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Introducción
Los fitoquímicos con potencial antioxidante tienen la capacidad de reducir las consecuencias del estrés oxidativo en el desarrollo de enfermedades y en el proceso de envejecimiento, y de este modo contribuir en los efectos protectores a la salud de las frutas (Álvarez-Suarez et al., 2014). Las frutas contienen niveles altos de compuestos biológicamente activos que imparten beneficios a la salud, además de los valores nutricionales. Dentro de los componentes activos biológicos, los antioxidantes naturales han tenido interés debido a su seguridad y su potencial efecto terapéutico. Estos son capaces de actuar como neutralizadores de radicales libres, inhibidores enzimáticos y sinergistas de la actividad antioxidante. Los antioxidantes naturales de origen vegetal, como flavonoides y taninos, son seguros para la salud y también son bioactivos, ya que ayudan a prevenir enfermedades (Mohsen & Ammar, 2009; Rizwana, Al Otibi & Al-Malki, 2019). En años recientes, mayor atención ha sido puesta en explorar el potencial antioxidante de extractos de plantas o productos aislados de origen vegetal, incluyendo las frutas que son empleadas para el consumo humano (Chua, Tung, & Chang, 2008; Velderrain-Rodríguez, Acevedo-Fani, González-Aguilar, & Martín-Belloso, 2019). Numerosos extractos crudos de materiales vegetales ricos en fenólicos son de interés en la industria alimentaria, ya que pueden retardar la degradación oxidativa y de esta forma mejorar la calidad y el valor nutritivo de los alimentos (Corral-Aguayo, Yahia, Carillo-Lopez & González-Aguilar, 2008). Estudios epidemiológicos han revelado una asociación positiva entre el consumo de frutas y una reducción de ciertas enfermedades crónico degenerativas, como enfermedades cardiovasculares, ciertos tipos de cáncer como el de mama, entre otras (Noratto, Porter, Byrne, & Cisnero-Zevallos, 2014). La mejor manera de suministrar antioxidantes al cuerpo humano es comer porciones generosas de frutas ricas en antioxidantes como los polifenoles (Giampieri, Alvarez-Suarez & Battino, 2014). En el Estado de Zacatecas se cultivan una gran cantidad de frutas como durazno, tuna, guayaba, uva, ciruela, manzana y membrillo, que no han sido aprovechadas en su totalidad para elaborar diversos productos alimenticios y conocer sus posibles efectos a la salud. Estas frutas representan una oportunidad para que los productores locales accedan a mercados especiales donde los consumidores aprecian la presencia de compuestos bioactivos capaces de prevenir algunas enfermedades (Alves, de Brito, Rufino & Sampaio, 2008). El durazno tiene un valor terapéutico y nutricional muy importante, ya que se le ha relacionado con varias actividades biológicas como antioxidante, antibacteriana y anticancerígena (Kurz, Carle, & Schieber, 2008; Noratto, Porter, Byrne & Cisnero-Zevallos, 2014). Zacatecas se ubica entre los cinco Estados con mayor producción de durazno a nivel nacional (SIAP, 2018), existen pocos estudios que indiquen su potencial nutraceútico o su efecto benéfico a la salud, por lo que el objetivo de la presente investigación fue determinar los niveles de fitoquímicos y evaluar las actividades antioxidante, antihipertensiva y antimicrobiana de la variedad criolla de durazno cultivada en el mismo Estado, ya que se ha relacionado el contenido de fitoquímicos en las frutas, con sus posibles actividades bioactivas. La información generada en este estudio podría aumentar las oportunidades de mercado de este fruto en la industria de alimentos funcionales y en su consumo.
Materiales y métodos
Frutos maduros de durazno (Prunus persica L.) de la variedad criolla fueron colectados en el municipio de Jerez, Zacatecas, México (22° 39′ N 103° 00′ O) en el mes de agosto 2019. El material fue cortado en rodajas y secado en un horno de aire forzado hasta alcanzar una humedad del 15% (Precision Instruments, Model DN-43) a 35 °C por 2 días. Los frutos secos fueron molidos (UD Cyclone Sample Mill, UD Corp., Boulder, CO) hasta pasar por una malla 80-US (0.180 mm), y empacados en bolsas de plástico. La harina de durazno resultante fue almacenada a −20 °C para evitar la degradación de fitoquímicos.
