Descripción de áreas de colecta de semilla

La colecta de las cápsulas de Y. endlichiana se realizó de acuerdo con la autorización de licencia de colecta científica otorgado por la Dirección de Vida Silvestre (oficio número SGPA/DGVS/004758/18) de la Secretaría de Medio Ambiente y Recursos Naturales. Dos de las localidades de colecta se encuentran en el municipio General Cepeda: El Dorado a 1 149 msnm y San Antonio del Jaral a 1 151 msnm, y la tercera localidad en el municipio de Ramos Arizpe: Ejido Las Coloradas con 1 206 msnm. Las tres localidades están asociadas al matorral xerófilo-micrófilo, y presentan un clima tipo BSohw: árido, semi-cálido, temperaturas entre 18 y 22◦C, con lluvias en verano y porcentaje de lluvia invernal del 5 al 10.2% del total anual (^{INIFAP-CONABIO 1995}).

Por medio de muestreo selectivo se eligieron plantas con presencia de cápsulas, considerando una separación mínima de 50 m entre plantas, para reducir la posibilidad de parentesco (^{Schreuder et al. 2004}). Cada planta se identificó en campo y georreferenció con un GPS Garmin, las cápsulas se conservaron en bolsas de papel estraza, previamente identificadas. Las plantas muestreadas en el Ejido Las Coloradas fueron 55 de las cuales se colectaron entre 2 y 18 cápsulas por planta, en el Ejido El Dorado 41 plantas y se colectaron entre 2 y 10 cápsulas por planta; mientras que en el Ejido San Antonio del Jaral se muestrearon 32 plantas y colectaron entre 2 y 9 cápsulas por planta. Las cápsulas obtenidas se dejaron secar a temperatura ambiente por 15 días.

Morfología de las semillas

El análisis de variables morfológicas se realizó en 100 semillas seleccionadas por localidad, considerando cinco repeticiones de 20 semillas cada una (^{Hidalgo 2003}, ^{ISTA 2018}), obteniendo al menos una semilla al azar de cada planta. Las mediciones de las semillas se realizaron por rayos X, utilizando el equipo Faxitron X-Ray Model MX-20, a una potencia de 31Kv y tiempo promedio de 12.6 segundos. Las variables evaluadas fueron: largo (LE) y ancho de embrión (AE), largo (LS) y ancho de semilla (AS), y grosor de testa (GT) (Figura 1). Para el grosor de las semillas (GS) se tomó una muestra al azar de 50 semillas por localidad y se midieron con un vernier digital (± 0.01 mm), el peso de 100 semillas (P100S) se obtuvo al pesar semillas de cada planta colectada en una balanza con precisión de 0.01 g (^{Romero-Saritama y Pérez-Ruiz 2016}, ISTA 2018). El color de la semilla se determinó en 50 semillas de cada localidad utilizando la tabla de colores de suelo de ^{Munsell (2009)}de acuerdo con Romero-Saritama y Pérez-Ruiz (2016).

Figura 1 Semillas de Yucca endlichiana Trel. Expuestas a Rayos X, (A) partes de la semilla, (B) mediciones en la semilla. En microscopio digital, (C) partes de la semilla, (D) mediciones en la semilla 

Identificación de hongos fitopatógenos en semillas

La identificación de hongos fitopatógenos presentes se realizó en 10 semillas, que se tomaron de forma aleatoria de las capsulas colectadas en cada localidad. Los medios de cultivo utilizados fueron agar dextrosa papa (PDA) para microorganismos provenientes de campo (^{Tapia y Amaro 2014}, ^{Alvarenga et al. 2016}) y en Agar Manitol Salado (MSA) para microorganismos desarrollados en almacén (^{Ochoa et al. 2015}). Las colonias de hongos se clasificaron de acuerdo con sus características de crecimiento: color, textura, uniformidad, estructuras visualizadas en microscopio, de acuerdo con las claves de ^{Barnett y Hunter (1998)} y ^{Warham et al. (1996)}.

