Planteamiento
Una zoonosis es cualquier enfermedad que se transmite de forma natural de los animales (en su mayoría vertebrados) al hombre y viceversa. Las zoonosis emergentes (aquellas previamente conocidas que ya se consideran controladas, en franco descenso o casi desaparecidas y que volvieron a emerger) de la vida silvestre representan una amenaza significativa y creciente para la salud pública a nivel mundial (Jones et al., 2008; Olival et al., 2017). De hecho, existe evidencia de que los cambios en el ambiente producidos por factores antropogénicos como la deforestación para la creación de zonas urbanas y el establecimiento de monocultivos, entre otros, son conducentes de la mayoría de las enfermedades infecciosas emergentes zoonóticas (Jones et al., 2008; Weiss y McMichael, 2004).
Pero ¿qué animales pueden transmitir enfermedades al hombre? Una serie de estudios han propuesto que los murciélagos son reservorios de un gran número de zoonosis, por las siguientes razones:
Al ser mamíferos voladores, sus distribuciones ocurren simpátricamente (se superponen) con las de muchas especies;
Al ser de hábitos gregarios y coloniales (comparten sus sitios de descanso con altas tasas de contacto, Figura 1) es frecuente la transmisión intraespecífica (entre individuos de la misma especie) e interespecífica (entre individuos de diferentes especies) (Luis et al., 2013; Brierley et al., 2016);
Por haberse adaptado al urbanismo, sus hábitos domésticos y peridomésticos (perchan en casas, edificios y en árboles en áreas urbanas densas, Figura 2) producen contactos humanos frecuentes -por ejemplo, con la orina, saliva, heces y fluidos placentarios de murciélago (Hayman et al., 2008; Jones et al., 2008; O’Shea et al., 2011; Plowright et al., 2011)-, así como la disminución del comportamiento migratorio, lo cual trae consigo la disminución en la inmunidad de la población, y en este sentido el aumento en la intensidad de brotes cuando se reintroduce la infección, en la medida en que las transmisiones virales se encuentran relacionadas con dichos comportamientos (Plowright et al., 2011), y
Se distribuyen en diferentes hábitats y su uso como alimento se ha incrementado (Mickleburgh et al., 2009; Kamins et al., 2011; Pulliam et al., 2012).
De acuerdo con Luis et al. (2015), se ha demostrado que la infección viral en murciélagos es mayor que en roedores, sugiriendo que los virus pasan con mayor facilidad entre especies de murciélagos. Sin embargo, el número total de virus zoonóticos identificados en los murciélagos (61) es menor que en los roedores (68), pero esto se debe a que existen poco más del doble de especies de roedores (~2 280) que de murciélagos (~1 100) a nivel mundial. Esto pone en evidencia que los roedores también representan una seria preocupación como reservorios de virus emergentes (Luis et al., 2013); éstos son más aptos a corto plazo por tener muchas crías que comienzan su reproducción temprana y se reproducen con frecuencia al tener periodos de gestación relativamente cortos (Han et al., 2015).
Con lo anteriormente dicho, es evidente que el aumento de la urbanización puede aumentar también el riesgo de contagio zoonótico, al igual que el aumento de la densidad de población humana (Olival et al., 2017). De tal manera que las enfermedades zoonóticas suponen un riesgo mayor en regiones donde los seres humanos experimentan un contacto cada vez mayor con la fauna silvestre, especialmente en las naciones de los trópicos que están en vías de desarrollo. Los pronósticos de eventos emergentes de enfermedades infecciosas (tanto zoonóticos como no zoonóticos) están más concentrados en áreas con latitudes aproximadas a los 40°N, donde existe una mayor diversidad de zoonosis transmitidas por roedores y más brotes humanos de enfermedades transmitidas por roedores a escala nacional (Han et al., 2015). Por otro lado, en países localizados en latitudes más bajas (<40°N) existen probabilidades de que se origine un próximo contagio zoonótico, por tanto es ahí donde se deben reforzar los recursos económicos y los esfuerzos científicos y de vigilancia sanitaria para contrarrestar la aparición de enfermedades zoonóticas (Figura 3) (Jones et al., 2008).
Fuente: Modificado de Morse et al. (2012).
Se identifican regiones de alto, mediano y bajo riesgo donde una próxima pandemia es más probable que se origine.