Extracción de fitoquímicos
Los fitoquímicos en durazno fueron extraídos de acuerdo a Adom & Liu (2002). 0.5 g de harina fue mezclada con 10 mL de metanol 99.5% (80:20, v/v); esta suspensión se agitó en un rotator (OVAN noria R, EUA, 2010) por 10 min, y fue centrifugada a 3000 x g/10°C/10 min. El sobrenadante se colocó en tubo nuevo y se concentró a 35°C (Speed Vac Concentrator, Thermo Electron Corporation) hasta alcanzar un volumen final de 2 mL.
Determinación de flavonoides
En una placa de 96 celdas, se agregaron 20 µL del extracto de fitoquímicos. Los extractos se mezclaron con 80 µL de agua destilada y 6 µL de NaNO2 al 5% (p/v) y se dejó reposar por 5 minutos. Posteriormente fueron adicionados 12 μL de AlCl3 al 10% (p/v), 10 μL de NaOH 1M y 20 µL de agua destilada. Después de 30 min de reposo la absorbancia fue determinada a 510 nm, se empleó catequina como estándar (99%, Sigma Chemical Co.) y el contenido de flavonoides fue expresado como mg equivalentes de catequina (mg EC)/100 g, las determinaciones se realizaron por triplicado (Adom & Liu, 2002).
Determinación de taninos condensados
Por su estructura polimérica la extracción de taninos no se realizó con los extractos de fitoquímicos. 1 g de harina de durazno se mezcló con 10 ml de acetona (80:20, v/v). A 20 μL de este extracto, se adicionaron 1200 μL de una solución de vainillina al 4% (p/v) en metanol (99.5%) y 600 μL de HCl concentrado, se dejaron en reposo durante 15 min a temperatura ambiente. Se empleó catequina como estándar (99%, Sigma Chemical Co.) y se midió la absorbancia a 500 nm. Los resultados se calcularon y expresaron como mg equivalentes de catequina (mg EC)/100 g de muestra en base seca (bs). Las determinaciones se realizaron por triplicado (Xu & Chang, 2007).
Determinación de compuestos fenólicos totales
En una placa de 96 celdas, se agregaron 20 µL del extracto de fitoquímico. Se mezclaron con 180 µL del reactivo de Folin Ciocalteu (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO), la reacción se neutralizó con 50 µL Na2CO3 al 7% y posteriormente se dejó reposar por 90 min. Se empleó ácido gálico como estándar (Sigma Chemical Co.) y se midió la absorbancia a 750 nm, el contenido de fenólicos totales fue expresado como mg equivalentes de ácido gálico (mg EAG)/100 g de muestra en base seca (bs), las determinaciones se realizaron por triplicado (Singleton, Orthofer & Lamuela-Raventós, 1999).
Determinación de Carotenoides totales
Se pesaron 0.1 g de muestra y se homogeneizó con 1 mL de una solución de acetona 99.5%-etanol (v/v, 1:1), se dejó reposar por 24 h. Se filtró la solución al vacío, se transfirió el filtrado a un embudo de separación y se adicionaron 5 mL de hexano 95% y 2.5 mL de agua destilada y se dejó reposar por 30 min. Finalmente se midió la absorbancia de la fase orgánica a 470 nm. Los resultados se expresaron en μg β-caroteno equivalentes (EBC)/100 g, empleando el coeficiente de extinción molar de 2500 del β-caroteno. Se empleó como blanco hexano (Campos et al., 2006).
Donde:
A= Absorbancia de la muestra
V= Volumen total del extracto
A1% 1cm= Coeficiente de absortividad del β-caroteno (2500)
Pmx = Peso de muestra en gramos
Evaluación de la actividad antioxidante
Se empleó el método de 2,2-difenil-1-picrilhidrazilo (DPPH), adaptado para microplatos. Se mezclaron 20 µL del extracto de fitoquímicos con 200 µL de la solución de DPPH (Sigma Chemical Co.) en una placa de 96 celdas. Se incubo por 30 minutos. La absorbancia fue determinada a 540 nm. La actividad antirradical fue expresada como µmol equivalentes de Trolox (Sigma Chemical Co.) (ET)/100 g de muestra en base seca (bs). Las determinaciones se realizaron por triplicado (Cardador-Martínez , Loarca-Piña, & Ooman, 2002). La actividad antirradical ABTS (ácido 2,2´-azino-bis(3-etilbenzotiazolin)-6-sulfónico) se llevó a cabo de acuerdo a Re, Pellegrini, Proteggente, Yang, & Rice-Evans (1999). A 1980 µL de la dilución (3.5 mM, pH 7) del radical ABTS•+ (Sigma Chemical Co.) se le añadieron 20 µL de extracto de fitoquímicos y se incubaron 15 min en oscuridad para posteriormente medir la absorbancia a 735 nm. La actividad antirradical fue expresada como µmol equivalentes de Trolox (ET)/100 g de muestra en base seca (bs) y las determinaciones se realizaron por triplicado.
