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Introducción
El interés de los consumidores por evitar alimentos con compuestos químicos sintéticos ha aumentado, debido a su potencial daño en la salud. En la comunidad científica hay un creciente interés en la búsqueda de estrategias naturales para la conservación de los alimentos; así como, en la producción pecuaria para prevenir las enfermedades recurrentes de los animales domésticos1. Algunas de las alternativas naturales que se han considerado en la industria alimentaria y en la medicina veterinaria incluye el uso de probióticos, bacteriocinas, antioxidantes y compuestos químicos derivados de las plantas1,2. Considerando lo anterior, los extractos de plantas presentan ventajas, ya que en algunas de ellas se ha evidenciado su potencial antioxidante y antimicrobiano3. En este contexto, México es uno de los países a nivel mundial con gran biodiversidad de plantas, ocupa el cuarto lugar con aproximadamente 31,000 especies diferentes de plantas. De éstas, se estima que más de 3,350 se usan en la elaboración de tratamientos de medicina tradicional4, y en algunas de estas plantas se ha visto que presentan el mismo ingrediente activo que se utiliza en la elaboración de medicamentos comerciales5. Sin embargo, las investigaciones realizadas con plantas nativas de México son incipientes, ya que los compuestos fitoquímicos y su actividad biológica carecen de evidencia científica de su actividad. Además, son pocos los estudios científicos que han caracterizado la actividad antimicrobiana de plantas nativas de Sonora, México6-9 y los que evalúan su actividad antioxidante son muy pocos. Particularmente, Gnaphalium oxyphyllum es una planta conocida en Sonora como “Gordolobo” y es endémica del noroeste de México. Se utiliza tradicionalmente en el tratamiento de algunos padecimientos, como la gripe, asma, tos, fiebre, bronquitis, hinchazones, enfermedades estomacales, heridas, dolor lumbar, en la prevención de malaria y en problemas de vías urinarias derivados de prostatitis y neuritis. Así como para el dolor de angina, antipirético y para disminuir la presión arterial10,11. Además, se ha demostrado su capacidad para inhibir el crecimiento de algunas bacterias patógenas y hongos11,12. Sin embargo, la actividad antimicrobiana y antioxidante de los extractos etanólicos de esta planta no ha sido evaluada11. Por otro lado, Euphorbia maculata es una planta nativa del noroeste de México conocida localmente como “Golondrina”. Se utiliza tradicionalmente para tratar malestares estomacales y problemas en ojos, además, en la medicina China es utilizada en trastornos sanguíneos como la hematuria, hemoptisis, epistaxis y hemafecia, para el tratamiento del ántrax y algunas heridas. Sin embargo, la actividad antimicrobiana, antifúngica y antioxidante ha sido escasamente documentada, y no existen estudios que evalúen su potencial antimicrobiano en extractos etanólicos13,14. La evidencia indica que estas plantas son de alto valor biológico, pero han sido poco estudiadas y no han sido cosechadas en Sonora, México, por lo que, la actividad biológica de las plantas puede verse comprometida, debido a que su perfil fitoquímico puede variar dependiendo de factores como la altitud, sitio de cultivo, condiciones agronómicas y ambientales en las que crecen15. Por lo anterior, y tomando en cuenta que las plantas también pueden utilizarse como suplemento alimenticio16, resulta interesante evaluar el valor nutricional, la actividad antimicrobiana, antioxidante y perfil fitoquímico de estas plantas crecidas en Sonora, México.
