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Introducción
La enfermedad conocida como cáncer o cancro del Eucalyptus, causada por Chrysoporthe cubensis Brunes Gryzenhout & M. J. Wingf., es una de las enfermedades más limitantes en plantaciones comerciales de Eucalyptus (Van Heerden y Wingfield, 2001; Gryzenhout et al., 2004; Souza, 2008).
Chrysoporthe cubensis infecta a los árboles a través de heridas, generalmente en la base del fuste de árboles jóvenes, ocasionando retraso en el crecimiento, marchitez, anillamiento y resquebrajamiento de los tallos (Gryzenhout et al., 2004; Nakabonge, 2006); además, produce exudaciones o secreciones enzimáticas que pueden ser tóxicas (Bernal et al., 2009), y que en condiciones avanzadas puede llegar a ocasionar la muerte, principalmente de plantaciones jóvenes en varias especies de eucalipto (FAO, 2008).
En Colombia una de las enfermedades más frecuentemente encontrada en las plantaciones de eucalipto es el cáncer causado por C. cubensis en E. grandis W. Hill ex Maiden y la única medida efectiva de manejo consiste en la selección y siembra de clones tolerantes (Rodas et al., 2005; Mizerit, 2009). En la Orinoquia Colombiana se han realizado la selección de especies del género Eucalyptus, a partir de diferentes especies y procedencias, de lo que se concluye que E. pellita F.Muell. es la especie que alcanza mayor volumen por unidad de área con 350 m³ ha-1 (Reforestadora de la Costa, 2009).
La propagación clonal aunque maximiza la producción comercial de madera, tiene igualmente factores de precaución por evaluar, como es la susceptibilidad de un clon al ataque de agentes patógenos. Es de esperarse que para esta especie, el número de hectáreas plantadas con clones en el mediano y corto plazo aumente significativamente (Nieto y Gasca, 2010). Por tal motivo, es importante incorporar la variable de resistencia a las enfermedades dentro de los programas de selección de clones de E. pellita aptos para plantación extensiva en la Orinoquia Colombiana, aun cuando la especie es reconocida en la literatura por su baja incidencia a plagas y enfermedades (Alfenas et al., 1983; Borralho y Nieto, 2012). Por lo anterior, la presente investigación estuvo orientada a confirmar la identidad del agente causal del cancro o cáncer del E. pellita y estimar la susceptibilidad de algunos clones al cáncer causado por este patógeno en plántulas de 3 meses de edad, así como la prevalencia del problema en plantaciones de siete años de edad.
Materiales y Métodos
Área de estudio
El estudio se realizó en un núcleo forestal de 3 000 ha de las cuales de 265.21 ha han sido establecidas con especies del género Eucalyptus. Las plantaciones están ubicadas en la meseta de San Pedro en el municipio Villanueva, Departamento de Casanare, Colombia, en las coordenadas geográficas 4°57” N y 73°94” O con una altitud media de 420 m.
La zona de estudio se ubica en el bosque húmedo tropical, con un régimen de precipitación monomodal que favorece el desarrollo y dispersión del cáncer del eucalipto durante todo el año (a excepción de los meses de diciembre, enero, febrero y marzo), toda vez que C. cubensis presenta crecimiento óptimo en temperaturas elevadas y precipitación de más de 2 000 mm anuales (Gryzenhout et al., 2004).
Obtención de aislamientos e identificación del patógeno
Las muestras de material vegetal con síntomas y signos del cáncer del eucalipto se obtuvieron de la corteza, la madera y los meristemos apicales de árboles de E. pellita de dos años y E. urophylla S. T. Blake de cuatro años de edad. Todas se dispusieron en bolsas plásticas debidamente etiquetadas y se transportaron en una nevera portátil a una temperatura de alrededor de 4 °C (Bernal et al., 2009), previo a su análisis en el Laboratorio de Sanidad de la Universidad Distrital Francisco José de Caldas, Sede Vivero, en Bogotá.