Actividad inhibitoria de la enzima convertidora de angiotensina
Se midió la actividad de 0.05 mL (0.025 U/mL) de la enzima convertidora de angiotensina (ECA) frente a su sustrato, Hipuril-L-Histidil-L-Leucina (Sigma Chemical Co.) a una concentración de 0.3% (p/v). Bajo las mismas condiciones se realizó la medición de la actividad de la ECA adicionando enalapril, a una concentración de 0.4% (p/v) como control positivo, para inhibir la actividad de la ECA. Para evaluar la propiedad inhibitoria de durazno se utilizó una concentración de los extractos de 0.2% (p/v) en un buffer de fosfatos PBS (400 mM. pH 8.5). Durante el procedimiento se realizó una incubación de la enzima con su sustrato a 37 °C por 30 minutos y según era el caso, con los inhibidores (enalapril o extracto de durazno); la reacción fue detenida con 0.25 ml de HCl 1M. Posteriormente se realizó una extracción del producto de la actividad enzimática, el ácido hipúrico, con 1.0 mL de acetato de etilo, seguido de la evaporación del exceso de acetato de etilo; este producto se disolvió en 1.5 mL de agua destilada y se determinó su absorbancia a una longitud de onda de 228 nm (Wang, Saito, Tatsumi, & LI, 2003). La actividad de inhibición de la ECA se expresó cómo % inhibición de la ECA y se calcula como sigue:
Actividad antimicrobiana
El efecto antimicrobiano se determinó por el método de difusión en disco, partiendo de cepas aisladas de Salmonella typhimurium ATCC 14028, Escherichia coli ATCC 25922, Listeria monocytogenes ATCC 7644 y Staphylococcus aureus ATCC 25923. Las bacterias fueron cultivadas en medio de infusión de cerebro y corazón a 37 °C durante 24 h. El inóculo se ajustó a una concentración de 1 x 108 UFC/mL en la escala MacFarland. Se inocularon las cepas bacterianas en cajas de Petri estériles con agar métodos estándar, utilizando para ello un hisopo estéril y asegurándose de cubrir de manera uniforme toda la caja. Una vez que el inóculo se impregnó en el medio por 15 min, se procedió a colocar los discos en un sitio especifico, previamente establecido, adicionando 10 µL de extracto de durazno (2.5 mg/mL, p/v), se dejó incubando a 37 °C durante 24 h y se midió el halo de inhibición usando un Caliper, considerando como diámetro aquel lado del halo con aspecto más circunferencial. Los resultados de la actividad antimicrobiana se determinaron en función del halo de inhibición, y fueron reportados en milímetros. Las evaluaciones se hicieron por cuadruplicado para cada cepa y como control se empleó ampicilina (Wanger, 2007).
Análisis estadístico
Los datos obtenidos del durazno se analizaron aplicando una ANOVA bifactorial, para la comparación de medias se utilizó la prueba de rangos múltiples de Duncan, con un nivel de significancia de 95% (p ≤ 0.05) empleando el programa Statgraphics (Statpoint Technologies, Inc. Warrenton, Virginia, USA). Los resultados son expresados como la media de tres experimentos con su desviación estándar
Resultados
Compuestos fenólicos y carotenoides en los extractos de durazno
En el presente estudio el contenido de flavonoides obtenido en durazno fue de 247 mg CE/100 g (bs) (Tabla 1) y de taninos fue de 410 mg CE/100 g (bs), por lo que se le considera un valor alto comparado con otros frutos (Tabla 1). El contenido total de fenólicos obtenidos en durazno fue de 452 mg EAG/100 g (bs) (Tabla 1) y de carotenoides totales de 195 μg EBC/100 g (bs) (Tabla 1).
Tabla 1 Contenido de compuestos fenólicos y carotenoides en extractos de durazno.
| Extracto | Flavonoides1 | Taninos2 | Fenólicos Totales3 | Carotenoides4 | |
|---|---|---|---|---|---|
| Durazno | 247(1.93 | 410(1.82 | 452(1.76 | 195(35 |
1,2Miligramos equivalentes de catequina/100 g
3Miligramos equivalentes de ácido gálico/100 g
4μg equivalentes de β-caroteno/100 g
Actividad antioxidante
En el presente estudio se emplearon análisis de antioxidantes basados en reacciones químicas (DPPH y ABTS). Los valores de actividad antioxidante en durazno se muestran en la Tabla 2. Los valores obtenidos en nuestra investigación por DPPH y ABTS fueron 3858 y 6215 µmol ET/100 g, respectivamente. Los resultados obtenidos por el método de DPPH muestran que la capacidad antioxidante del durazno es alta en comparación con los valores reportados en otras frutas y lo obtenido por el ABTS se encontró en el mismo rango.