Material y métodos
Preparación de los extractos etanólicos
Los extractos fueron obtenidos de Gnaphalium oxyphyllum (E1) y Euphorbia maculata (E2), las plantas se cosecharon en el Departamento de Agricultura y Ganadería (DAG) de la Universidad de Sonora (DAG-UNISON). Los tallos y las hojas de cada planta se deshidrataron a 34 °C en una estufa de aire caliente (Thelco, Precision Science, modelo 28, USA). Después, el material vegetal deshidratado se pulverizó en un molino (Pulvex Mini 100, Mx) hasta un tamaño de partícula de 100 micras. Posteriormente, se mezclaron 100 g del material vegetal pulverizado con 100 ml de etanol al 99 % de pureza (Sigma-Aldrich, St. Louis MO) en un frasco de vidrio color ámbar y se almacenaron por 5 días17. Finalmente, los extractos se filtraron con papel filtro Whatman No. 41 y el alcohol remanente en el material vegetal fue evaporado. El rendimiento se calculó por diferencia de peso del material vegetal, y finalmente, los extractos etanólicos se almacenaron a 4 °C en la oscuridad.
Perfil fitoquímico de los extractos etanólicos
El contenido de fenoles totales y flavonoides totales se cuantificaron por las metodologías utilizadas por Al-Rifai et al18 y los datos se expresaron como miligramos de equivalente de ácido gálico por gramo de extracto (mg Eq.AG g-1) para fenoles totales, mientras que, para flavonoides totales los datos fueron expresados como miligramos de equivalente de quercetina por gramo de extracto (mg Eq.Q g-1). El contenido de flavonas y flavonoles, así como el contenido de flavanonas y dihidroflavonoles totales se determinaron siguiendo las metodologías propuestas por Popova et al19 y los resultados se expresaron como miligramos de equivalente de hesperetina por gramo de extracto (mg Eq.H g-1). El contenido de taninos totales se determinó por la metodología reportada por Price y Butler20 y los resultados se expresaron en miligramos de equivalente de catequina por gramo de extracto (mg Eq.C g-1), mientras que, el contenido de ácido clorogénico se cuantificó siguiendo la metodología reportada por Griffiths et al21, donde los resultados se expresaron como miligramos de ácido clorogénico por gramo de extracto (mg AC g-1). Finalmente, el contenido de polisacáridos totales se determinó por la metodología reportada por DuBois et al22 y los datos se expresaron como miligramos de equivalente de glucosa por gramo de extracto (mg Eq.G g-1). En todas las determinaciones se utilizaron curvas de calibración y las absorbancias fueron leídas en un espectrofotómetro (Spectro Max MD, EU).
Actividad antimicrobiana de los extractos etanólicos
Se utilizaron las bacterias Gram positivas Listeria monocytogenes ATCC 19115 y Staphylococcus aureus ATCC 25923, y las bacterias Gram negativas Escherichia coli ATCC 25922 y Salmonella entérica serovar Typhimurium ATCC 14028 del Laboratorio de Microbiología del Departamento de Ciencias Químico Biológicas de la Universidad de Sonora. Las bacterias se reactivaron en medio de cultivo caldo BHI (infusión cerebro-corazón, BD Difco, Sparks, MD), y se utilizaron dos placas con agar BHI (infusión cerebro-corazón, BD Difco, Sparks, MD) para cada bacteria. Luego, en cada placa se colocaron cuatro discos estériles de papel filtro Whatman No. 41 de 6 mm de diámetro y se adicionaron 20 µl de extracto etanólico a cada disco. Posteriormente, las placas se incubaron a 37 °C por 24 h y la actividad antimicrobiana se midió en halos de inhibición, donde los halos mayores a 3 mm fueron considerados como inhibición23.
Análisis fisicoquímico de las plantas
Se utilizaron los métodos analíticos de la AOAC24. Los sólidos totales se determinaron por el método de secado en horno (990.19); cenizas por el método gravimétrico (945.46); grasa bruta por el método de extracción con éter (920.39); proteína bruta por el método micro-Kjeldahl (991.20) y humedad por diferencia numérica. Los datos se expresaron en gramos por 100 gramos de materia seca (g 100 g-1). Adicionalmente, el pH fue medido con un potenciómetro electrónico (Hanna Instruments pH 211, Cluj, Rumania).
