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Boletín médico del Hospital Infantil de México
versión impresa ISSN 1665-1146
Bol. Med. Hosp. Infant. Mex. vol.63 no.3 México may./jun. 2006
Tema pediátrico
Síndrome de exceso de prostaglandina E en niños
The hyperprostaglandin E syndrome in children
Dr. Francisco VelásquezForero1, Dra. Marisa Cabeza Salinas2, Dr. Rubén RománRamos3
1 Laboratorio de Metabolismo Mineral Óseo, Hospital Infantil de México Federico Gómez y Programa de Doctorado en Ciencias Biológicas, Universidad Autónoma MetropolitanaXochimilco
2 Departamento de Sistemas Biológicos, Universidad Autónoma MetropolitanaXochimilco
3 Departamento de Ciencias de la Salud, Universidad Autónoma MetropolitanaIztapalapa, México, D. F., México.
Solicitud de sobretiros:
Dr. Francisco Velásquez Forero
Laboratorio de Metabolismo Mineral Óseo Hospital Infantil de México Federico Gómez
Edif. Mundet 3er. Piso, Calle Dr. Márquez 162, Col. Doctores, Deleg. Cuauhtemoc, C. P. 06720, México, D. F., México.
Fecha de recepción: 1111 2005
Fecha de aprobación: 01082006
Resumen
En 1997 Welch, identificó en un niño el síndrome de hiperprostaglandina E caracterizándolo por calcitriol elevado, hipercalciuria e hiperexcreción urinaria de prostaglandina (PG) E2. Se hipotetizó que el exceso de PG E, incrementaba la síntesis del calcitriol, aumentaba la absorción de Ca y ocasionaba hipercalciuria.
En este trabajo se analiza la existencia del síndrome clínico reportado por Welch y se revisa la bibliografía experimental y clínica sobre la relación entre las PG de la serie E y la síntesis del calcitriol.
Observaciones experimentales in vivo e in vitro y varias clínicas sugieren que las PG incrementan la síntesis del calcitriol.
La revisión comprobó que las PG de la serie E incrementan la síntesis del calcitriol reproduciendo el síndrome de exceso de PG E. Esto ha sido poco mencionado.
El síndrome de exceso de la PG E existe en niños. Este síndrome puede manifestarse como único o sobreimpuesto a otra enfermedad.
Palabras clave. Síndrome de exceso de la prostaglandina E; síntesis de calcitriol; hipercalciuria; prostaglandina E1 e hipercalcemias.
Abstract
In 1997, Welch identified in a child the hyperprostaglandin E syndrome, which is characterized by raised calcitriol, hypercalciuria and urinary hyperexcretion of PGE2. Welch hypothesized that hyperprostaglandin E increases the synthesis of calcitriol, increasing Ca absorption which causes hypercalciuria.
In this work analyze the existence of the clinical syndrome reported by Welch.
We review the experimental and clinical bibliography on the relationship between prostaglandins (PG) E and the calcitriol synthesis.
Observations in vivo, in vitro and in many clinical studies, showed that PG E, increased the calcitriol synthesis.
The review of medical literature proved that the PG E increases the synthesis of calcitriol and reproduces the hyperprostaglandin E syndrome. This has been rarely mentioned.
The hyperprostaglandin E syndrome exists in children. This syndrome could be present as a unic entity or superimposed to other pathologies.
Key words. Hyperprostaglandin E syndrome; calcitriol synthesis; hypercalciuria; prostaglandin E.
Con los avances de las últimas décadas en el estudio de las enfermedades metabólicas óseas, hoy se cuenta con amplia evidencia de que las prostaglandinas (PG) desempeñan un papel fisiológico importante en el metabolismo del tejido óseo, pero aún se conoce poco acerca de la producción de PG in vivo por el esqueleto.
