Introducción

La tilapia, particularmente la tilapia del Nilo (Oreochromis niloticus Linnaeus 1757), es de los principales peces de agua dulce que se cultivan con éxito alrededor del mundo. Aunque este tipo de acuicultura puede ser remuneradora sin importar el tamaño de la granja, las ganancias son mayores en las granjas grandes (^{Yuan et al. 2017}). No obstante, las granjas pequeñas hacen una contribución importante al desarrollo rural sostenible, favoreciendo la seguridad alimentaria, el uso eficiente de agua y la generación de empleo (^{Zongli et al. 2017}).

Al igual que otros sistemas de producción animal, la tilapia en cultivo no está exenta de enfermedades infecciosas causadas por virus, bacterias, hongos o parásitos (^{Abdel-Latif et al. 2020}). La diversidad de parásitos que la tilapia puede albergar es amplia, entre los más comunes están los ciliados que bajo condiciones ambientales específicas llegan a ser patógenos y causar enfermedades letales, como la tricodiniasis (^{Abdel-Meguid 2001}). Esta enfermedad es causada por protozoarios de la familia Trichodinidae, cuyo género más diverso es Trichodina con más de 300 especies, encontradas principalmente en piel y branquias de una gran cantidad de especies de invertebrados y vertebrados de diferentes ambientes alrededor del mundo (^{Asmat y Sultana 2005}, ^{Tang et al. 2013}). Particularmente en México, se han registrado 18 especies de este género en peces de agua dulce (^{Aguilar-Aguilar e Islas-Ortega 2015}).

Otro grupo común de parásitos es el de los monogeneos, pertenecientes al filo Platyhelminthes. Estos parásitos pueden causar hemorragias, inflamación, hiperplasia y fusión de lamelas branquiales (^{Cala-Delgado et al. 2018}), lo cual desencadena problemas tales como estrés, crecimiento lento e incluso la muerte de los peces, con las consecuentes pérdidas económicas (^{Ogawa 2015}, ^{Shinn et al. 2015}). Además, las infecciones por monogeneos pueden facilitar las invasiones de bacterias patógenas y aumentar los niveles de mortalidad de los peces (^{Zhang et al. 2015}). En México, se ha reconocido que los monogeneos, en particular algunas especies de Cichlidogyrus y Gyrodactylus, pueden impactar negativamente el cultivo de tilapia (^{Aguirre-Fey et al. 2015}, ^{Grano-Maldonado et al. 2018}, ^{Paredes-Trujillo et al. 2021}).

A pesar de que el cultivo de tilapia se extiende por todo el territorio mexicano, la información relacionada con la distribución de parásitos es limitada, especialmente en zonas rurales. Uno de los pocos trabajos es el de ^{Paredes-Trujillo et al. (2016)}, quienes observaron que los parásitos se distribuyen ampliamente en granjas de Yucatán. En el suroeste de México, particularmente en Guerrero, Oaxaca y Chiapas hay registradas más de 800 granjas acuícolas produciendo aproximadamente 34 688 toneladas de tilapia anualmente (^{CONAPESCA 2017}). La mayoría son granjas pequeñas distribuidas en una amplia variedad de ambientes tanto en zonas costeras como montañosas, en donde la tilapia se cultiva ya sea en estanques o en jaulas dentro de presas o lagunas. Por lo anterior, el objetivo del presente trabajo fue determinar la prevalencia e intensidad mediana de tricodínidos y monogeneos parásitos de O. niloticus en 63 granjas de tilapia en diferentes regiones de Guerrero, Oaxaca y Chiapas.

Materiales y métodos

Entre agosto 2018 y noviembre 2019 se muestrearon 63 granjas de tilapia: 24 en Guerrero, 21 en Oaxaca y 18 en Chiapas, algunas de ellas hasta en dos ocasiones. Las granjas se seleccionaron tratando de abarcar diferentes regiones de los estados. En cada granja se capturaron entre 6 y 15 tilapias. En el sitio de muestreo, cada tilapia se sacrificó mediante punción cerebral, enseguida el mucus de la piel y aletas se removió con la hoja de un bisturí y depositó en portaobjetos, dejándose secar a temperatura ambiente. Los arcos branquiales del lado derecho y aletas se removieron y preservaron en alcohol al 96%.