Viabilidad

Se determinó en cinco repeticiones de 10 semillas de cada localidad, por medio de la prueba de tetrazolio (2, 3, 5 cloruro de trifenil tetrazolio) al 0.1%, las semillas se embebieron en la obscuridad por 24 h previo a la tinción con tetrazolio. Posteriormente, se disectaron realizando un corte longitudinal a lo largo del embrión; las secciones a teñir se colocaron en frascos con la solución de tetrazolio, los cuales se cubrieron con papel aluminio y se pusieron en estufa por 18 h a 30 ^oC. Al terminar el tiempo, se enjuagaron las semillas con agua destilada y observaron los tejidos, para luego de acuerdo con el manual de la ISTA (2018) clasificarlas, y separar semillas viables (tinción completa o a 2/3 del tejido embrionario) y no viables (tejido embrionario no teñido).

Germinación

Previamente se determinó la concentración del pretratamiento con peróxido de hidrógeno y tiempo de exposición, utilizando una mezcla de semillas de las tres localidades. En esta prueba se aplicaron cuatro pretratamientos germinativos y el testigo, los cuales fueron dos concentraciones de peróxido de hidrógeno (H₂O₂), con dos tiempos de imbibición, con remojo previo de 12 h en agua destilada, y el testigo sólo se remojó por 12 h. El primer tratamiento fue imbibición en H₂O₂ al 3% por 3 min, el segundo imbibición en H₂O₂ al 1.5% por 3 min, el tercero imbibición en H₂O₂ al 3% por 6 min, y el cuarto imbibición en H₂O₂ al 1.5% por 6 min (^{Wojtyla et al. 2016}, ^{Fredrick et al. 2017}). Se utilizaron cuatro repeticiones de 25 semillas para cada pretratamiento y el testigo. Debido a que las concentraciones con peróxido de hidrógeno no presentaron diferencias significativas, para comparar la germinación entre localidades se utilizó el pretratamiento con remojo previo de las semillas en agua destilada por 12 h con la imbibición de las semillas en H₂O₂ al 3% por 6 min, debido a que fue la que presentó menor infestación de estructuras micóticas.

Para la germinación se consideró el efecto de las localidades, con cuatro repeticiones de 25 semillas por localidad, con la prueba entre papel, poniendo la semilla en papel secante tipo anchor para luego formar los rollos, que se colocaron en bolsas de plástico perforadas y poner en una cámara de germinación a temperatura constante de 27 ± 2 ^oC. Durante 28 días se realizaron conteos para evaluar plántulas normales y anormales de acuerdo con la clasificación y criterios de ^{Flores et al. (2018)} e ISTA (2018). Para la estimación del valor de germinación se utilizó la información generada en la germinación con los mismos criterios de evaluación (^{Czabator 1962}, ^{Djavanshir y Pourbeik 1976}, ^{Suárez-Montealegre et al. 2014}, ^{Sánchez-Gómez et al. 2018}) con las siguientes fórmulas:

Valor de germinación de Czabator:

VG = (GDM)(VM)

Donde: VG = Valor de germinación, GDM = Germinación diaria media final y M = Valor máximo

Valor de Germinación de Djavanshir y Pourbeik:

Donde: VG = Valor de germinación, PG = Porcentaje de germinación al final del ensayo, VGD = Velocidad de germinación diaria, que se obtiene dividiendo el porcentaje de germinación acumulado por el número de días transcurridos desde la siembra, ∑VGD = Total se obtiene sumando todas las cifras de VGD obtenidas en los recuentos diarios y N = Número de recuentos diarios, empezando a contar a partir de la fecha de la primera germinación.