En 1997, Welch1 identificó el síndrome de exceso de PG E (SEPGE) en un niño, caracterizado por polihidramnios, prematurez, alcalosis y nefrocalcinosis, bioquímicamente caracterizado por paratohormona (PTH) normal, elevación del calcitriol sérico, hipercalciuria e hiperexcreción de PGE2 en orina. Él consideró esta entidad como una variante del síndrome de Bartter (hipocalemia, alcalosis, hiperreninemia y normotensión), ya que aproximadamente una década antes había detectado hipercalciuria en algunos niños con este síndrome.2 Los autores del presente estudio en su laboratorio han desarrollado3,4 un modelo experimental in vivo e in vitro con conejos en el cual se observó (en ambos experimentos) que al agregar PGE1 había un incremento significativo en la síntesis del calcitriol, con características semejantes a los producidos al agregar PGE2 en cultivo de ríñones de pollo.5,6 Hoy se acepta que la actividad de las PG ocurre a través de receptores celulares específicos, habiendo sido varios de ellos identificados y clonados.715
El calcitriol es una de las principales hormonas que regula el metabolismo del calcio (Ca) y del fósforo (P) en el organismo; su síntesis aumenta principalmente por la activación de la enzima 1αHidroxilasa (1αOHasa), en situaciones como el crecimiento, el embarazo, la lactancia o cuando el aporte dietario de calcio y de fósforo es deficiente.1618 En este último, el incremento en la síntesis del calcitriol es a través de un mecanismo independiente de la PTH.19
El propósito de esta revisión es analizar la existencia del síndrome clínico reportado por Welch,1 caracterizado por un exceso de PGE2 en niños, con base en estudios relacionados con modelos experimentales y con algunas observaciones en humanos.
Origen y estructura de las PG
Las PG y el tromboxano son conocidos como prostanoides y son el producto de la acción de la enzima fosfolipasa A2 sobre los ácidos grasos no saturados de 20 carbonos que se localizan en las membranas celulares. Estos compuestos más tarde se convierten en otros prostanoides por la acción de la ciclooxigenasa y sus respectivas sintetasas dentro de las células, para de inmediato liberarse extracelularmente.7,8
La estructura de las PG está compuesta por un anillo ciclopentano y dos cadenas alifáticas, las modificaciones del anillo ciclopentano permiten clasificarlas de la A a la I, siendo la A, B y C no naturales.8 Las PG PGG1 y PGH1 comparten la estructura del mismo anillo ciclopentano, pero difieren en que por medio de la catalización de la ciclooxigenasa se agrega al carbono 15 un grupo hidroxyperoxy o un grupo hidroxy, respectivamente (Fig. 1). La PGH1 bajo la acción catalítica de una sintetasa específica reduce el carbono 11 y agrega un radical ceto en el carbono 9 para originar la PGE1 (Fig. 1). En forma semejante, una ciclooxigenasa actúa sobre el ácido araquidónico y forma un anillo ciclopentano y la PGG2 y PGH2, que comparten la misma estructura pero difieren por la catalización de la ciclooxigenasa que le agrega al carbono 15 un grupo hidroxyperoxy y un grupo hidroxy, respectivamente (Fig. 2). Sobre la PGH2 actúa una sintetasa que reduce el carbono 11 y agrega un radical ceto en el carbono 9 para formar la PGE2 (Fig. 2).
Las PG también se han clasificado con base al número de dobles enlaces en las cadenas alifáticas en tres series: 1, 2 y 3. Las PG de la serie 1 se sintetizan a partir del ácido homoγlinolénico (8, 11, 14eicosatrienoico) como se muestra en la figura 1. Los de la serie 2 se originan del ácido araquidónico (Fig. 2) (5, 8, 11, 14eicosatetranoico) y los de la serie 3, a partir del ácido eicosapentanoico (5, 8, 11, 14, 17eicosapentanoico). En los mamíferos las derivadas del ácido araquidónico son las más abundantes.8
Receptores de las PG
Las PG fueron consideradas como compuestos hidrofóbicos, que penetraban las membranas celulares alterando el fluido lipoídico de éstas.20 Hoy se sabe que esto no es así, sino que cada prostanoide tiene un perfil único de actividad que no se superpone a otros, lo cual indica que individualmente su sitio de acción es específico. Esto se hizo aparente al desarrollar bioensayos que permitieron comparar en varios tejidos las potencialidades de diferentes prostanoides y de sus análogos. Siguiendo esta línea y también con estudios bioquímicos y de radioinmunoanálisis, se observó la presencia de múltiples receptores para los prostanoides en diferentes tejidos y células,2123 que culminó en 1982 con la elaboración de una clasificación.924 En ella se propuso la presencia