Con la información sobre este riesgo en mente y con base en predicciones sobre la distribución geográfica de “virus ausentes” y “zoonosis ausentes” se identificaron regiones del mundo donde en un futuro la vigilancia deberá ser más eficaz y estar dirigida a detectar nuevos virus y zoonosis. Las áreas que necesitan más investigación y fortalecimiento de las capacidades para la detección viral varían según el orden taxonómico del huésped, como por ejemplo las relativas a los carnívoros y los ungulados en África oriental y meridional; las de los murciélagos en América del Sur, Central y de algunas partes de Asia; las de los primates en regiones tropicales específicas de América Central y el sudeste asiático; las de los roedores en la frontera de América del Norte y del Sur y África Central, y para el conjunto de datos de todos los mamíferos, gran parte de África (Olival et al., 2017).
En las regiones tropicales de México existen diversas enfermedades virales con impactos significativos en la población humana, entre ellas las fiebres hemorrágicas (FHV) como el dengue, zika y chikungunya. Esta última es una enfermedad que se originó en África, Asia y el subcontinente indio y aparece en México como un gran brote en 2015 (Organización Mundial de la Salud, 2017). Por lo anterior, es posible que puedan ocurrir nuevas enfermedades zoonóticas virales emergentes en México, entre ellas podría estar la enfermedad por el virus del ébola (EVE), la cual produce una fiebre hemorrágica viral (FHV) grave e infecciosa que afecta a los seres humanos. Los primeros brotes de eve ocurrieron principalmente en aldeas remotas cerca de la selva tropical de África Central y Occidental, y es transmitido al ser humano por contacto estrecho con órganos, sangre, secreciones u otros líquidos corporales de animales salvajes infectados (chimpancés, gorilas, murciélagos frugívoros, monos, antílopes y puercoespines), ya sea muertos o enfermos y por consumo de su carne cruda. Los huéspedes naturales del virus son los murciélagos frugívoros de la familia Pteropodidae (OMS, 2017), aunque estudios experimentales han mostrado que el EVE se replica también en roedores y musarañas (Morvan et al., 1999).
Los orígenes de enfermedades infecciosas emergentes están significativamente correlacionados con factores socioeconómicos, ambientales y ecológicos, y proporcionan una base para identificar las regiones en las que es más probable que se originen nuevas áreas zoonóticas emergentes (Olival et al., 2017). En los estados del sur-sureste de México (Quintana Roo, Yucatán, Campeche, Oaxaca, Tabasco y Chiapas) se presenta gran diversidad, riqueza y distribución de mamíferos, en especial de murciélagos frugívoros (110 especies, de los cuales once especies son frugívoros especialistas de la familia Phyllostomidae) y roedores (55 especies, principalmente las especies de Baiomys, Oryzomys, Peromyscus, Reithrodontomys, Sigmodon y Oligoryzomys de la familia Cricetidae) que pueden fungir como reservorios de zoonosis (Tabla 1). Además, la mayoría de las especies de murciélagos y roedores presentan amplia distribución y existen pocas especies endémicas de México, nueve especies de murciélagos y doce especies de roedores (Tabla 1).
Categoría Taxonómica | Distribución |
---|---|
ORDEN CHIROPTERA | |
FAMILIA EMBALLONURIDAE | |
SUBFAMILIA EMBALLONURINAE | |
Balantiopteryx io (Thomas, 1904) | |
Balantiopteryx plicata (Peters, 1867) | |
Centronycteris centralis (Thomas, 1912) | |
Diclidurus albus (Wied-Neuwied, 1820) | |
Peropteryx kappleri (Peters, 1867) | |
Peropteryx macrotis (J. A. Wagner, 1843) | |
Rhynchonycteris naso (Wied-Neuwied, 1820) | |