Calidad de plántula

Para determinar el índice de calidad de Dick-son (ICD) se utilizó el mismo procedimiento y diseño de la germinación, solo que en la última evaluación correspondiente al día 28 se tomaron las plántulas normales por repetición. A cada plántula se le evaluó la altura total (H) y el diámetro de la base (D) en centímetros. Posteriormente, se obtuvo el peso verde, peso verde de la parte aérea, peso verde radicular y peso verde total en báscula analítica. Después, las plántulas se pasaron a bolsas de papel estraza perforadas, identificando tanto la parte aérea como la parte radicular de cada repetición, las cuales se colocaron en una estufa a 101◦C por 48 h, para después pesar en una balanza analítica, para determinar el ICD (^{Dickson et al. 1960}, ^{Lin et al. 2019}):

Para definir las acciones de conservación se consideraron los resultados de calidad de semilla y plántula. Se revisó la normatividad mexicana y en especial la información relacionada con estrategias de conservación in situ y ex situ (^{SEMARNAT 2010}, ^{Loo 2011}, ^{DOF 2014}, ^{SE 2016}, ^{DOF 2018}).

Análisis estadístico

Previo a los análisis se realizó una prueba de normalidad de datos de las variables. Para las variables discretas expresadas en porcentaje se utilizó la trasformación angular arcoseno y para las contables se utilizó las transformaciones de potencia de Box-Cox (^{Zar 2010}). Para la determinación de los pretratamientos germinativos el ensayo preliminar de germinación, así como en la diferenciación entre localidades para las variables morfológicas de semillas, las variables de calidad de semilla y de plántula, se realizó un análisis de varianza utilizando el diseño experimental completamente aleatorio y la prueba de comparación de medias de Tukey con un 95% de confiabilidad empleando el programa estadístico SAS 9.0 (^{SAS 2002}).

Morfología de semillas

Para las variables longitud de semillas (LS) (6.04 - 6.19 mm), ancho de semillas (AS) (5.36 - 5.54 mm), longitud del embrión (LE) (4.53 - 4.81 mm) y ancho de embrión (AE) (0.61 - 0.63 mm) no se observaron diferencias significativas entre localidades (Tabla 1). Mientras que para las variables peso de 100 semillas (P100S), grosor de la semilla (GS) y testa (GT), se observaron diferencias significativas entre localidades, presentando la localidad El Dorado diferencias estadísticas con respecto a las localidades de Las Coloradas y San Antonio del Jaral, con los menores promedios de peso de 100 semillas (6.23 g), grosor de semillas (1.93 mm) y testa (0.13 mm). Con respecto, al color de la semilla, el color dominante fue N 2.5/2 negro en un 70.00% para la localidad Las Coloradas, 40.00% para El Dorado y 64.00% para San Antonio del Jaral. Mientras que el color N 2/0 negro tuvo la menor presencia con 8.00, 30.00 y 16.00%, respectivamente, y con escasa presencia el N 2.5/0 negro y N3/0 gris muy oscuro que solo se presenta en la localidad El Dorado en un 2.00% para ambos colores.

Identificación de hongos fitopatógenos en semillas

En las pruebas de sanidad PDA, se observa alta incidencia del hongo A. niger, que se presenta en mayor proporción (61.11%) en Las Coloradas y A. flavus en San Antonio del Jaral en mayor proporción (50.00%). Ambos hongos tienen los mayores porcentajes para ambas localidades, sobresaliendo El Dorado con el mayor número de semillas sanas (Tabla 2). Para organismos desarrollados durante el almacenamiento en las pruebas en MSA, El Dorado y San Antonio del Jaral tuvieron mayor presencia de A. niger (50.00 y 66.66%, respectivamente); en cambio, la mayor incidencia de A. flavus (50.00%) y de semillas sanas (50.00%) se presentó en Las Coloradas.

Viabilidad, germinación y calidad de plántulas

Para la prueba de tetrazolio no se encontraron diferencias significativas, presentando porcentajes de semillas viables en Las Coloradas, El Dorado y San Antonio del Jaral del 74.00, 76.00 y 76.00% (Tabla 3). De los cinco pretratamientos realizados, ninguno presentó diferencias estadísticas significativas ni en tiempo de remojo ni en concentración de peróxido de hidrógeno (Tabla 4), y para evaluar el ensayo de germinación se utilizó el pretratamiento con re- mojo de las semillas en agua destilada, para evitar proliferación de hongos en el ensayo, durante 12 horas y concentración de agua oxigenada al 3% por seis minutos, además fue el que presentó menor incidencia de estructuras micóticas.