específica de receptores para TX, PGI, PGE, PGF y PGD, y nombraron como P al receptor de cada uno de los prostanoides, posponiendo esta letra a la del nombre que identifica a cada una de ellas así: TP, IP, EP, FP y DP. Posteriormente clasificaron el EP en 4 subtipos: EP1 EP2, EP3 y EP4.9,25 Estos subtipos de receptores responden a agonistas naturales de la PGE2, pero responden en forma diferente a varios análogos o algunos otros ligandos.La localización cromosómica de la mayoría de los genes que codifican los receptores en ratones y humanos está definida. Los genes que codifican en humanos los receptores EP1,EP3, EP4, FP, IP y TP están mapeados en los cromosomas 19p 13.1, 1p31.2, 5p13.1, 1p31.1, 19q13.3 y 19p13.3 respectivamente.26,27
Propiedades y localization de los receptores de los prostanoides
Según la transducción de la señal a la que se encuentran acoplados y de sus acciones, los receptores de los prostanoides se agrupan en tres categorías: 1. Receptores relajantes que incrementan su efecto mediante el aumento del cAMP e inducen la relajación del músculo liso (ejemplos: TP, DP, EP2 y EP4); 2. Receptores de tipo contráctil, los cuales movilizan Ca2+ y producen la contracción del músculo liso (ejemplos: IP, FP y EP1); y 3. Receptores inhibidores, que actúan disminuyendo el cAMP e inhiben la relajación del músculo liso (ejemplo: EP3).2833
Desde hace aproximadamente tres décadas se sabe que las PG juegan un papel importante en el metabolismo del tejido óseo.34,35 La interleucina1 (IL1) y TNFα son estimuladores de la formación de PGE2 en la célula ósea.36,37 TGFα y TGFβ son reguladores de la citodiferenciación y crecimiento celular y pueden estimular la producción de PG en células óseas a través de la sintetasa (PGHS).38 También se observa incremento de las PG con la PTH.39,40 La fuerza mecánica sobre el tejido óseo intacto incrementa la producción de PG.41,42 En cultivo de células óseas provenientes de ratas oforectomizadas se incrementa la producción de PG43,44 por incremento en la actividad de la PGHS2.43,45 Las PG de la serie E son de las más potentes activadoras de la resorción ósea.34 Recientemente se demostró que la PGE1 y la PGE2 estimulan la citodiferenciación de células parecidas a los osteoclastos en cultivos de células óseas de múridos.46,47 Hay observaciones que sugieren que la PGI2 es producida principalmente por los osteocitos, mientras que la PGE2 se produce principalmente en los osteoblastos.48,49
La PGE2 estimula la formación de osteoclastos en cultivos de médula ósea46,47 y lo hace a través de los receptores EP4 y EP2.5053 Entre los receptores de PGE2, el EP4, que activa a la adenilciclasa, parece ser el receptor que tiene efecto sobre la resorción ósea.54 El efecto anabólico de las PG sobre el tejido óseo es una propiedad importante ya que se tienen pocos medicamentos con estas características. La administración prolongada de PGE1 en niños con malformaciones cardiacas produce hiperostosis cortical.55 En perros, la administración de PGE2 estimula la formación ósea.56 La osteopenia que ocasiona la ciclosporina "A" en ratas, se corrige al administrarla combinada con PGE2.57 Estudios experimentales in vivo han demostrado que la administración de PG estimula la formación ósea endosteal y periosteal nuevas5760 y también acelera la formación de callo en las fracturas óseas.61 El efecto anabólico sobre el tejido óseo de las PG depende de su efecto mitogénico y del estímulo hacia la citodiferenciación osteoblástica;62 esta propiedad anabólica ósea puede ser aprovechada terapéuticamente al administrar PG en pacientes con enfermedades osteopénicas.
Origen y estructura del calcitriol y de sus análogos
La vitamina D existe como ergocalciferol (vitamina D2) producida en plantas,63 o colecalciferol (vitamina D3) producida en tejidos animales por acción de radiación ultravioleta (290330 nm) sobre el 7dehidrocolesterol en la piel humana.64 Ambas vitaminas D son biológicamente inactivas (prohormonas), que deben hidroxilarse en los carbonos25 y 1 antes de unirse al receptor de la vitamina D (Fig. 3). La 25 hidrolización de la vitamina D ocurre en el hígado catalizada por el citocromo enzimático mitocondrial P450 (P450C25), dando origen a la hidroxivitamina [25(OH)D] que es el metabolito más abundante de la vitamina D, proveniente de la dieta y por la exposición a la luz solar.65 En túbulos renales proximales, la 25(OH)D3 sufre una 1αhidroxilación produciendo la 1,25(OH)2D3 que es hasta hoy el metabolito más activo de la vitamina D6668 (Fig. 3).