Actividad inhibitoria de la enzima convertidora de angiotensina (ECA)
El extracto metanólico de durazno logró una inhibición de la ECA del 58±0.5%, no existen estudios científicos que señalen el efecto del durazno sobre la ECA.
Actividad antimicrobiana
Los diámetros de inhibición de los extractos de durazno son mostrados en la Tabla 3, los extractos inhibieron el crecimiento en las bacterias Gram (-) Salmonella typhimurium y Escherichia coli de 8.83(0.57 mm y 9.97(0.34 mm, respectivamente. Para las bacterias Gram (+) Listeria monocytogenes y Staphylococcus aureus los diámetros de inhibición fueron de 7.20(0.48 mm y 7.88(0.65 mm, respectivamente. Comparando ambos efectos, el durazno presentó una mayor actividad antimicrobiana sobre las cepas de bacterias Gram (-). Para el control ampicilina los mm de inhibición fueron en las bacterias Gram (-) Salmonella typhimurium y Escherichia coli de 13.20(0.73 mm y 14.40(0.44 mm, respectivamente. Para las bacterias Gram (+) Staphylococcus aureus y Listeria monocytogenes los diámetros de inhibición fueron de 12.60(0.55 mm y 16.30(042 mm, valores de inhibición superiores a los mostrados en los extractos de durazno
Discusión
Las frutas son una buena fuente de flavonoides, actualmente, existe un creciente interés en los flavonoides, debido a la posibilidad de mejorar la salud pública a través de la dieta, promovida por el consumo de frutas donde este fitoquímico se encuentra en cantidades considerables (Ignant, Volf & Popa, 2011). Distintos tipos de flavonoides han sido reportados en durazno previamente, como lo son flavan-3-oles (catequina y dímeros de procianidina), antocianinas (cianidina-3-glucósido y cianidina-3-rutinósido), además de flavonoles (quercetina-3-glucósido, quercetina-3-galactósido, quercetina-3-rutinósido, kaempferol-3-glucósido, kaempferol-3-galactósido, kaempferol-3-rutinósido) (Liu, Cao & Jiang, 2015; Mokrani & Madani, 2016). El contenido total de flavonoides reportados en otras frutas (ciruela, kiwi, manzana) es de 118-239 mg CE/100 g, bs y en durazno de 240 a 300 mg CE/100 g, bs, valores muy similares a los encontrados en nuestro estudio, aunque las condiciones de extracción fueron diferentes a las empleadas en nuestra investigación, en cuanto a la temperatura de extracción y tipo de solvente empleado (Awad, de Jager, & van Westing, 2000; Kim, Jeong, & Lee, 2003; Park, et al., 2014; Mokrani & Madani, 2016). Con la excepción de los flavan-3-oles (catequinas), los flavonoides se acumulan principalmente en forma de glucósidos y están a menudo concentrados en las células epidérmicas superiores de las cáscaras de las frutas. La determinación de flavonoides presentes en frutas es un tema que está estrechamente relacionado con los beneficios a la salud de los alimentos de origen vegetal, la investigación sobre la cuantificación de los flavonoides en frutas es necesaria para revelar la biodisponibilidad y bioaccesibilidad de estos compuestos en la dieta humana. El contenido de flavonoides en durazno está relacionado con la variedad y el estado de maduración, conforme avanza la maduración, la cantidad de este fitoquímico disminuye, esto puede ser atribuido a la condensación de diferentes ácidos fenólicos en los últimos estados de maduración, formando algunos complejos fenólicos con taninos y la lignina (Ben Ahmed, Ben Rouina, Sensoy & Boukhriss, 2009) y al aumento en el contenido de agua en las células, así como a la disminución de la actividad de la enzima involucrada en la biosíntesis de los polifenoles, la fenilalanina amonioliasa, por otra parte, los frutos se ven enriquecidos con compuestos fenólicos aromáticos y pigmentos (Belhadj, et al., 2016). En presencia de ácido clorhídrico concentrado, los taninos condensados son despolimerizados y se transforman en antocianidoles cuantificables (color rojo) al reaccionar con la vainillina. El contenido de taninos reportados en algunas frutas como kiwi, arándanos y en durazno es de 240 a 597 mg CE/100 g, bs, aunque cabe señalar que las condiciones de extracción fueron diferentes a las empleadas en nuestra investigación (Del Bubba, et al., 2009; McDougall, Kulkarni, & Stewart, 2009; Park, et al., 2011; Belhadj, et al., 2016). El contenido de taninos condensados en frutas es afectado principalmente por las condiciones