La germinación presentó porcentajes del 79.00 al 83.00% de plántulas normales con porcentajes bajos de plántulas anormales entre un 3.00 y 10.00%, sin diferencias significativas entre localidades (Tabla 3). Los valores de germinación obtenidos de Czabator fueron del 33.99 al 44.79, y para Djavanshir y Pourbeik de 26.36 a 32.78, sin diferencias significativas en entre localidades (Tabla 3). El valor del ICD como indicador de calidad de plántula para la localidad Las Coloradas fue de 1.79, para El Dorado 1.75 y para San Antonio del Jaral 1.77, sin diferencia significativa entre localidades.

Morfología de semillas

Al comparar el número de semillas por kilogramo de Y. endlichiana (13 624 a 16 051 semillas kg⁻¹) con otras especies de Yucca, los valores son variables los cuales oscilar entre 9 250 semillas kg⁻¹ para Y. schidigera, hasta 50 000 semillas kg⁻¹ para Y. brevifolia (^{Alexander et al. 2008}). Por lo que estos valores son útiles como características distintivas de las diferentes especies, en la planeación de la colecta de semillas, el control y el manejo del almacenamiento de semillas (^{Rao et al. 2007}). Ya que la selección de semillas con mayor peso, garantiza mayor germinación y calidad de plántula (^{Trindade-Lessa et al. 2015}, ^{Gelviz-Gelvez et al. 2020}). Ya que el tamaño del fruto se relaciona con las características morfológicas de la semilla, particularmente el tamaño repercute en el vigor de la planta y la capacidad de sobrevivencia (^{Duarte et al. 2017}). Al respecto, la variación en el tamaño de semilla entre el género Yucca es considerable, siendo el tamaño de semilla de Y. endlichiana menor que el de Y. quere- taroensis (^{Magallán et al. 2014}), pero es más semejante al tamaño de Y. linearifolia (^{Szabó y Gerzson 2011}). En este sentido, los valores del tamaño de la semilla en el género Yucca aportan a la descripción de las especies y, por otra parte, la selección del tamaño de la semilla y de la cápsula en este género puede asegurar la calidad de la planta.

Con respecto al color de la semilla, el color negro de la semilla de Y. endlichiana es similar a otras especies de Yucca (^{Alexander et al. 2008}), y no aporta en la diferenciación de las especies, a reserva de que el color de las semillas pudiera ser descrita por el tono, valor y croma de acuerdo con la clasificación de colores de Munsell. Prácticamente, en otros géneros, el color de la semilla ha estado más relacionado con la germinación, colores más oscuros se relacionan con mayor capacidad germinativa (^{Tenorio-Galindo et al. 2008}, ^{Hernández-Anguiano et al. 2018}); para Y. endlichiana el color negro de la semilla resultó con porcentajes óptimos de germinación de plántulas normales.

Identificación de hongos fitopatógenos en semillas

Dentro del concepto de calidad de semilla están las pruebas de sanidad de semillas y es importante identificar los patógenos que se trasmiten a través de la semilla durante la colecta (^{Rao et al. 2007}). En este sentido, los hongos de campo pueden ocasionar decoloración, semilla vana, óvulos abortados e inclusive transmitirse a plántulas o plantas adultas y se encuentran por lo general bajo la testa, afectando en ocasiones la emergencia de las plántulas en campo como son los géneros Fusarium, Alternaria, Aspergillus y Rhizoctonia, en especial el género Fusarium ha sido uno de los más incidentes y devastadores (^{Villa-Martínez et al. 2015}). Para disminuir la incidencia de estos hongos de campo en Y. endlichiana, en la colecta es necesario el monitoreo de la maduración de las cápsulas para evitar menos tiempo de contacto con el suelo.