Determinación de minerales en las plantas
La cantidad de calcio (Ca), magnesio (Mg), sodio (Na) y potasio (K) de cada planta se determinó en un espectrofotómetro de absorción atómica de llama modelo 5000 (PerkinElmer®, CT, EE. UU.)25, mientras que, la concentración de fósforo (P) se determinó por un método colorimétrico de molibdovanadato de amonio en un espectrofotómetro modelo 3030 (PerkinElmer®, CT, EE. UU.)26. Los resultados se expresaron en gramos por 100 gramos de materia seca (g 100 g-1).
Método de inhibición del radical 2,2-difenil-1-picrylhydrazil (DPPH)
Las concentraciones de cada extracto se ajustaron a 0.1, 0.5, 1.0 y 2.0 mg ml-1, luego se mezcló 1 ml de cada extracto con 2 ml de una solución metanólica preparada con el radical 2,2-difenil-1-picrilhidrazil (DPPH●) a una concentración de 1 x 10-4 M. La mezcla se dejó reaccionar durante 16 min en la oscuridad a temperatura ambiente. Finalmente, la absorbancia se midió en un espectrofotómetro (Spectro Max MD, EU) a una longitud de onda de 517 nm y la solución DPPH● fue utilizada como testigo27.
Método de inhibición del radical 2,2'-Azinobis-3-etil-benzotiazolina-6-ácido sulfónico (ABTS)
Se preparó una mezcla en relación 1:1 (v/v) del radical 2,2'-Azinobis-3-etil-benzotiazolina-6-ácido sulfónico (ABTS●+) (7 mM) y persulfato de potasio (4.95 mM) y se mantuvo en la oscuridad por 16 h a temperatura ambiente. Luego, la mezcla se diluyó con metanol hasta que se obtuvo una absorbancia de 1 a 1.5. Después, se mezclaron 0.1 ml de cada extracto a diferentes concentraciones (0.1, 0.5, 1.0 y 2.0 mg ml-1) con 3.9 ml de la solución ABTS●+. Finalmente, los valores de absorbancia se midieron en un espectrofotómetro (Spectro Max MD, EU) a una longitud de onda de 734 nm. La solución ABTS●+ fue utilizada como testigo27.
Método del poder antioxidante reductor del hierro (FRAP)
El reactivo FRAP se preparó mezclando 10 partes de solución amortiguadora de acetato de sodio (300 mM) a pH de 3.6, con una parte de TPTZ (10 mM) (2,4,6-tri (2-piridil)-s-triazina) y una parte de FeCl3 hexahidratado (20 mM). Luego, se mezclaron 0.2 ml de extracto con 3.8 ml de reactivo FRAP y la mezcla se dejó reaccionar por 30 min a 37 °C. Finalmente, la absorbancia se midió en un espectrofotómetro (Spectro Max MD, EU) a una longitud de onda de 593 nm27.
Análisis estadístico
Se utilizó un diseño experimental completamente al azar de una vía al 95 % de confianza con tres repeticiones por tratamiento. La prueba de comparación de medias se realizó por Tukey-Kramer a un nivel de significancia de 0.05 y el coeficiente de correlación de Pearson se realizó con un 95 % de confianza. El software estadístico utilizado fue el NCSS versión 11.