En el laboratorio, las muestras de mucus se tiñeron con la técnica de impregnación argéntica de Klein (^{Lom y Dyková 1992}) para después observarlas bajo un microscopio Olympus BX-51 a una magnificación de 1000X. Los cuatro arcos branquiales y aletas se pusieron en cajas de Petri para su observación bajo un estereomicroscopio. Todos los tricodínidos y monogeneos encontrados se cuantificaron. El análisis taxonómico se enfocó en las muestras de 2018. Sólo aquellos tricodínidos bien preservados y teñidos se identificaron a nivel de especie. Para lo cual se tomaron fotografías con una cámara QColor-5 (Olympus, Japón) acoplada al microscopio y se realizaron mediciones con el programa Q-Capture Pro-7 (QImaging, Surrey, BC, Canadá). Las estructuras medidas fueron los dentículos y disco adhesivo (^{Van-As y Basson 1989}, Lom y Dyková 1992). En el caso de los monogeneos, de cada granja se tomó aleatoriamente una submuestra de 50 individuos. Cada individuo se colocó en un portaobjetos y se le añadió 3 μL de proteinasa K para digerir el tejido blando y exponer las estructuras duras (^{Harris y Cable 2000}). La digestión se detuvo añadiendo 3 μL de una solución hecha a base de glicerina y formalina (50:50). Enseguida, se colocó un cubreobjetos y las estructuras se observaron bajo un microscopio Olympus BX-51 a una magnificación de 1000X. La identificación de especies se realizó de acuerdo con el análisis morfológico propuesto por ^{Huyse y Volckaert (2002)} y ^{Gillardin et al. (2012)}. El material tipo se depositó en la colección de parásitos de peces (CPPNP) del Centro de Investigación en Alimentación y Desarrollo, Unidad Mazatlán, Sinaloa, México.

Para ambos grupos de parásitos se determinaron la prevalencia e intensidad mediana, incluyendo sus intervalos de confianza al 95%, utilizando el programa QPweb (^{Reiczigel et al. 2019}). La prevalencia se cuantificó como la proporción de peces infectados en la muestra y se expresa en porcentaje. La intensidad mediana se cuantificó como la mediana del número de parásitos en cada pez infectado (^{Reiczigel et al. 2019}). Aunque usualmente se recurre a la intensidad promedio, la intensidad mediana es más adecuada para describir el nivel típico de infección en una muestra (^{Reiczigel et al. 2019}). Para visualizar gráficamente la presencia de las especies de parásitos en las granjas, se construyeron diagramas de cuerdas con el paquete circlize 0.4.14 en R (^{Gu et al. 2014}).

Resultados

Los tricodínidos estuvieron presentes en 46 de las 63 granjas muestreadas (Tabla 1). Su prevalencia fue baja (6.7 a 26.7%) en 19 granjas (siete en Guerrero, seis en Oaxaca y seis en Chiapas), moderada (30 a 46.7%) en ocho granjas (dos en Guerrero, cinco en Oaxaca y una en Chiapas), y alta (60 a 100%) en 19 granjas (una en Guerrero, 10 en Oaxaca y ocho en Chiapas). En la mayoría de las granjas (40) la intensidad mediana fue menor a 10 tricodínidos por pez. Hubo un caso extremo, en Malpaso, Chiapas, en el que la intensidad mediana fue 155 tricodínidos por pez. De las 17 granjas sin estos parásitos, 13 estuvieron en Guerrero, dos en Oaxaca y dos en Chiapas.

Se identificaron seis especies de tricodínidos: Trichodina centrostrigeata (CPPNP 01380), T. compacta (CPPNP 01381), T. heterodentata (CPPNP 01382), T. magna (CPPNP 01383), T. nigra (CPPNP 01384) y Trichodina sp. (CPPNP 01385) (Figura 1). En la Figura 2 se observa que la especie más común fue T. compacta, encontrándose en tres granjas de Guerrero, cinco de Oaxaca y cuatro de Chiapas. Por el contrario, Trichodina sp. apareció sólo en una granja de Guerrero.

Figura 1 Microfotografías de las especies de Trichodina encontradas en tilapia cultivada en granjas rurales de Guerrero, Oaxaca y Chiapas. Barra de escala: 10 μm. 

Figura 2 Especies de tricodínidos encontradas en la tilapia cultivada en granjas rurales de Guerrero, Oaxaca y Chiapas. El número junto a la letra G se refiere al número de granja enlistado en la Tabla 1. 