Las treinta y un muestras recolectadas en campo se desinfestaron individualmente en una solución de hipoclorito de sodio (NaCl) al 2 %, durante dos minutos, y se enjuagaron dos veces con agua destilada estéril (Bernal et al., 2009). De cada muestra se obtuvieron dos réplicas, de las cuales una se conservó en refrigeración a 4 °C y otra se utilizó para obtener las estructuras reproductivas del hongo y los primeros aislamientos. Cada muestra se examinó detalladamente con ayuda de estereomicroscopio (Carl Zeiss Discovery V8) con el cual se identificaron el ascostroma, cuello peritecial y micelio sobre el tejido vegetal. A partir de estas muestras se obtuvieron aislamientos mediante: transferencia directa de masas de conidias, cultivo monospórico a partir de suspensión de conidias en agua destilada estéril (ADE) y siembra de secciones de tejido vegetal infectado en medio de cultivo. En todos los casos se utilizó medio de cultivo agar maltosa al 2 % (AM) marca Merck (Gryzenhout et al., 2004; Nakabonge, 2006; Bernal et al., 2009; Juárez et al., 2013). Los aislamientos fueron preservados mediante los métodos de criopreservación, liofilización y aceite mineral estéril.
La corroboración del agente causal se basó en características macroscópicas como color y textura del micelio y morfológicas microscópicas por la observación e identificación de conidióforos y conidias. La caracterización microscópica de C. cubensis y C. doradensis Gryzenh. & M.J. Wingf. se realizó por montajes directos y tinción en azul de lactofenol. Adicionalmente, se obtuvieron cortes del material infectado de 25 µm de grosor con un micrótomo LEICA RM 2255 y se adicionó con fijador no coagulante con ácido crómico y ácido acético (adaptado de Reig et al., 2002). Se realizaron cortes transversales de tejidos con Azul de Lactofenol y Fushina básica (González et al., 2011). Las características macroscópicas y microscópicas se compararon con lo descrito para C. cubensis por Gryzenhout et al. (2004) y Nakabonge (2006) y C. doradensis se comparó con lo descrito por Gryzenhout et al. (2005). Adicionalmente, se obtuvieron secuencias de los marcadores moleculares ITS4 e ITS5 haciendo uso del servicio de secuenciación y análisis molecular del Instituto de Genética de la Universidad Nacional de Colombia.
Con el objeto de seleccionar dos aislamientos virulentos, se compararon cuatro de los aislamientos obtenidos a partir de cultivos monospóricos y se realizó la inoculación en cien ramas proveniente de diez clones de E. pellita de siete años de edad siguiendo la metodología desarrollada por Juárez et al. (2013). Se utilizó la como variable respuesta la longitud de la lesión desarrollada a partir del punto de inoculación con C. cubensis y los tratamientos estuvieron determinados por el clon y por la cepa de inoculación (cepa 17, 26, 29 ,31 y testigo). Adicionalmente, se comparó el crecimiento diario del micelio de cada aislamiento en medio de cultivo en las cajas Petri como otro parámetro equivalente a la capacidad de invasión que se utilizó como indicador de virulencia (Díaz y Lecuona, 1995; Ochoa, 2004). Con base en estas pruebas se seleccionaron los aislamientos 17 y 26 (obtenido en E. pellita) para realizar el ensayo.
Susceptibilidad de plántulas de E. pellita y E. urophylla a la inoculación con C. cubensis en condiciones de invernadero
Se inocularon plántulas de diez clones de E. pellita y uno de E. urophylla (Cuadro 1) dispuestas en macetas plásticas de 17 cm de diámetro y mantenidas en un invernadero aislado y construido para este estudio. La segunda especie fue también seleccionada para la inoculación en vivero, dada la resistencia al ataque de C. cubensis (Alfenas et al., 1983; Van Heerden y Wingfeld, 2001).
Cuadro 1 Clones de Eucayptus pellita F.Muell. y Eucalyptus urophylla S. T. Blake utilizados para la comparación de susceptibilidad a Chrysoporthe cubensis Brunes Gryzenhout & M. J. Wingf.
| Clon | 1 | 2 | 3 | 4 | 5 | 6 | 7 | 8 | 9 | 10 | URO1 |
|---|---|---|---|---|---|---|---|---|---|---|---|
| Número de plántulas | 30 | 30 | 30 | 15 | 11 | 8 | 30 | 30 | 27 | 30 | 18 |
El ensayo se dispuso en tres bloques completamente al azar determinados por el aislamiento (17 y 26) y el otro bloque para el tratamiento testigo (inoculación de plántulas con medio de cultivo AM al 2 %). Cada bloque a su vez, fue dividido en sub-bloques, los cuales correspondieron al número de repeticiones, de tal forma que en cada sub-bloque se representaran todos los clones evaluados.