Con respecto a hongos de almacén como Aspergillus y Penicillium, pueden disminuir el porcentaje de germinación, coloración y dañar el embrión, producir cambios bioquímicos y toxinas, además de provocar calentamiento que se traduce en disminución de calidad en la semilla (^{Doria 2010}, ^{Navarro et al. 2012}, ^{Zakaria et al. 2014}). Uno de los tratamientos a la semilla para eliminar a estos hongos de almacén durante la germinación es el peróxido de hidrógeno que funciona como desinfectante (^{Zúñiga-Orozco y Beauregard-Zúñiga 2020}). Al respecto, es esencial el análisis de la calidad de semillas para determinar las condiciones de la semilla al momento de la colecta y definir los tratamientos para la eliminación de hongos durante el almacenamiento, germinación, emergencia y estado de plántula.

Viabilidad y germinación

Se observa que los porcentajes de viabilidad y germinación de Y. endlichiana son similares entre localidades y coinciden con lo reportado con varias especies del mismo género (^{Granados-Sánchez et al. 2011}, ^{Cambrón-Sandoval et al. 2013}). Lo que indica que la posibilidad de problemas de latencia en las semillas es baja. Por otra parte, la capacidad de germinación de especies de Yucca como Y. filifera oscila entre 60 y 90%, para Y. carnerosana entre 79 y 81% y de Y. elata entre 29 y 63% (Granados- Sánchez et al. 2011, Cambrón-Sandoval et al. 2013), valores que están entre los valores encontrados para Y. endlichiana, aunque se esperaría menor viabilidad y germinación de semillas, debido a que se ha reportado que poblaciones pequeñas y fragmentadas tienen problemas de endogamia (^{Henríquez 2004}, ^{Martínez-Abraín y Oro 2006}). Aun cuando no se presentaron diferencias entre las localidades de Y. endlichiana con respecto a los valores de germinación de Czabator, así como de Djavanshir y Pourbeik, éstos son indicadores de vigor de germinación (^{Barone et al. 2016}, ^{Fontana et al. 2016}). Por lo que ambos valores se ven influenciados por pretratamientos aplicados a las semillas (Suárez-Montealgre et al. 2014); pero son indicadores de mayor vigor germinativo, mayor actividad durante la germinación y emergencia, así como en el crecimiento de las plántulas, por lo que son importantes en la selección y manejo de plántulas en viveros (^{Escobar 2012}, ^{López y Gil 2017}).

Calidad de plántula

El ICD ha sido utilizado como parámetro de calidad de plántula que permite evaluar mejor las diferencias morfológicas entre plantas de una muestra y predecir el comportamiento en campo de plántulas (^{Aguirre et al. 2018}), donde los valores mayores o iguales a 0.5 indican que la calidad de la planta es alta, mientras que valores bajos indican calidad baja (^{Rueda-Sánchez et al. 2012}, ^{Muñoz-Flores et al. 2014}, ^{Rueda-Sánchez et al. 2014}). Por lo que los valores de ICD en Y. endlichiana en las tres localidades son altos, lo que indica una calidad de planta adecuada. Es importante señalar que el ICD está correlacionado con las variables morfológicas utilizadas en el índice, donde la variable diámetro a la base es la más correlacionada (^{Sáenz-Reyes et al. 2014}, ^{Villalón-Mendoza et al. 2016}); por lo tanto, la medición de esta variable en vivero es práctica y no destructiva, y puede servir en la selección de plantas en vivero de Y. endlichiana con fines de conservación. Para Y. endlichiana no se reportan complicaciones en su propagación sexual, además de que acciones a corto y largo plazo deben estar integradas a un programa dirigido bajo convenios entre instituciones y propietarios de las áreas, con apoyo y supervisión de instituciones del gobierno estatal y federal. Para la conservación ex situ, los bancos de germoplasma locales serán necesarios para el manejo y almacenamientos de las semillas de Y. endlichiana (^{Alexander et al. 2008}), para monitorear y evaluar la viabilidad óptima de la semilla, asegurando la regeneración a través de plantaciones establecidas en las zonas de movimiento de germoplasma indicadas en la norma NMX-AA-169-SCFI-2016 (^{Iriondo- Alegría 2001}, ^{SE 2016}).