ambientales de las áreas de cultivo, además del grado de maduración de las frutas. Adicionalmente, el contenido de taninos puede estar influenciado por el almacenamiento y las condiciones de procesamiento (Serrano, Puupponen-Pimiä, Dauer, Aura, & Saura-Calixto, 2009). El contenido de taninos en frutas ha sido por mucho tiempo de interés en alimentos debido a su importancia en la determinación de la calidad de las frutas y sus productos. Los taninos están asociados con el color, astringencia y amargor en las frutas (Landete, 2012). Por otra parte, varias investigaciones han revelado el efecto anticarcinogénico, actividad antiinflamatoria, antimutagénica, antimicrobiana y antioxidante de los taninos (Prior & Gu, 2005; Borges-Argaéz, Canche-Chay, Peña-Rodríguez, Said-Fernández & Molina-Salinas, 2007). Los taninos tienen un peso molecular relativamente alto y son divididos usualmente en dos grupos: hidrolizables (galotaninos y elagitaninos) y condensados también conocidos como proantocianidinas (Hagerman & Butler, 1991). Los taninos condensados son más estables, son fácilmente desdoblados y disminuyen durante la maduración, esto puede ser explicado por el hecho de que estas moléculas son esenciales para la protección de las frutas durante las primeras etapas de maduración contra insectos y otros ataques de parásitos (Häring, Suter, Amrhein, & Lüscher, 2007). Durante la maduración los polímeros de los flavan-3-oles son hidrolizados por monómeros explicando su disminución y el aumento de flavonoides. El efecto antioxidante de los taninos es atribuido principalmente a su modo de acción en neutralizar radicales libres, quelación de metales de transición, inhibición de enzimas prooxidantes y la peroxidación lipídica (Koleckar et al., 2008). En otras frutas como fresa (Crecente-Campo, Nunes-Damaceno, Romero-Rodríguez, & Vázquez-Oderiz, 2012), mango (Kim et al., 2010), ciruela (Arion et al., 2014), tuna, pera, zarzamora (Clerici & Carvalho-Silva, 2011) se ha reportado el contenido de compuestos fenólicos totales en un rango de 218 a 440 mg AGE/100 (bs). El contenido de este fitoquímico en durazno depende del tipo de variedad y del estado de maduración del fruto, otros autores han reportado valores en durazno con diferentes estados de maduración, desde las etapas tempranas hasta las finales en un rango de 25 a 384 mg AGE/100 g (bs), menor cantidad de lo obtenido en la presente investigación, donde nuestra muestra se encontraban en la etapa 3 o final de maduración (Belhadj, et al., 2016; Mokrani & Madani, 2016; Saidani, et al., 2017). El contenido total de compuestos fenólicos puede ser afectado por el área de cultivo, el tiempo de cosecha y las condiciones climáticas (Bashir & Abu-Goukh, 2003), también se ha reportado una tendencia a la disminución del contenido de fenólicos totales al avanzar el estado de maduración, esto al aumentar la actividad de la enzima polifenol-oxidasa (Belhadj, et al., 2016). La distribución y el contenido de los compuestos fenólicos en frutas son de interés debido a sus beneficios a la salud. Estos beneficios están asociados con sus propiedades antioxidantes, hoy en día más evidencia indica su efecto como moléculas involucradas en modular rutas de señalización y, de esta forma, afectar funciones celulares y en la expresión de genes, además de su efecto directo en el sistema digestivo (Battino et al., 2009). La distribución y composición de los compuestos fenólicos en frutas son afectados por la madurez, tipo de cultivar, practicas horticulturales, origen geográfico, estación de crecimiento, condiciones de almacenamiento en postcosecha y las condiciones de procesamiento (Kim, Jeong & Lee, 2003). Los compuestos fenólicos más comunes en frutas, incluido el durazno, son antocianinas, glucósidos de flavonoides, taninos condensados y ácidos hidroxicinámicos (Määttä-Riihinen, Kamal-Eldin, Mattila, González-Paramás & Törrönen, 2004). Los compuestos fenólicos son los principales responsables de la capacidad antioxidante en el durazno, aunque la vitamina C y los carotenoides también tienen una contribución importante, los compuestos fenólicos presentes en el durazno han mostrado tener varios efectos biológicos como actividad antioxidante, antialérgico, antiinflamatorio, antibacterial, quimiopreventivo