Resultados y discusión
Los resultados del análisis proximal de las plantas mostraron en E2 mayor humedad, menos solidos totales y cenizas con respecto a la planta E1 (P<0.05) (Cuadro 1), mientras que, no se encontraron diferencias en la cantidad de grasa y proteína de ambas plantas (P>0.05). Los resultados en la cantidad de humedad, solidos totales y cenizas de este estudio son similares a los encontrados en plantas comestibles silvestres de Bangladesh y en plantas consumidas por tribus nativas de la India28,29. La variabilidad en los resultados se puede atribuir a factores biológicos, ambientales o la edad de las plantas30. Además, el contenido de humedad de las plantas podría depender de la humedad y de la temperatura del medio ambiente, así como de la época de cosecha de la planta, mientras que, el contenido de cenizas hace referencia a la parte inorgánica de la planta, donde se incluyen las sales (fosfatos, sulfatos, cloruros) y algunos minerales (sodio, potasio, calcio, magnesio, hierro y manganeso), y su cantidad puede depender del contenido mineral del suelo donde se encuentra establecida la planta31. Así mismo, los lípidos de las plantas se encuentran principalmente en forma de triacilgliceroles, fosfolípidos, galactolípidos y esfingolípidos, y su cantidad suele ser muy escasa en las plantas30,32,33, lo cual coincide con lo encontrado en las plantas E1 y E2, y con lo reportado en plantas de Bangladesh y de la India28,29,30. Aunque en este estudio no se encontró diferencia en la cantidad de lípidos entre las plantas E1 y E2 (P>0.05), se ha reportado que la variación en el contenido de lípidos puede depender de la especie y de las condiciones ambientales en las que se encuentre la planta30,34.
Cuadro 1 Análisis proximal de las plantas E1 y E2
| Planta | Humedad | Sólidos totales | Cenizas | Grasa | Proteína |
|---|---|---|---|---|---|
| E1 | 61.53 ± 2.24ª | 38.47 ± 2.23a | 5.74 ± 0.63a | 2.12 ± 0.12a | 11.98 ± 0.85a |
| E2 | 68.22 ± 1.22b | 31.78 ± 1.13b | 4.56 ± 0.73b | 2.05 ± 0.15a | 11.17 ± 0.73a |
E1 = Gnaphalium oxyphyllum; E2 = Euphorbia maculata; Datos expresados en g 100 g-1 de materia seca.
ab Diferente literal indica diferencia entre los datos de la misma columna (P<0.05).
Así mismo, el contenido de proteína de las plantas E1 y E2 fue similar a lo encontrado en plantas de hortalizas de hoja verde35, y se ha reportado que la cantidad de proteína en las plantas puede depender del estado fisiológico, edad, condiciones ambientales y nutrientes presentes en el suelo36. Por otro lado, el contenido de P, Na y K fue mayor en la planta E1 con respecto a la planta E2 (P<0.05), mientras que, el contenido de Mg fue mayor en la planta E2 (P<0.05) y no se encontraron diferencias en el contenido de Ca entre ambas plantas (P>0.05) (Cuadro 2). Estos resultados son similares a los encontrados en plantas de Irán e India30,37, y se ha reportado que la variabilidad en el contenido mineral de las plantas podría estar relacionada con la composición mineral del suelo, así como al área geográfica donde se encuentran establecidas las plantas38.
Cuadro 2 Contenido mineral de las plantas E1 y E2
| Planta | Ca | P | Mg | Na | K |
|---|---|---|---|---|---|
| E1 | 1.12 ± 0.13a | 0.33 ± 0.05b | 0.21 ± 0.03a | 1.63 ± 0.03b | 1.23 ± 0.05b |
| E2 | 1.15 ± 0.14a | 0.25 ± 0.03a | 0.55 ± 0.02b | 1.22 ± 0.33a | 1.07 ± 0.33a |
E1 = Gnaphalium oxyphyllum; E2 = Euphorbia maculata; Datos expresados en g 100 g-1 de materia seca.
ab Diferente literal indica diferencia entre los datos de la misma columna (P<0.05).