El calcitriol (1,25[OH]2D3) juega un papel central en la homeostasis del Ca y del P, promoviendo su absorción a nivel intestinal, para mantener su concentración plasmática a niveles suficientes para el crecimiento y mineralización ósea. Estos efectos clásicos se llevan a cabo por acción del calcitriol sobre células blanco en intestino, hueso, riñones y glándulas paratiroideas. Los receptores del calcitriol (VDR) han sido identificados en varios tejidos: piel, esqueleto, tractodigestivo, sistema nervioso, sistema inmune, vasos, corazón, pulmones y otros órganos.6974
Los niveles séricos de calcitriol reflejan su síntesis en el riñon, siendo la productividad de la 1αhidroxilasa el marcador limitante para la actividad de la vitamina D. Su actividad está regulada por la PTH, Ca, P y por la misma 1,25[OH]2D3.
Hoy se ha observado actividad de la 1αhidroxilasa en otros tejidos como en los keratocitos,75 macrófagos76 y en las células trofoblásticas de la placenta.77
Otra enzima en el metabolismo de la vitamina D, que puede hidroxilizar la 25 OHD, es la 24hidroxilasa (encontrada en varios tejidos).78 Esta enzima puede catalizar la 24hidroxilación de 25 OHD a 24, 25(OH)D3 y también en la 1,25(OH)2D3 a 1,24,25 (OH)3D3 (Fig. 3). Estos dos metabolitos pueden ser iniciadores de la inactivación del calcitriol. En 1990, el gene de la 25hidroxilasa fue clonado y purificado en las células hepáticas de rata.79,80 En 1991 el gene que codifica a la 24hidroxilasa fue también clonado y purificado de las mitocondrias de células renales de la rata.8183 En 1997, cuatro grupos de investigadores simultáneamente clonaron el gene que codifica a la 1αhidroxilasa76,8487 pero hasta la fecha no ha sido posible purificar la enzima (1αhidroxilasa) .75 En la actualidad se mide la actividad de la 1αhidroxilasa en forma indirecta, en ensayos que la cuantifican relacionándola con la cantidad de calcitriol producido.88,89
El calcitriol ejerce su acción sobre blancos celulares a través de vías moleculares. Se han identificado dos vías que son mediadoras de la acción de la vitamina D: una vía genómica ejerciendo una acción con el receptor de la vitamina D (VDR)9093 y otra vía no genómica en la que su acción se ejerce sobre un receptor localizado en la superficie celular.9497
Se observa incremento del calcitriol sérico en pacientes con hipocalcemias, hipofosfatemias, hiperparatiroidismo, intoxicación exógena de vitamina D y en terapia con furosemide, y ahora su incremento sérico es un marcador importante del SEPGE en niños.1,2 Experimentalmente, en cultivo de células tubulares renales de pollos y conejos, se ha observado que al agregar PGE2 y PGE1 se estimula la actividad de la 1αhidroxilasa, incrementando la síntesis del calcitriol.3 6 El calcitriol tiene importantes aplicaciones terapéuticas en varias enfermedades graves.98113 Desafortunadamente, este potencial terapéutico del calcitriol se ha visto limitado debido a la hipercalcemia tóxica que ocasiona. En las últimas décadas se han desarrollado análogos de la vitamina D, que han disminuido significativamente la hipercalcemia tóxica, conservando sus propiedades terapéuticas.114119
Aspectos clínicos y bioquímicos del síndrome
Welch1 y Restrepo y col.2 observaron en algunos niños con síndrome de Bartter (hipocalemia, alcalosis, hiperreninenemia, aldosteronismo y normotensión) datos de hipercalciuria y excreción urinaria elevada de PG.120 Subsecuentemente se reportan varios casos de síndrome de Bartter asociados a hipercalciuria, hidramnios y prematurez.2,121,122 Más adelante aparecen reportes en los que la hipercalciuria en niños con síndrome de Bartter, se reduce al aplicar inhibidores de las PG del tipo de la indometacina, sin explicación clara para su causa. 2,120,122 En 1975, Seyberth y col.123 informan de seis pacientes con tumores sólidos del tipo carcinoma que presentaron hipercalcemia y excreción elevada de metabolitos de la PGE en la orina, que desaparecieron con tratamiento de inhibidores de las PG (aspirina, indometacina). En 1984, Houser y col.124 encuentran un niño con una entidad parecida al síndrome de Bartter con hipercalciuria y excreción urinaria elevada de PGE2, que se corrigió con terapia inhibidora de las PG.