y anticancer (Mokrani & Madani, 2016). El desarrollo de los carotenoides se lleva a cabo cuando los cloroplastos son transformados a cromoplastos durante la maduración, resultando en la síntesis de varios carotenoides que no están presentes en las frutas verdes (Fox, Del Pozo-Insfran, Lee, Sargent, & Talcott, 2005). Otros estudios han reportado valores en durazno de 51 a 346 μg EBC/100 g, bs, en duraznos de pulpa blanca y amarilla, datos similares a los encontrados en nuestra investigación (Gil, Tomás-Barberán, Hess-Pierce & Kader, 2002; Puerta-Gomez & Cisneros-Zevallos, 2011), aunque como se mencionó anteriormente el grado de maduración influye considerablemente en su contenido. Estudios previos han reportado que los carotenoides son los principales responsables del color en los frutos maduros, lo que explica porque su contenido aumenta gradualmente durante la maduración (Hu, Dars, Liu, Xie & Sun, 2018). Diversos frutos como el mango, guayaba y durazno son los que mayor cantidad de este fitoquímico presentan. El contenido inicial de carotenoides en durazno aumenta considerablemente durante los primeros cuatro días a 18 °C correspondientes al proceso de maduración, mientras que la firmeza de la pulpa disminuye en este periodo, esto hasta que la fruta alcanza su grado mayor de maduración que corresponden a unos 4.5 N. El valor mínimo para considerar a un durazno maduro es de 9 N (Puerta-Gomez & Cisneros-Zevallos, 2011). Los carotenoides son moléculas con propiedades antioxidantes y su consumo en la dieta, además de sus altos niveles en el plasma sanguíneo, han sido relacionados con una disminución en las enfermedades crónicas, incluyendo diabetes tipo-2, enfermedades cardiovasculares, así como varios tipos de cáncer. Algunos exhiben propiedades de provitamina A, aunque solo algunos pocos están presentes en la dieta humana como lo son el β y α caroteno (Weber & Grune, 2012; Wang, Chun & Song, 2013), estos datos nos indican la importancia de nuestro material de estudio, ya que se encontró un considerable contenido de este compuesto bioactivo. Los datos reportados en durazno (Mokrani & Madani, 2016) y en otras frutas como ciruela (Arion et al., 2014), guayaba (Thaipong, Boonprakob, Crosby, Cisneros-Zevallos, & Byrne, 2006) por el método DPPH varían de 2010 a 3200 µmol ET/100 g y por ABTS varían de 2230 a 7500 µmol ET/100 g en ciruela (Kristl, Slekovec, Tojnko & Unuk, 2011), guayaba (Thaipong, Boonprakob, Crosby, Cisneros-Zevallos & Byrne, 2006) y durazno (Floegel , Kim, Chung, Koo & Chun, 2011). Los compuestos antioxidantes son capaces de neutralizar radicales libres y de esta forma reducir el riesgo de enfermedades crónicas. Actualmente, la actividad antioxidante en las frutas ha sido tomada como un indicador de sus efectos benéficos para la salud humana (Prior & Wu, 2013). La especificidad y sensibilidad de un solo método no indica la completa exanimación de los fitoquímicos en el extracto, de esta forma, las combinaciones de varios métodos pueden proveer una evaluación más confiable del perfil de antioxidantes en las frutas. Dos ensayos fueron empleados para evaluar las propiedades antioxidantes en los extractos de durazno, cada ensayo tiene su propia ventaja y limitación, de esta forma los datos obtenidos por los dos métodos aumentan la confianza del potencial antioxidante del durazno. Los métodos ABTS y DPPH evalúan la capacidad de la muestra para neutralizar radicales libres modelo. El DPPH es un radical libre estable soluble en metanol que es neutralizado mediante un mecanismo de transferencia de hidrógeno; por otra parte, el ABTS su mecanismo de neutralización es principalmente por transferencia de electrones (Floegel , Kim, Chung, Koo & Chun, 2011) Las diferencias en los métodos son debidas a que el radical ABTS puede reaccionar con un mayor rango de compuestos antioxidantes incluyendo los hidrofílicos y lipofílicos, aunque también puede ser reducido por compuestos que presentan grupos OH (carbohidratos), que no son necesariamente los compuestos fenólicos. En contraste el método DPPH solo puede disolverse en medio orgánico por lo que mide preferentemente la capacidad antioxidante de compuestos poco polares (Vázquez-Carrillo, Aparicio-Eusebio, Salinas-Moreno, Buendía-Gonzalez & Santiago-Ramos, 2018). La