Saccopteryx bilineata (Temminck, 1838) | |
Saccopteryx leptura (Schreber, 1774) | |
FAMILIA MOLOSSIDAE | |
SUBFAMILIA MOLOSSINAE | |
Cynomops mexicanus (J. K. Jones y Genoways, 1967) | EMX |
Eumops auripendulus (Shaw, 1800) | |
Eumops ferox (Gundlach, 1861) | |
Eumops hansae (Sanborn, 1932) | |
Eumops nanus (Miller,1900) | |
Eumops underwoodi (Goodwin, 1940) | |
Molossus alvarezi (González Ruiz, Ramírez Pulido y Arroyo Cabrales, 2011) | |
Molossus aztecus (De Saussure, 1860) | |
Molossus coibensis (J. A. Allen, 1904) | |
Molossus molossus (Pallas, 1766) | |
Molossus rufus (É. Geoffroy Saint-Hilaire, 1805) | |
Molossus sinaloae (J. A. Allen, 1906) | |
Nyctinomops laticaudatus (É. Geoffroy Saint-Hilaire, 1805) | |
Nyctinomops macrotis (Gray, 1839) | |
Promops centralis (Thomas, 1915) | |
Tadarida brasiliensis (É. Geoffroy Saint-Hilaire, 1824) | |
FAMILIA NATALIDAE | |
Natalus mexicanus (Miller, 1902) | |
FAMILIA THYROPTERIDAE | |
Thyroptera tricolor (Spix, 1823) | |
FAMILIA MORMOOPIDAE | |
Mormoops megalophylla (Peters, 1864) | |
Pteronotus davyi (Gray, 1838) | |
Pteronotus gymnonotus (J. A. Wagner, 1843) | |
Pteronotus parnellii (Gray, 1843) | |
Pteronotus personatus (J. A. Wagner, 1843) | |
FAMILIA NOCTILIONIDAE | |
Noctilio albiventris (Desmarest, 1818) | |
Noctilio leporinus (Linnaeus, 1758) | |
FAMILIA PHYLLOSTOMIDAE | |
SUBFAMILIA CAROLLINAE | |
Carollia perspicillata (Linnaeus, 1758) | |
Carollia sowelli (Baker, Solari y Hoffmann, 2002) | |
Carollia subrufa (Hahn, 1905) | |
SUBFAMILIA DESMODONTINAE | |
Desmodus rotundus (É. Geoffroy Saint-Hilaire, 1810) | |
Diaemus youngi (Jentink, 1893) | |
Diphylla ecaudata (Spix, 1823) | |
SUBFAMILIA GLOSSOPHAGINAE | |
Anoura geoffroyi (Gray, 1838) | |
Choeroniscus godmani (Thomas, 1903) | |
Choeronycteris mexicana (Tschudi, 1844) | |
Hylonycteris underwoodi (Thomas, 1903) | |
Lichonycteris obscura (Thomas, 1895) | |
Glossophaga commissarisi (Gardner, 1962) | |
Glossophaga leachii (Gray, 1844) | |
Glossophaga morenoi (Martínez y Villa, 1938) | EMX |
Glossophaga soricina (Pallas, 1766) | |
Leptonycteris yerbabuenae (Martínez y Villa, 1940) | |
Leptonycterys nivalis (De Saussure, 1860) | |
SUBFAMILIA GLYPHONYCTERINAE | |
Glyphonycteris sylvestris (Thomas, 1896) | |
SUBFAMILIA LONCHORHININAE | |
Lonchorhina aurita (Tomes, 1863) | |
SUBFAMILIA MACROTINAE | |
Macrotus waterhousii (Gray, 1843) | |
SUBFAMILIA MICRONYCTERINAE | |
Lampronycteris brachyotis (Dobson, 1879) | |
Mycronycteris microtis (Miller, 1898) | |
Mycronycteris schmidtorum (Sanborn, 1935) | |
Trinycteris nicefori (Sanborn, 1949) | |
SUBFAMILIA PHYLLOSTOMINAE | |
Macrophyllum macrophyllum (Schinz, 1821) | |
Trachops cirrhosus (Spix, 1823) | |
Lophostoma brasiliense (Peters, 1867) | |
Lophostoma evotis (Davis y Carter, 1978) | |
Mimon cozumelae (Goldman, 1914) | |
Mimon crenulatum (É. Geoffroy Saint-Hilaire, 1810) | |
Phyllloderma stenops (Peters, 1865) | |
Phylllostomus discolor (J. A. Wagner, 1843) | |
Tonatia saurophila (Koopman y Williams, 1951) | |
Chrotopterus auritus (Peters, 1856) | |
Vampyrum spectrum (Linnaeus, 1758) | |
SUBFAMILIA STENODERMATINAE | |
Artibeus jamaicensis (Leach, 1821) | |
Artibeus lituratus (Olfers, 1818) | |
Dermanura azteca (Andersen, 1906) | |
Dermanura phaeotis (Miller, 1902) | |
Dermanura tolteca (De Saussure, 1860) | |
Dermanura watsoni (Thomas, 1901) | |
Enchisthenes hartii (Thomas, 1892) | |
Centurio senex (Gray, 1842) | |
Chiroderma salvini (Dobson, 1878) | |
Chiroderma villosum (Peters, 1860) | |
Platyrrhinus helleri (Peters, 1866) | |
Uroderma bilobatum (Peters, 1866) | |
Uroderma magnirostrum (W. B. Davis, 1968) | |