En 1985, Seyberth y col.120 mencionan que la hipocalemia con hipercalciuria e hiperprostaglandinuria en niños prematuros, es un síndrome diferente al síndrome de Bartter, ya que la suspensión de la actividad de la PGE2 con indometacina, mejora significativamente a los niños afectados.
En 1989, Restrepo y col.2 observan en seis niños con síndrome de Bartter con hipercalciuria e incremento en la excreción urinaria de PGE2, nefrocalcinosis sin datos de raquitismo ni de hiperparatiroidismo. Todos presentaron altos niveles séricos de calcitriol y respondieron a la terapia con inhibidores de las PG. Los estudios metabólicos del calcio en estos niños sugieren que la hipercalciuria es por exceso de absorción intestinal de calcio. Estos autores concluyen que la asociación de hipercalcemia e hipercalciuria al síndrome de Bartter es debida a anormalidades de la vitamina D.
A fines de 1997, por primera vez Welch1 reporta en un niño prepúber el síndrome caracterizado por exceso de PGE con hipercalciuria, y lo considera una variante del síndrome de Bartter. El embarazo había presentado polihidramios, parto prematuro y estadio perinatal sin complicaciones, excepto por pérdida de electrolitos que requerían suplementos de sodio y cloruro de potasio, con frecuentes deshidrataciones y alteraciones metabólicas del tipo de la hipocalemia con alcalosis, elevación en la actividad de la renina y de la aldosterona plasmática, diuresis hipotónica con disminución de la absorción del cloro en túbulos renales distales, con acentuadas hipercalcemias e hipercalciurias. Los niveles plasmáticos de PTH (molécula media), fueron normales pero los niveles séricos del calcitriol siempre fueron elevados, así como la excreción urinaria de PGE2. Una electrosonografía renal revela nefrocalcinosis, el estudio radiográfico óseo no muestra raquitismo, pero sí osteopenia. Con todos estos datos, se estableció el diagnóstico de SEPGE (Cuadro 1) en un paciente con síndrome de Bartter manifestado desde la edad perinatal. Se inicia terapia a base de indometacina y cloruro de potasio durante 10 años, con lo cual los niveles de calcitriol, calcemia y calciuria permanecen dentro de valores normales. Estas anormalidades reaparecen al descontinuar la indometacina. El niño se ubica en el percentil 25 tanto en talla como en peso. Welch1 comenta que las alteraciones del Ca en este niño se deben al incremento del calcitriol al estimular la absorción intestinal del Ca y al incremento de la resorción ósea local por la PG. También menciona que in vitro se observa que la PGE2 estimula la actividad de 1αOHasa, incrementando la producción del calcitriol, de tal manera que la PGE2 podría estar alterando el metabolismo del Ca a través de ambos mecanismos.36
Casi simultáneamente al reporte de Welch,1 un grupo de investigadores encontraron en 20 niños con "hipercalciuria idiopática" un incremento de la PGE2 en orina, con un aumento simultáneo del calcitriol sérico y con una PTH normal. Ellos sugieren que la PGE2 juega un papel importante en la patogénesis de la hipercalciuria, ya que incrementa la síntesis del calcitriol.125
Los estudios experimentales mencionados y las observaciones en humanos son muy sugestivos de que las PG incrementan la síntesis del calcitriol, ocasionando hipercalcemias e hipercalciurias. Esto motiva a los autores del presente trabajo a estudiar el efecto in vivo e in vitro de la PGE1 sobre la síntesis del calcitriol. En ambos modelos experimentales se comprueba que al agregar PGE1 exógena por vía endovenosa o adicionada al cultivo de túbulos proximales del riñon de conejos, se incrementa significativamente la síntesis del calcitriol,3,4 en forma semejante a lo reportado previamente in vitro con la PGE2.5,6 Ante el hallazgo de que la PGE1 estimula la síntesis del calcitriol en forma similar a la PGE2, se desarrolla un modelo experimental en conejos en el que al inyectar intravenosamente PGE1 se produce un aumento significativo de la calcemia, magnesemiay calciuria, manteniendo las hormonas calciotropas en niveles básales, excepto por un incremento significativo del calcitriol. Estos resultados comprueban que la PGE1 incrementa la síntesis del calcitriol, ocasionando hipercalciuria y reproduciendo el SEPGE en conejos (Cuadro 2). Se trata de un hallazgo adicional al conocimiento de la fisiopatología del síndrome.126 Llama la atención que a pesar del peso experimental y clínico de los resultados que corroboran que las PG incrementan la síntesis del calcitriol, esto ha sido poco mencionado en revisiones recientes.