Los resultados de la actividad antimicrobiana mostraron que los extractos E1 y E2 inhibieron el crecimiento de los cuatro patógenos evaluados (P<0.05) y la mayor inhibición se presentó cuando los patógenos fueron expuestos a 1 mg ml-1 de cada extracto (Cuadro 3). Por otro lado, el extracto E1 fue más eficiente para inhibir a S. aureus y L. monocytogenes con respecto al extracto E2 (P<0.05), mientras que, ambos extractos no presentaron diferencias en la inhibición contra E. coli y S. entérica serovar Typhimurium. Resultados similares fueron reportados en el extracto de hexano de las flores de Gnaphalium oxyphyllum, el cual fue capaz de inhibir el crecimiento de S. aureus, B. cereus, E. coli y S. entérica serovar Typhimurium, además, el extracto metanólico de esas flores inhibió el crecimiento de S. aureus y B. cereus, mientras que, el extracto de hexano de las hojas de Gnaphalium oxyphyllum presentó actividad antimicrobiana contra S. aureus, B. cereus y E. coli10. En otro estudio se observó que los extractos de hexano y cloroformo de la parte aérea de Gnaphalium oxyphyllum inhibieron el crecimiento de S. aureus, Streptococcus pneumoniae, Streptococcus pyogenes, Enterococcus faecalis, E. coli y Candida albicans12. Además, se ha reportado que el extracto hidroetanólico de hojas de Euphorbia maculata mostró actividad antimicrobiana contra S. aureus39, mientras que, los extractos metanólicos de otras plantas del género Euphorbia mostraron actividad antimicrobiana contra S. aureus, Bacillus megaterium, Proteus vulgaris, Klebsiella pneumoniae, E. coli, Pseudomonas aeruginosa y Candida albicans, Candida glabrata, Epidermophyton spp. y Trichophyton spp.40, lo cual se asemeja a lo encontrado en este estudio. La actividad antimicrobiana de los extractos se asocia con daño en la pared celular y disminución del pH citoplasmático en bacterias patógenas Gram positivas y Gram negativas, además, la actividad antimicrobiana de las plantas se le atribuye a una amplia variedad de metabolitos secundarios, como taninos, alcaloides, compuestos fenólicos, flavonoides, xantonas e hiperforina41,42.
Cuadro 3 Actividad antimicrobiana de los extractos E1 y E2 contra bacterias Gram positivas y negativas
| CONC | Gram positivas | Gram negativas | ||||||
|---|---|---|---|---|---|---|---|---|
| S. aureus | L. monocytogenes | E. coli | S. typhimurium | |||||
| E1 | E2 | E1 | E2 | E1 | E2 | E1 | E2 | |
| 0.1 | 8.43±0.42Dª | 6.10±0.52Ca | 7.50±0.20Cª | 4.32±0.31Ba | 3.00±0.70Aª | 2.30±0.21Aa | 2.50±0.15Aª | 2.50±0.12Aª |
| 0.5 | 12.10±0.61Eb | 10.13±0.42Db | 9.50±0.36CDb | 8.11±0.43Cb | 5.50±0.70Bb | 4.20±0.32ABb | 3.50±0.20Ab | 3.50±0.14Ab |
| 1 | 16.00±0.32Fc | 14.00±0.36Ec | 13.24±0.43Dc | 10.34±0.41Cc | 8.50±0.70Bc | 8.10±0.34Bc | 5.52±0.40Ac | 6.52±0.22Ac |
| 2 | 16.22±0.28Ec | 14.10±0.51Dc | 13.53±0.38Dc | 10.40±0.36Cc | 8.55±0.70Bc | 8.30±0.41Bc | 5.54±0.32Ac | 6.54±0.32Ac |
| 3 | 16.31±0.53Ec | 14.23±0.39Dc | 13.56±0.41Dc | 10.48±0.38Cc | 8.57±0.70Bc | 8.35±0.42Bc | 5.56±0.45Ac | 6.55±0.31Ac |
CONC= concentración de los extractos (mg ml-1); E1= Gnaphalium oxyphyllum; E2= Euphorbia maculata; Datos expresados en mm de halo de inhibición.
Diferente literal en mayúscula indica diferencia significativa entre los datos en la misma fila y diferente literal en minúscula indica diferencia significativa entre los datos en la misma columna (P<0.05).