Vampyressa thyone (Thomas, 1909) | |
Vampyrodes major (G. M. Allen, 1908) | |
Sturnira hondurensis (Goodwin, 1940) | |
Sturnira parvidens (Goldman, 1917) | |
FAMILIA VESPERTILIONIDAE | |
SUBFAMILIA ANTROZOINAE | |
Bauerus dubiaquercus (Van Gelder, 1959) | |
SUBFAMILIA MYOTIINAE | |
Myotis albescens (É. Geoffroy Saint-Hilaire, 1806) | |
Myotis californicus (Audubon y Bachman, 1842) | |
Myotis elegans (Hall, 1962) | |
Myotis fortidens (Miller y G. M. Allen, 1928) | EMX |
Myotis keaysi (J. A. Allen, 1914) | |
Myotis nigricans (Schinz, 1821) | |
Myotis thysanodes (Miller, 1897) | |
Myotis velifer (J. A. Allen, 1890) | |
SUBFAMILIA VESPERTILIONINAE | |
Perimyotis subflavus (F. Cuvier, 1832) | |
Eptesicus brasiliensis (Desmarets, 1819) | |
Eptesicus furinalis (D’ Orbigny y Gervais, 1847) | |
Eptesicus fuscus (Palisot de Beauvois, 1796) | |
Lasiurus blossevillii (Lesson, 1826) | |
Lasiurus cinereus (Palisot de Beauvois, 1796) | |
Lasiurus ega (Gervais, 1856) | |
Lasiurus intermedius (H. Allen, 1862) | |
Rhogeessa aeneus (Goodwin, 1958) | EMX |
Rhogeessa bickhami (Baird, Marchán-Rivadeneira, Pérez y R. J. Baker, 2012) | EMX |
Rhogeessa genowaysi (R. J. Baker, 1984) | EMX |
Rhogeessa gracilis (Miller, 1897) | EMX |
Rhogeessa parvula (H. Allen, 1866) | EMX |
Rhogeessa tumida (H. Allen, 1866) | |
Corynorhinus mexicanus (G. M. Allen, 1916) | EMX |
ORDEN RODENTIA | |
FAMILIA SCIURIDAE | |
SUBFAMILIA PTEROMYINAE | |
Glaucomys volans (Linnaeus, 1758) | |
Sciurus aureogaster (F. Cuvier, 1829) | |
Sciurus deppei (Peters, 1864) | |
Sciurus variegatoides (Ogilby, 1839) | |
Sciurus yucatanensis (J. A. Allen, 1877) | |
FAMILIA GEOMYIDAE | |
SUBFAMILIA GEOMYINAE | |
Orthogeomys grandis (Thomas, 1893) | |
Orthogeomys hispidus (J. L. Le Conte, 1852) | |
FAMILIA HETEROMYIDAE | |
SUBFAMILIA HETEROMYINAE | |
Heteromys desmarestianus (Gray, 1868) | |
Heteromys gaumeri (J. A. Allen y Chapman, 1897) | EMX |
Heteromys goldmani (Merriam, 1902) | |
Heteromys nelsoni (Merriam, 1902) | |
Heteromys pictus (Thomas, 1893) | |
Heteromys salvini (Thomas, 1893) | |
FAMILIA ERETHIZONTIDAE | |
SUBFAMILIA ERETHIZONTINAE | |
Coendou mexicanus (Kerr, 1792) | |
FAMILIA AGOUTIDAE | |
SUBFAMILIA DASYPROCTINAE | |
Dasyprocta mexicana (De Saussure, 1860) | EMX |
Dasyprocta punctata (Gray, 1842) | |
FAMILIA CUNICULIDAE | |
Cuniculus paca (Linnaeus, 1766) | |
FAMILIA CRICETIDAE | |
SUBFAMILIA ARVICOLINAE | |
Microtus guatemalensis (Merriam, 1898) | |
SUBFAMILIA NEOTOMINAE | |
Baiomys musculus (Merriam, 1892) | |
Scotinomys teguina (Alston, 1877) | |
Neotoma mexicana (Baird, 1855) | |
Habromys lophurus (Osgood, 1904) | |
Peromyscus aztecus (De Saussure, 1860) | |
Peromyscus guatemalensis (Merriam, 1898) | |
Peromyscus gymnotis (Thomas, 1894) | |
Peromyscus leucopus (Rafinesque, 1818) | |
Peromyscus levipes (Merriam, 1898) | EMX |
Peromyscus melanophrys (Coues, 1874) | EMX |
Peromyscus mexicanus (De Saussure, 1860) | |
Peromyscus yucatanicus (J. A. Allen y Chapman, 1897) | EMX |
Peromyscus zarhynchus (Merriam, 1898) | EMX |
Reithrodontomys fulvescens (J. A. Allen, 1894) | |
Reithrodontomys gracilis (J. A. Allen y Chapman, 1897) | |
Reithrodontomys megalotis (Baird, 1857) | |
Reithrodontomys mexicanus (De Saussure, 1860) | |
Reithrodontomys microdon (Merriam, 1901) | |
Reithrodontomys spectabilis (J. K. Jones y Lawlor, 1965) | EMX |
Reithrodontomys sumichrasti (De Saussure, 1860) | |
Reithrodontomys tenuirostris (Merriam, 1901) | |
SUBFAMILIA SIGMODONTINAE | |
Oligoryzomys fulvescens (De Saussure, 1860) | |
Oryzomys alfaroi (J. A. Allen, 1891) | |
Oryzomys couesi (Alston, 1877) | |
Oryzomys rhabdops (Merriam, 1901) | |