A partir de los subcultivos de cada aislamiento del patógeno, se cortaron discos de micelio de 4 mm de diámetro con ayuda de un sacabocado a presión y de agujas estériles. Cada disco se almacenó dentro de pedazos de gasa estéril no adherente de, dentro de cajas Petri estériles, humedecidas con ADE.
Para realizar la inoculación, en principio se realizó una herida en la base del tallo de cada plántula, utilizando un sacabocado de 4 mm de diámetro. Posteriormente se ubicó la sección de gasa húmeda con el disco de micelio, en contacto directo con la herida realizada en el tallo de la plántula y se cubrió con Parafilm.
El desarrollo de la lesión se midió semanalmente por un mes con un calibrador (Mitutoyo, CD 6"CS de precisión de 0.01 mm) para un total de cuatro mediciones. En cada medición se tomó la precaución de utilizar guantes de nitrilo y de sellar nuevamente con Parafilm para evitar la entrada de cualquier tipo de contaminante.
Estimación de prevalencia del cáncer del eucalipto en una plantación de E. pellita de siete años
Se evaluó la prevalencia de la enfermedad (incidencia y severidad) en un rodal de 570 individuos de siete años de E. pellita. La incidencia correspondió al porcentaje de árboles afectados, mientras la severidad se calificó con una escala nominal para estimación de esta condición de C. cubensis en plantaciones de E. pellita con un total de seis categorías (adaptado de Paredes et al., 2010) (Cuadro 2).
El cálculo de grado medio de daño, incidencia y severidad se hizo de la siguiente manera (Parra et al., 1999):
Grado medio de daño (GMD)
GMD=∑((Ni *CDi)/(N))
Donde:
i = 1 a 6
Ni = Número de árboles en la categoría de daño i
CDi = Categoría de daño i
N = Total de árboles medidos
Incidencia (INC)
INC = (N° de árboles afectados * 100)/N° total de plantas
Intensidad o severidad del daño
I = (∑((Ni * CDi)/(K * N))*100
Donde:
i = 1 a 6
N i = Número de árboles en la categoría de daño i
CD = Categoría de daño i
N = Total de árboles medidos
K = Categoría mayor
Cuadro 2 Escala para estimación de severidad de Chrysoporthe cubensis Brunes Gryzenhout & M. J. Wingf. en plantaciones de Eucayptus pellita F.Muell.
Fuente: Paredes et al., 2010.
Procesamiento y análisis de datos
Los datos obtenidos de crecimiento diario de micelio de los aislamientos, tamaño de lesión de ramas inoculadas y tamaño de lesión de plántulas inoculadas se organizaron y procesaron con estadística descriptiva, y se evaluaron los supuestos de normalidad, homocedasticidad e independencia por medio de las pruebas de Kolmogorov- Smirnov y Levene, previo a la comparación mediante un análisis de varianza (ANOVA) y las prueba pos-hoc de Duncan. Cuando los datos no presentaron distribución normal, se probaron transformaciones por el método de Box Cox, utilizando del programa estadístico SPSS 15.0. En caso contrario se realizó el análisis por medio de estadística no paramétrica. Las variables respuesta evaluadas fueron diámetro de crecimiento de micelio para el caso de la evaluación diaria de aislamientos en laboratorio como factor de virulencia y longitud de la lesión desarrollada partir del punto de inoculación para la inoculación en ramas y plántulas.
Resultados
Agente patógeno
Los árboles afectados en campo y de los cuales se tomaron las muestras de material enfermo presentaron síntomas y signos característicos del cáncer causado por C. cubensis, tales como hinchamiento y fisuras en el fuste, gomosis de tonalidad rojiza asociados a fisuras sobre la corteza, presencia de picnidios, cuello picnidial prolongado y base globosa con tonalidad rojizo, café y negro. Además, se observó la liberación de conidios en masas mucilaginosas de tonalidad amarilla que se acumulaban sobre el ostiolo, compuestas por conidios (A. Agrupación de picnidios sobre madera. B – C. Picnidios sobre corteza con masa de conidios en ostiolo. D-E. Picnidios sobre madera con masa de conidios en ostiolo (Figura 1).
A. Agrupación de picnidios sobre madera. B – C. Picnidios sobre corteza con masa de conidios en ostiolo. D-E. Picnidios sobre madera con masa de conidios en ostiolo.
Figura 1 Picnidios de Chrysoporthe cubensis Brunes Gryzenhout & M. J. Wingf. con masa de conidios expulsados a través del ostiolo.