determinación de la capacidad antioxidante es una reacción dependiente del mecanismo. La actividad antioxidante de los compuestos fenólicos depende de su facilidad de donar sus átomos de hidrogeno, para los flavonoides su eficiencia para neutralizar los radicales libres depende del número de grupos hidroxilo y de su posición en la molécula (van Acker et al., 1996). La variación en la capacidad antioxidante con otros frutos o con otras variedades de durazno puede originarse debido a los diferentes niveles de fitoquímicos en cada variedad, principalmente en el contenido de flavonoides, carotenoides y taninos, así como de la interacción entre los diferentes compuestos bioactivos contenidos en los diversos frutos, especialmente en el contenido de fenólicos totales, ya que estos compuestos, son los principales promotores de la capacidad antioxidante en frutos (Xu, Yuan & Chang, 2007). Los fitoquímicos con potencial antioxidante tienen la capacidad de reducir las consecuencias del estrés oxidativo en el desarrollo de enfermedades y en el proceso de envejecimiento, y de este modo contribuyen en los efectos protectores a la salud generales de las frutas (Álvarez-Suarez et al., 2014). Las frutas contienen niveles altos de compuestos biológicamente activos que imparten beneficios a la salud además de los valores nutricionales básicos. Dentro de los componentes activos biológicos, los antioxidantes naturales han tenido interés debido a su seguridad y su potencial efecto terapéutico. Estos antioxidantes son capaces de actuar como neutralizadores de radicales libres, inhibidores enzimáticos y sinergistas (Mohsen & Ammar, 2009). Existen reportes de la inhibición de la ECA con otras frutas con sus respectivos valores neutralizadores, por ejemplo plátano, granada, litchi 50% (Fernández & Labra, 2013; Kessy, Wang, Zhao, Zhou & Hu, 2018) y fresa 38% (Cheplick, Kwon, Bhowmik & Shetty, 2010), además se ha reportado que la cáscara y semillas de la uva han alcanzado porcentajes de inhibición de hasta 80% (Fernández & Labra, 2013), mientras que el control positivo enalapril presentó una inhibición de la enzima del 98±1%. Diferentes tipos de compuestos contenidos en los alimentos han sido investigados sobre sus propiedades inhibitorias de la ECA. Derivados proteicos en alimentos son el grupo principal, como potenciales fuentes (Wilson, Hayes & Carney, 2011; Herrera Chalé, Ruiz Ruiz, Acevedo Fernández, Betancur Ancona & Segura Campos, 2014). Los metabolitos secundarios producidos en las plantas son otro grupo de compuestos naturales que han sido identificados como potenciales inhibidores de la ECA. Algunos terpenoides y compuestos fenólicos incluyendo a los flavonoides y taninos, así como algunos derivados del ácido cafeíco. La mayoría de los estudios han demostrado que los extractos de plantas son efectivos contra la inhibición de la ECA, por lo que es importante conocer cuáles son los que tienen un mayor potencial (Ojeda et al., 2010). Actualmente diversos medicamentos son empleados para el control de la hipertensión arterial, estos pertenecen al grupo de inhibidores de la ECA. Ejemplos de ellos son el captopril, enalapril, lisinopril y termocapril estos están disponibles en varios países. Estos medicamentos generalmente actúan ligando el zinc, cofactor de la ECA, a un grupo sulfhidrilo, lo que permite bloquear eficazmente los lugares activos de la enzima e inhibir así, su actividad biológica. No obstante, estas ventajas de los inhibidores de la ECA pueden resultar inefectivas en el momento que produzcan efectos adversos tales como erupciones o sarpullidos en la piel, trastornos alimenticios y tos entre otros, que obligan a interrumpir el tratamiento (Laurent, 2017). Entre los grupos de metabolitos secundarios encontrados en durazno y que presentan un efecto inhibidor de la actividad de la ECA, los taninos podrían ser uno de los principales responsables en alterar tal actividad enzimática, puesto que, gracias a su estructura polifenólica es factible la unión con este tipo de compuestos a proteínas, lo que alteraría su función, tras la aglutinación. Los taninos altamente glucosilados contenidos en los frutos pueden formar puentes de hidrogeno con el zinc, cofactor de la enzima ECA y con otros sitios activos de la proteína, tal como