En este contexto, los resultados mostraron que el contenido de fenoles totales, flavonoides totales, flavonas y flavonoles, ácido clorogénico total y polisacáridos totales fue mayor en el extracto E1 con respecto a E2 (P<0.05) (Cuadro 4), mientras que, no se encontró diferencia en el contenido de flavanonas y dihidroflavonoles totales, y taninos totales entre el extracto E1 y E2 (P>0.05). Por otra parte, el extracto E1 presentó un pH de 4.18 y el extracto E2 de 5.26, mientras que, el rendimiento de los extractos de estas plantas varió de 12.24 a 15.68 %, respectivamente. Resultados similares fueron reportados por Rojas et al12, quienes reportaron rendimientos de 1.76 y 5.64 % en extractos de hexano y cloroformo de la planta Gnaphalium oxyphyllum. Las diferencias en el rendimiento de esta planta se pueden deber a la polaridad del tipo de solvente que fue utilizado para la extracción de los compuestos fitoquímicos. Además, la variación en el pH de los extractos de las plantas se puede deber al carácter ácido de los compuestos presentes, tales como, flavonoides, taninos, ácido benzoico, oleico, esteárico, lignocérico, entre otros43. En este sentido, se ha reportado que en Gnaphalium oxyphyllum y otras especies del género Gnaphalium se encontró la presencia de diterpenoides, flavonoides, compuestos acetilénicos y carotenoides10,44, mientras que, en Euphorbia maculata se ha reportado la presencia de polifenoles y flavonoides45,46,47, y en otras especies de Euphorbia se ha reportado la presencia de sesquiterpenos, diterpenos, esteroles, flavonoides y otros polifenoles14.
Cuadro 4 Perfil fitoquímico, pH y rendimiento de los extractos E1 y E2
| Fitoquímicos | Extractos | ||
|---|---|---|---|
| E1 | E2 | ||
| Fenoles totales, mg Eq.AG g-1 | 181.62 ± 0.04a | 173.22 ± 0.06b | |
| Flavonoides totales, mg Eq.Q g-1 | 114.30 ± 0.05a | 103.42 ± 0.04b | |
| Flavonas y flavonoles, mg Eq.H g-1 | 110.15±2.35a | 98.33±2.44b | |
| Flavanonas y dihidroflavonoles totales, mg Eq.H g-1 | 23.68±1.89a | 21.58±2.16a | |
| Taninos totales, mg Eq.C g-1 | 8.21±0.16ª | 7.92±0.67a | |
| Ácido clorogénico total, mg AC g-1 | 33.14±1.01a | 28.78±1.11b | |
| Polisacáridos totales, mg Eq.G g-1 | 257.92±2.19a | 236.59±2.16b | |
| pH del extracto | 5.26 | 4.18 | |
| Rendimiento del extracto, % | 12.24 | 15.68 | |
E1 = Gnaphalium oxyphyllum; E2 = Euphorbia maculata.
ab Diferente literal indica diferencia entre los datos de la misma columna (P<0.05).
La actividad antioxidante de las plantas está asociada a la presencia de vitaminas, compuestos fenólicos, carotenoides, entre otros. Particularmente, en este estudio se encontró que los extractos E1 y E2 presentaron mayor actividad antioxidante por los métodos DPPH y FRAP cuando fueron evaluados a una concentración de 1 mg ml-1 (P<0.05) (Cuadro 5), mientras que, en el método ABTS se observó la mayor actividad antioxidante de los extractos E1 y E2 cuando fueron evaluados a una concentración de 0.5 mg ml-1 (P<0.05). A la fecha, no existe un método universal para medir la actividad antioxidante de las plantas debido a que los reactivos químicos utilizados por estos métodos no reaccionan igual con los diferentes tipos de antioxidantes presentes en las plantas. Por ejemplo, ABTS• reacciona con antioxidantes de carácter lipofílicos e hidrofílicos, lo cual permite que sea aplicable en sistemas acuosos y lipídicos, mientras que DPPH•, solo puede disolverse en un medio orgánico por lo reacciona bien con compuestos poco polares o no polares, y ambos métodos se basan en la capacidad de los antioxidantes para neutralizar radicales libres de referencia (ABTS• y DPPH•). Por lo anterior, en los extractos E1 y E2 podrían existir más compuestos fenólicos de carácter hidrofóbico que hidrofílico. Así mismo, el método FRAP se basa en la capacidad de los antioxidantes para reducir el ion férrico al estado ferroso y mide la capacidad antioxidante total de la muestra, lo cual evidencia la presencia de compuestos fenólicos en los extractos E1 y E248. Estos resultados de la actividad antioxidante se asemejan a los reportados por Luyen et al49, quienes observaron alto poder antioxidante en los extractos metanólicos, acetato de etilo y acuosos de Euphorbia maculata utilizando el método ORAC, mientras que, en otros estudios se ha evidenciado la actividad antioxidante de las plantas del género Euphorbia, donde Basma et al50 evaluaron la actividad antioxidante de hojas, tallos, flores y raíces de Euphorbia hirta mediante las técnicas DPPH y FRAP. Además, Upadhyay et al51 encontraron actividad antioxidante en hojas de Euphorbia hirta por los métodos DPPH y FRAP, mientras que, Zhang et al52 reportaron actividad antioxidante en tallos, raíces, semilla y cubierta de la semilla de Euphorbia lathyris utilizando los métodos DPPH y FRAP.