Los conidióforos con bifurcaciones, hialinos con células basales rectangulares y de apariencia globosa (Figura 2B-D). Las conidias son unicelulares, ovales, hialinos no septados, con exudados brillantes (Figura 2C), el tamaño de conidias, conidióforos y picnidios concuerda con lo descrito en la literatura (Cuadro 3). Los aislamientos obtenidos en laboratorio a partir de las muestras de campo produjeron picnidios y conidios, después de aproximadamente 30 días de incubación (a 27 °C).
A. Corte transversal de picnidios con presencia de conidios (de tono azul por la tinción con Azul de Lactofenol (10 X); B, D. Conidióforos (40 X, 100 X); C. Conidios de forma ovalada (40 X).
Figura 2 Fotomicrografías de Chrysoporthe cubensis Brunes Gryzenhout & M. J. Wingf.
Cuadro 3 Tamaño de conidias, conidióforos y picnidios de Chrysoporthe cubensis Brunes Gryzenhout & M. J. Wingf.
La identificación mediante extracción de ADN y secuenciación con los marcadores ITS concuerdan en 99.9 % con secuencias publicadas en el GenBank como C. cubensis para el aislamiento 17 obtenido en E. urophyla (Número de acceso JN942342.1) y C. doradensis para la cepa 26 (Número de acceso JN942330.1) procedente de E. pellita.
Las colonias de los cuatro aislamientos evaluados (códigos 17, 26, 29 y 31), no se diferenciaron entre sí en cuanto a crecimiento promedio de micelio (Kolmogorov-Smirnov, para K-S de una muestra: 0.365). La cepa 17 presentó el mayor valor promedio de crecimiento diario (0.75 mm día-1), seguida de la cepa 31 (0.74 mm día-1). La cepa 17 exhibió colonias que alcanzaron máximo diámetro de micelio (9 cm) a los 5 días de medición, y para la cepa 31 (9 cm) a los 8 días de medición (Cuadro 4).
Cuadro 4 Crecimiento de colonias de Chrysoporthe en condiciones de laboratorio
| Aislamiento | Especie hospedera | Diámetro (cm) | S |
|---|---|---|---|
| 17 | Eucayptus urophylla | 0.75 | 2.7 |
| 26 | Eucayptus pellita | 0.62 | 1.8 |
| 29 | Eucayptus pellita | 0.65 | 2.3 |
| 31 | Eucayptus urophylla | 0.74 | 2.7 |
N = Cinco colonias.
La inoculación de ramas de eucalipto con los aislamientos con Chrysoporthe indujo el desarrollo de lesiones típicas (Figura 3) y significativamente mayores en comparación con el testigo (inoculado con AM), (gl = 4, p>0.05, p = 0.000). La longitud promedio de las lesiones desarrolladas fue de 63.4 mm mientras en el testigo, de 26.3 mm. No se observó diferencia significativa entre las cepas en el tamaño de la lesión desarrollada ni en el de la lesión inducida en los diferentes clones (Cuadro 5).
Figura 3 Lesión producida por Chrysoporthe cubensis Brunes Gryzenhout & M. J. Wingf. en ramas de Eucayptus pellita F.Muell. en la segunda semana de inoculación. Necrosis en ramas de E. pellita asociada al punto de inoculación de C. cubensis.
Cuadro 5 Subconjuntos (1, 2) estadísticamente diferentes de longitud promedio de la lesión causada por cuatro cepas de Chrysoporthe sp. en ramas de eucalipto (prueba de Duncan).
Duncan. Promedio
En el Cuadro 5 se muestran las medias para los grupos en los subconjuntos homogéneos. El tamaño muestral de la media armónica fue de 20.00.
Susceptibilidad de plántulas de vivero
Todos los clones evaluados presentaron susceptibilidad a la inoculación con las cepas 17 y 26 de Chrysoporthe (gl = 222, p< 0.05); sin embargo, no se evidenciaron diferencias estadísticas significativas entre los 11 clones ni entre los dos aislamientos de Chrysoporthe evaluados (Cuadro 6).
Cuadro 6 Longitud (mm) herida en 53 días de inoculación con Chrysoporthe cubensis Brunes Gryzenhout & M. J. Wingf.