actúan los fármacos empleados para el control de la hipertensión, pero con la ventaja de que estos fitoquímicos son de origen natural y los efectos secundarios provocados por los medicamentos se pudieran evitar (Lacaille, Franck & Wagner, 2001). Adicionalmente los grupos hidroxilo (OH-) de los flavanoles pueden tener un efecto positivo en inhibir la enzima al interactuar con las proteínas, resultando en la formación de un enlace fuerte entre las catequinas y la ECA (Fernández & Labra, 2013). Algunos antimicrobianos naturales se obtienen principalmente de hierbas, plantas, y especias, la actividad antimicrobiana de hierbas y plantas es generalmente atribuida a los compuestos fenólicos presentes en sus extractos o aceites esenciales. Las frutas con alto contenido de compuestos fenólicos como dátiles (Kchaou et al., 2016), granada (Al-Zoreky, 2009), naranja, limón, mandarina (Espina et al., 2011) y uva (Oliveira et al., 2013) se les ha relacionado con propiedades antimicrobianas. Los resultados obtenidos muestran que la actividad antimicrobiana del durazno contra las bacterias probadas normalmente, no depende de la morfología Salmonella typhimurium (bacilo), Escherichia coli (bacilo), Listeria monocytogenes (bacilo) y Staphylococcus aureus (coco) y naturaleza de las Gram, ya que mostraron un efecto inhibitorio hacia Gram (+) y Gram (-). Diversos compuestos bioactivos presentes en frutas como los compuestos fenólicos (ácidos fenólicos, flavonoides, taninos y cumarinas) y carotenoides se les han atribuido un poder antimicrobiano (Surveswaran, Cai, Corke & Sun, 2007). Específicamente los ácidos fenólicos contenidos en frutas (ácido gálico, ácido protocatecuico, ácido cumárico, ácido ferúlico, ácido vanílico y ácido cinámico) se les ha comprobado su efecto antimicrobiano y citotóxico (Zarai et al., 2011; Kchaou, et al., 2016). Investigaciones con algunos flavonoides como catequina, quercetina y apigenina han demostrado su efecto antibacteriano tanto en Gram (+), como Gram (-) esto debido a tres mecanismos, 1) Daño en la membrana citoplasmática originando su perforación, formando H2O2 (Arakawa, Maeda, Okubo & Shimamura, 2004), 2) reducción en la fluidez de la membrana, inhibiendo la síntesis de ácidos nucleicos (inhibición de la topoisomerasa y dihidrofolato reductasa) (Gradišar , Pristovšek & Jerala , 2007) y 3) inhibición del metabolismo energético, inhibiendo la enzima ATP sintasa (Chinnam et al., 2010), también se ha demostrado el efecto de los flavonoides sobre la inhibición de la síntesis de la pared celular, inhibiendo la enzima D-alanina-D-alanina ligasa (Wu et al., 2008) y de la membrana celular, inhibiendo las enzimas FabG, FabI, FabZ, Rv0636 y KAS III (Cushnie & Lamb, 2011), los principales flavonoides causantes de este daño son flavonas, flavonoles, flavanonas, antocianidinas y flavanos (Kchaou et al., 2016). Otro compuesto fenólico encontrado en el extracto de durazno son los taninos y también se ha confirmado su efecto antimicrobiano, su mecanismo de acción es debido a su interacción con la membrana celular y con la inhibición de las proteasas, en el transporte celular a través de la membrana y su adhesión con proteínas lo que induce cambios morfológicos en las bacterias (Kchaou et al., 2016).
Conclusiones
Los resultados de nuestra investigación indican los primeros estudios sobre el contenido de fitoquímicos y el potencial nutraceútico de la variedad de durazno criolla cultivada en Zacatecas, estos resultados sugieren la considerable cantidad de fitoquímicos presentes en el fruto, específicamente compuestos fenólicos, que pueden ser considerados como una buena fuente para aplicaciones médicas y alimentarias. Los fitoquímicos contenidos en el durazno pueden ser usados como una fuente natural de antioxidantes, además de inhibir la actividad ECA, por lo que podría considerarse al durazno como una de la frutas con potencial antihipertensivo, aunque son necesarios estudios in vivo, para comprobar su real eficacia, así mismo los extractos de durazno presentaron actividad antimicrobiana contra cuatro cepas bacterianas de interés en alimentos, esto es importante, ya que en la actualidad la industria de los alimentos está en la búsqueda de compuestos antimicrobianos de origen natural y evitar los sintéticos.