Cuadro 5 Actividad antioxidante de los extractos E1 y E2
| Extracto | DPPH (mg Eq.Q g-1) | ABTS (mg Eq.Q g-1) | FRAP (mg Eq.FeSO4 g-1) | |||
|---|---|---|---|---|---|---|
| (mg ml-1) | E1 | E2 | E1 | E2 | E1 | E2 |
| 0.1 | 0.028±0.001a | 0.025±0.003a | 0.008±0.0001a | 0.005±0.0002a | 0.062±0.002ª | 0.054±0.004a |
| 0.5 | 0.127±0.004b | 0.128±0.006b | 0.035±0.0002b | 0.032±0.0002b | 0.084±0.004b | 0.072±0.006b |
| 1 | 0.146±0.004c | 0.140±0.004c | 0.037±0.0002b | 0.035±0.0003b | 0.099±0.003c | 0.095±0.005c |
| 2 | - | - | - | - | - | - |
E1= Gnaphalium oxyphyllum; E2= Euphorbia maculata; (-)= no cuantificable.
ab Diferente literal indica diferencia significativa entre los datos de la misma columna y entre los tratamientos del mismo método (P<0.05).
Finalmente, los métodos ABTS, DPPH y FRAP suelen utilizarse comúnmente para medir la actividad antioxidante de los compuestos fenólicos por la alta correlación que se puede encontrar entre ellos. Por ello, se ha sugerido que no es necesario aplicar más de un método para medir actividad antioxidante; sin embargo, se ha reportado que no siempre suele ser así, debido a la naturaleza de los fitoquímicos presentes en las plantas27. En este estudio se encontró un coeficiente de correlación alto (R2) entre los métodos DPPH, ABTS y FRAP (DPPH vs ABTS= 0.99; DPPH vs FRAP= 0.93; ABTS vs FRAP= 0.88), lo cual confirma la presencia de los compuestos fenólicos antioxidantes encontrados en los extractos E1 y E2, y evidencia la precisión de los métodos utilizados.
Conclusiones e implicaciones
Los extractos de Gnaphalium oxyphyllum y Euphorbia maculata mostraron la presencia de los fitoquímicos fenoles totales, flavonoides totales, flavonas y flavonoles, flavanonas y dihidroflavonoles totales, taninos totales, ácido clorogénico total y polisacáridos totales. Además, ambos extractos presentaron actividad antimicrobiana contra bacterias patógenas Gram positivas y negativas, así como, actividad antioxidante por los métodos de DPPH, ABTS y FRAP. Por lo tanto, los extractos de las plantas nativas de Sonora, México Gnaphalium oxyphyllum y Euphorbia maculata representan una alternativa natural en la industria alimentaria y pecuaria para reducir el uso de compuestos químicos sintéticos.