Las plántulas desarrollaron progresiva y rápidamente síntomas avanzados de cáncer. Después de 53 días de inoculación con Chrysoporthe presentaron aumento en la longitud de la herida, y formando llagas de mayor tamaño. En las plántulas inoculadas a su vez, se evidenció exudación de tonalidad rojiza de textura viscosa y brillante, lo cual también es característico en árboles de Eucalyptus afectados por el hongo; además, estas plántulas formaron llagas adicionales al punto de inoculación, que fueron distribuidas a lo largo del tallo (A, B, C, D. Plántulas con presencia de exudados de tonalidad rojiza en el punto de inoculación. E. Meristemos primarios bifurcados o muertos. F. Agallas a lo largo del tallo de la plántula (Figura 4).
A, B, C, D. Plántulas con presencia de exudados de tonalidad rojiza en el punto de inoculación. E. Meristemos primarios bifurcados o muertos. F. Agallas a lo largo del tallo de la plántula.
Figura 4 Desarrollo de las lesiones ocasionadas por la infección con Chrysoporthe en plántulas de Eucayptus pellita F.Muell., 53 días después de ser inoculadas.
La enfermedad evolucionó de manera gradual y causó la muerte de varias de las plántulas evaluadas (Cuadro 7). El tratamiento con la cepa 26 presentó el mayor valor de individuos muertos (25). Los clones 5 026 (20 %) y 5 002 (16 %) alcanzaron los mayores porcentajes de mortalidad atribuibles al tratamiento.
Cuadro 7 Mortalidad absoluta y relativa de plántulas de eucalipto inoculadas con Chrysoporthe por tratamiento.
Con la cepa 17 se registró un porcentaje de mortalidad de plántulas de 22.2 % que corresponde a 20 del total evaluado (90) en este tratamiento; el clon con mayor número de decesos fue el 5 013 con 30 % de las plántulas en el tratamiento descrito, seguido del 5 632 (20 %). Por último, en el testigo ocurrió la muerte de cinco plántulas en la última medición, que constituye 5.68 %, de las cuales tres eran del clon 1 110 (Cuadro 7).
Prevalencia de Chrysoporthe sp. en plantaciones
De todos los clones probados (20), 54 % tuvieron una incidencia de 90 a 100 %. A pesar de los altos valores, 51 % registraron una severidad entre 50 y 60 %, por lo que la enfermedad no estaba en etapas de desarrollo avanzado.
Los 570 árboles evaluados en la plantación de E. pellita revelaron un grado medio de daño (GMD), que entre 0.6 y 3.5, es decir, que con afecciones de leves a intermedias. Sin embargo, 51.3 % de los clones tuvieron valores de grado medio de daño de 2.5 a 3.0, que corresponden a fisuras profundas con exudado de tonalidad rojiza, estructuras reproductivas (picnidios) y en algunos casos, hinchamiento en la base del árbol.
En la plantación, los diez clones de E. pellita evaluados en invernadero presentaron un grado medio de daño entre 2.47 y 3.33. Exhibieron desprendimiento de corteza y exudaciones rojizas principalmente en los clones 1 110 y 5 026. Por otro lado, la incidencia de C. cubensis de estos clones en particular, está dañando entre 80 y 100 % del total de individuos, con severidad de 49 % y 67 %.
Discusión
La sintomatología y los signos del patógeno observados en la plantación de E. pellita y las analizadas en condiciones de laboratorio coinciden con lo expuesto en estudios previos para el ataque de C. cubensis (Van Heerden y Wingfield, 2001; Gryzenhout et al., 2004; Nakabonge, 2006; FAO, 2008; Paredes et al., 2010; da Silva et al., 2010; Juárez et al., 2013).
Las manifestaciones del cáncer observadas en campo son propias de la enfermedad causada por C. cubensis. Igualmente, el estudio morfológico macroscópico de los cuerpos fructíferos y el patrón de fructificación, y el estudio microscópico de laboratorio coincidieron con las descripciones de Van Heerden y Wingfield (2001), Gryzenhout et. al., (2004) y Nakabonge (2006) para este patógeno.
La sintomatología, signos y características morfológicas de C. cubensis y C. doradensis son similares y a nivel microscópico solamente son diferenciables por discretas diferencias en la forma de las conidias y coloración de la masa conidial (Gryzenhout et al., 2004; Gryzenhout et al., 2005). Por lo anterior inicialmente se consideró que los dos aislamientos correspondían a dos aislamientos de C. cubensis. Sin embargo, con base en la secuencia de ITS fue posible determinar la presencia de C. doradensis, la cual se ha registrado también en plantaciones de eucalipto en el Ecuador (Gryzenhout et al., 2005). A pesar de ser una enfermedad de ocurrencia común en eucaliptos, en este trabajo se da a conocer por primera vez a C. cubensis y a C. doradensis en plantaciones de E. pellita en la Orinoquia colombiana.