Oryzomys rostratus (Merriam, 1901) | EMX |
Oryzomys saturatior (Merriam, 1901) | |
Rheomys thomasi (Dickey, 1928) | |
Sigmodon mascotensis (J. A. Allen, 1897) | EMX |
Sigmodon toltecus (De Saussure, 1860) | EMX |
Sigmodon zanjonensis (Goodwin, 1932) | |
SUBFAMILIA TYLOMYINAE | |
Nyctomys sumichrasti (De Saussure, 1860) | |
Otonyctomys hatti (Anthony, 1932) | |
Ototylomys phyllotis (Merriam, 1901) | |
Tylomys bullaris (Merriam, 1901) | EMX |
Tylomys nudicaudus (Peters, 1866) | |
Tylomys tumbalensis (Merriam, 1901) | EMX |
Distribución: EMX = endémico de México según Ramírez Pulido et al. (2014).
En negritas se indican las especies de murciélagos que son frugívoros especialistas.
Aunado a ello, existe una alta densidad poblacional humana (69 habitantes/km2) y altos niveles de marginación entre sus habitantes: más de la mitad de los pobladores viven en comunidades rurales (52% de la población en Chiapas y 51% en Oaxaca habita en zonas rurales) de menos de 2 mil 500 habitantes (INEGI, 2011; SEDATU, 2014). Finalmente, existe un aumento en el deterioro ambiental de esta región debido al desarrollo sin control de actividades como la minería y la deforestación para ganadería extensiva y agricultura (SEDATU, 2014), lo cual resulta en alteraciones en los patrones de distribución de la fauna silvestre, contribuyendo a que se puedan desarrollar enfermedades virales infecciosas zoonóticas, como el ébola en la zona sur-sureste del país.
Como ejemplo, podemos citar que en 1967 en Ocozocoautla de Espinosa, Chiapas, al sur de México, ocurrió un brote de epidemia de fiebre hemorrágica producido por el arn de un virus (arenavirus) localizado en ratones mexicanos de la especie Peromyscus mexicanus, causando una enfermedad febril en humanos parecida a la fiebre hemorrágica del dengue (Cajimat et al., 2012). Dicho brote fue precedido tres años antes por la destrucción de áreas boscosas en la zona epidémica y un aumento en proporciones inquietantes en la abundancia de los roedores (P. mexicanus) en y alrededor de las casas en el área de la epidemia (Goldsmith y Shields, 1971).
Los seres humanos se infectan con arenavirus por inhalación de virus en gotitas en aerosol de secreciones o excreciones de roedores infectados (Cajimat et al., 2012). Otra fuente de infección puede ser la ingestión de roedores infectados (Montali et al., 1993), ya que el consumo de roedores silvestres es común en las zonas rurales de algunas regiones de México. Por ejemplo, P. mexicanus y otros roedores cricétidos son consumidos por los indígenas tzeltales en Los Altos de Chiapas (Barragán et al., 2007). Adicionalmente, se han encontrado anticuerpos contra el arn del virus hantavirus en los roedores Baiomys musculus y Oryzomys couesi en Ocozocoautla de Espinosa y Mapastepec, Chiapas (Milazzo et al., 2012).
Con el fin de contener y dar rápida respuesta ante posibles brotes actuales de dengue hemorrágico y otras FHV en la región tropical de México, los autores nos hemos dado a la tarea de recabar datos actuales de las posibles áreas de distribución y ecosistemas de las especies de mamíferos que potencialmente pueden ser reservorios o vectores de varias de las FHV y, a través de un sistema de información geográfica (sig), crear modelos con información base para contener brotes de otras FHV, así como determinar los cambios en los ambientes y la distribución de especies afectadas por la actividad humana. Estas acciones son objetivos del proyecto “Análisis y evaluación de los posibles vectores y reservorios del virus del ébola en México” patrocinado por el Fondo Sectorial de Investigación para la Educación SEP-Conacyt.