Los monogeneos se encontraron en 59 de las 63 granjas muestreadas (Tabla 1). La prevalencia fue baja (13 a 26.7%) en ocho granjas (siete en Guerrero y una en Oaxaca), moderada (33.3 a 50%) en siete granjas (cuatro en Guerrero, una en Oaxaca y dos en Chiapas), y alta (60 a 100%) en 44 granjas (10 en Guerrero, 20 en Oaxaca y 14 en Chiapas). La intensidad mediana fue de 1 a 30 monogeneos por pez en la mayoría de las granjas (46). Sin embargo, hubo casos en los que la intensidad mediana fue mayor de 200 monogeneos por pez.

Se identificaron nueve especies de monogeneos: Cichlidogyrus cirratus (CPPNP 01386), C. dossoui (CPPNP 01387), C. halli (CPPNP 01388), C. mbirizei (CPPNP 01389), C. sclerosus (CPPNP 01390), C. thurstonae (CPPNP 01391), C. tilapiae (CPPNP 01392), Gyrodactylus cichlidarum (CPPNP 01393) y Scutogyrus longicornis (CPPNP 01394) (Figura 3). En la Figura 4 se observa que las especies más comunes fueron C. tilapiae, encontrándose en tres granjas de Guerrero, 12 de Oaxaca y seis de Chiapas, y C. sclerosus en dos granjas de Guerrero, ocho de Oaxaca y nueve de Chiapas. Por el contrario, C. cirratus y C. dossoui aparecieron sólo en una graja en Oaxaca.

Figura 3 Microfotografías de las estructuras esclerotizadas de las especies de monogeneos encontradas en tilapia cultivada en granjas rurales de Guerrero, Oaxaca y Chiapas. Se muestran ganchos, barras y órgano copulador de C. cirratus, C. halli, C. mbirizei, C. sclerosus, C. tilapiae, C. thurstonae y S. longicornis; órgano copulador de C. dossoui; y ganchos de G. cichlidarum. Barra de escala: 40 μm. 

Figura 4 Especies de monogéneos encontradas en la tilapia cultivada en granjas rurales de Guerrero, Oaxaca y Chiapas. El número junto a la letra G se refiere al número de granja enlistado en la Tabla 1. 

Discusión

La presencia de tricodínidos y monogeneos en la mayoría de las granjas refleja la capacidad de dispersión geográfica que tienen estos parásitos. Este hecho también fue observado por ^{Paredes-Trujillo et al. (2016)} en Yucatán, donde los ectoparásitos fueron encontrados en todas (29) las granjas muestreadas. De acuerdo con ^{Paredes-Trujillo et al. (2016)}, la transmisión de ectoparásitos en las granjas de tilapia es favorecida por el transporte de peces vivos, densidad alta de siembra y falta de limpieza de los tanques y equipos de pesca. Además, señalan que la adquisición de alevines infectados es quizá la principal amenaza para la transmisión de ectoparásitos. En los criaderos de tilapia, no es raro que los alevines se infecten con tricodínidos y monogeneos (^{Aly et al. 2020}, ^{Jiménez-García et al. 2020}). Entonces, si los alevines no son desinfectados antes de ser enviados a las granjas y si las granjas no aplican las estrategias de cuarentena, posiblemente habrá una propagación de parásitos.

Las variaciones en prevalencia e intensidad observadas en el presente estudio podrían estar asociadas a factores como la calidad de agua, densidad de siembra, tamaño y nutrición de los peces, entre otros (^{Paredes-Trujillo et al. 2016}, ^{Suliman y Al-Harbi 2016}, ^{Ojwala et al. 2018}, ^{Areda et al. 2019}). Por ejemplo, en las granjas de Yucatán, ^{Paredes-Trujillo et al. (2016)} observaron que la abundancia de Cichlidogyrus se asoció con concentraciones altas de amonio y poco recambio de agua. Mientras que ^{Ojwala et al. (2018)} observaron que la prevalencia de algunos parásitos, incluyendo tricodínidos y monogeneos, se asoció de forma positiva con la concentración de oxígeno disuelto, pH y temperatura del agua. En nuestro caso, no fue posible registrar de manera consistente datos de las condiciones de cultivo, por lo que no realizamos un análisis estadístico para determinar los factores que más influyen en los niveles de infección. Los resultados de los trabajos citados previamente son variables, lo que sugiere la necesidad de diseñar protocolos de muestreo estandarizados, en cuanto a los parámetros bióticos y abióticos a registrar y los análisis estadísticos a realizar, para entender la complejidad de las interacciones hospedero-parásito en las granjas rurales de tilapia.