La virulencia de un patógeno depende en gran medida de la capacidad de invasión y la producción de sustancia tóxicas (Ochoa, 2004); asimismo, el crecimiento miceliar permite el desarrollo del hongo ya que por medio de este se absorbe nutrientes, a su vez posibilitan la formación de nuevos micelios (Chávez et al., 2011). En este estudio el tamaño de la colonia como criterio de selección de las cepas más virulentas de C. cubensis obtenidas en el laboratorio no resultó fácil de aplicar ya que no se evidenciaron diferencias significativas en el tamaño de la colonia en relación con el tiempo.
Probablemente las cepas de C. cubensis obtenidas corresponden a fuentes de inóculo de baja variación genética, toda vez que fueron recolectadas de hospederos dentro del mismo lote o cercanos; por lo tanto, la respuesta de inoculación de ramas no presentó una diferencia significativa. Es posible que los hospederos de los cuales se obtuvieron los aislamientos hayan sido infectados por un inóculo primario común, es decir, cepas relacionadas genéticamente.
Las plántulas de E. pellita y E. urophylla estudiadas presentaron susceptibilidad al ataque de los aislamientos de C. cubensis y C. doradensis, y no se evidenciaron diferencias entre clones ni entre aislamientos del hongo. Resultados similares fueron consignados por Juárez et al. (2013) en los que todos los clones de E. urophylla y E. grandis evaluados fueron atacados por C. cubensis, pero no concuerda con otros estudios en los que se cataloga a E. pellita como una de las especies del género Eucalyptus menos susceptibles a Chrysoporthe (Alfenas et al., 1983), ni con otros realizados en E. urophylla y E. grandis que confirman diferentes niveles de tolerancia entre clones al ataque del hongo y, a su vez, diferentes grados de virulencia entre cepas (Van Heerden y Wingfeld, 2001; Chen et al., 2010; Juárez et al., 2013).
La clonación de genotipos resistentes a C. cubensis ha permitido el control del cáncer del eucalipto (Van Heerden y Wingfeld, 2001; da Silva et al., 2010). Si bien, las pruebas de laboratorio e invernadero pueden ser utilizadas como indicadores de susceptibilidad de E. pellita, deben interpretarse con precaución, ya que en estudios previos con estados juveniles no necesariamente representa la de plantaciones de mayor desarrollo (Juárez et al., 2013), por lo que se recomienda continuar con evaluación de los clones productivos en diferentes edades de desarrollo. De confirmarse la susceptibilidad observada en plántulas de los clones evaluados, el establecimiento de plantaciones futuras de estos clones puede representar riesgos económicos y ambientales, de acuerdo con los objetivos de superficie plantada en la Orinoquia con E. pellita (Mizerit et al., 2013).
Es importante destacar que la zona de estudio reúne las condiciones climáticas apropiadas para el desarrollo del cancro del eucalipto causado por C. cubensis y C. dorandesis como temperaturas y precipitaciones altas. Por lo tanto, es recomendable continuar con investigaciones direccionadas a establecer con más detalle el comportamiento del hongo en sus hospederos y de allí establecer cuáles de ellos son los óptimos para realizar una plantación forestal de E. pellita (da Silva et al., 2010). A pesar de encontrar Chrysoporthe cubensis en las plantaciones de eucaliptos en Villanueva, no se evidenció la presencia de la enfermedad en la vegetación nativa asociada a las plantaciones.
Conclusiones
Las plántulas de los clones de E. pellita y E. urograndis evaluados presentaron respuesta similar a la inoculación con C. cubensis y C. doradensis en condiciones de invernadero. Las pruebas de laboratorio e invernadero deben interpretarse con precaución por lo que la recomendación es continuar con la evaluación de los clones productivos en diferentes edades.
La susceptibilidad observada en los clones evaluados podría representar riesgos para el establecimiento de plantaciones futuras en la región en donde naturalmente existen, tanto el inóculo como las condiciones climáticas apropiadas para el desarrollo de la enfermedad, es decir temperaturas y precipitaciones altas, durante largos periodos.
