los hongos evaluados. Los hongos del género Fusarium son de interés agrícola por las pérdidas económicas que causan al infectar a los cultivos, además de ser uno de los hongos fitopatógenos de mayor distribución en cultivos agrícolas (^{Figueroa et al., 2010}). En el presente estudio se demostró la actividad antagónica de los aislados nativos contra cepas de Fusarium, lo cual coincide con lo reportado por ^{León Mendoza (2014)}, quienes prueban el potencial antagónico de bacterias aisladas de la rizósfera de cultivos de maíz contra Fusarium verticilloides. En el presente trabajo, se observó que el 66.6 % de los aislados presentó efecto antagónico contra, al menos, un hongo del género Fusarium. Sin embargo, se observó que F. proliferatum fue el más resistente al efecto antagónico de los aislados nativos, ya que solo S1-1 APS y S6-2 mostraron actividad antagónica. Los hongos Colletotrichum siamense y Rhizopus stolonifer fueron inhibidos por el 72 % de los aislados. Uno de los mecanismos de promoción del crecimiento vegetal indirectos, es la actividad de biocontrol por parte de las BPCV, ya que este mecanismo propicia la sanidad de la planta y le brinda condiciones para destinar su energía al crecimiento y desarrollo de los tejidos vegetales (^{Marag y Suman, 2018}). En este sentido, la actividad antagónica de las bacterias se debe a la necesidad de competir por un nicho ecológico y lograr la asociación con las raíces de las plantas, por lo cual, es necesario que utilicen mecanismos para competir en la rizósfera, como la producción de sideróforos, de antibióticos o de enzimas líticas, así como la inducción de la resistencia sistémica en la planta (^{Pérez-y-Terrón et al., 2014}). Además del género Fusarium, existen otros hongos que están asociados a enfermedades, como los causantes de la pudrición de la mazorca y tallo (por géneros de Penicillium y Fusarium) y la antracnosis (por géneros de Colletotrichum). Además, los granos pueden verse contaminados por hongos del género Penicillium y Rhizopus, lo que se asocia a la contaminación de alimentos por micotoxinas (^{Rabie et al., 1985}; ^{Vandicke et al., 2021}; ^{Wen et al., 2021}; ^{Belisário et al., 2022}). Por lo cual, la identificación de bacterias con actividad antagónica frente a hongos, representa una alternativa al uso de fungicidas sintéticos.