En el presente estudio, excepto por Trichodina sp., las especies de tricodínidos encontradas son de origen africano y se han establecido en México debido a la introducción de especies de peces exóticos (^{Rodríguez-Santiago et al. 2019}, ^{Islas-Ortega et al. 2020}). Las características morfológicas de Trichodina sp. no coinciden con las de alguna otra especie del género. Pero no fue posible describirla en este estudio debido a que los especímenes estaban dañados y fueron insuficientes. La granja donde se encontró esta especie, en Guerrero, se visitó nuevamente para conseguir más especímenes. Desafortunadamente, esto no fue posible porque la granja dejó de operar.

Las especies de monogeneos encontradas han sido registradas previamente en varias localidades de México (^{Mendoza-Garfias et al. 2017}, ^{Mendoza-Franco et al. 2018}, ^{Jiménez-Sánchez et al. 2019}); excepto por C. mbirizei y C. cirratus. Hasta donde se sabe C. mbirizei se ha registrado en África y algunas partes de Asia (^{Bukinga et al. 2012}, ^{Mohd-Agos et al. 2016}, ^{Lerssutthichawal et al. 2016}), mientras que C. cirratus ha sido registrada en África, Asia e Israel (^{Pariselle y Euzent 2009}, ^{Jorissen et al. 2018}, ^{Zhang et al. 2019}). Por lo tanto, el presente estudio representa el primer registro de estas dos especies en México. A pesar de que existen estudios morfológicos que separan a C. mbirizei y C. cirratus por la forma de la punta de su órgano copulador masculino, ^{Zhang et al. (2019)} sugieren que estas dos son la misma especie; pero señalan que el establecimiento de su sinonimia depende de un estudio molecular que permita esclarecer este problema taxonómico.

El registro de especies de Trichodina y Cichlidogyrus no debe pasar desapercibido dado su potencial de afectar negativamente el cultivo de tilapia. Si bien estas afectaciones no son responsables directas de mortalidad, pueden causar daños a nivel subclínico y exacerbar las enfermedades causadas por otros estresores. Por ejemplo, T. compacta, uno de los tricodínidos que apareció con más frecuencia, es capaz de causar severas alteraciones histopatológicas, como hipertrofia, hiperplasia y fusión de lamelas, lo que resulta en asfixia, falta de alimentación, nado errático y alteración de los mecanismos de defensa (^{Abdelkhalek et al. 2018}, ^{Khallaf et al. 2020}). Asimismo, algunas especies de Cichlidogyrus como C. philander también pueden causar lesiones, que producen hiperplasia, incremento de mucus e infiltración celular en las branquias (^{Igeh y Avenant-Oldewage 2020}). Particularmente, C. sclerosus, uno de los monogeneos más comunes en este estudio, es capaz de inducir anemia (^{Aguirre-Fey et al. 2015}). Al respecto, ^{Paredes-Trujillo et al. (2021)} demostraron que los tricodínidos y monogeneos afectan de forma negativa el factor de condición de la tilapia en las granjas de Yucatán. Al igual que en el presente estudio, en las granjas de Yucatán los monogeneos que aparecen comúnmente son C. sclerosus y C. tilapiae (^{Paredes-Trujillo et al. 2016}).

Aunque los niveles de infección de G. cichlidarum fueron bajos, los productores deben estar atentos a la evolución de esta parasitosis, ya que G. cichlidarum es causante de enfermedades severas en juveniles de tilapia (^{García-Vásquez et al. 2010}). También se ha demostrado que la coinfección de G. cichlidarum y C. sclerosus puede causar inmunosupresión (^{Zhi et al. 2018}). En México, G. cichlidarum es uno de los principales causantes de mortalidad de juveniles en los criaderos de tilapia. Al respecto, ^{Grano-Maldonado et al. (2018)} describieron un evento de mortalidad masiva causado por G. cichlidarum en una granja de Sinaloa, en el noroeste de México. Además, la distribución de G. cichlidarum se ha extendido por todo el territorio mexicano, infectando no solamente tilapia en cultivo sino también peces nativos, lo cual podría tener un impacto negativo en la biodiversidad (^{García-Vásquez et al. 2021}).

Conclusiones

Los tricodínidos y monogeneos se distribuyen ampliamente en las granjas de tilapia de zonas rurales del suroeste de México, ya sea en regiones montañosas, valles o costas. Los niveles de prevalencia e intensidad de la infección son variables y la determinación de sus causas es aún un tema pendiente. Las especies más comunes son T. compacta, C. sclerosus y C. tilapiae, las cuales, en otros estudios, han sido asociadas a desmejoras en la salud de los peces. Estos resultados pueden ser referencia para otros trabajos que busquen mejorar las estrategias de prevención o control de parásitos en los cultivos de tilapia.