La causa del SEPGE en niños, no ha sido bien explicada, pero con base a los datos bioquímicos obtenidos en animales y en humanos, se puede inferir que las PG de la serie E estimulan la actividad de la 1αOHasa renal, hidrolizando la 25(OH)D3 e incrementando la producción de calcitriol, que produce una hiperabsorción intestinal de Ca y explica la hipercalciuria en estos pacientes (Cuadro 1).
Con estos hallazgos experimentales y por diferentes observaciones clínicas, los autores piensan que el SEPGE existe y que su fisiopatología está caracterizada por un incremento anormal en los niveles de PGE. Éste se puede presentar en forma independiente como SEPGE primario (hipercalciurias idiopáticas),125 o sobreimpuesto a otras entidades, SEPGE secundario (síndrome de Bartter, y en neoplasias epiteliales).1,2,123Este síndrome debe sospecharse en los pacientes que cursan con hipercalcemias e hipercalciurias no explicables por ninguna de las causas conocidas (hiperparatiroidismo, proteína relacionada con la PTH, neoplasias, hiperabsorción intestinal de Ca, hipercalciuria de origen renal, prolongada inmovilización, terapia con furosemide, enfermedades granulomatosas, hipertiroidismo, osteogénesis imperfecta, artritis reumatoide juvenil, etc.). En estos pacientes con hipercalcemias e hipercalciurias aparentemente idiopáticas se debe hacer un estudio metabólico óseo completo, enfatizando el estudio bioquímico del Ca, con hormonas calciotropas y niveles de PG (Cuadro 2). De esa manera se puede identificar el SEPGE y establecer la terapia específica.
Conclusiones
Esta revisión sobre el SEPGE en niños nos lleva a confirmar su existencia.
El SEPGE se caracteriza por un incremento en los niveles de PG, de calcitriol, de la calcemia y de la calciuria, en pacientes con manifestación única o superpuesta a otras entidades.
Su patogénesis se basa en modelos experimentales o clínicos caracterizados por el exceso de los niveles de PGE, lo que incrementa la síntesis del calcitriol. Este hecho produce un aumento en la absorción intestinal de Ca, ocasionando hipercalcemia e hipercalciuria.
El SEPGE generalmente se corrige con inhibidores de la ciclooxigenasa o de sus sintetasas 1 y 2, con antiinflamatorios de tipo no esteroideos como la indometacina, aspirina, etc.
Agradecimientos
El autor agradece a Sandra Olivas su ayuda en la preparación del manuscrito.
Referencias
1. Welch T. The hyperprostaglandin E syndrome: a hypercalciuric variant of Bartter's syndrome. J Bon Miner Res.1997; 12: 1753. [ Links ]
2. Restrepo R, Welch T, Hug G, Clark K, Bergstrom W. Hypercalciuria with Bartter's syndrome: evidence for an abnormality of vitamin D metabolism. J Pediatr. 1989; 115: 397404. [ Links ]
3. VelásquezForero F, Valencia P, de León G, Llach F. Prostaglandin E1 increases the biosynthesis of calcitriol in rabbits. J Am Soc Nephrol (abstracts). 2004; 15: 737A; SUPO949. [ Links ]
4. VelásquezForero F, Valencia P, de León G, Llach F. Prostaglandin E1 increases in vitro synthesis of calcitriol in renal tubular cell cultures in the rabbits. J Am Soc Nephrol (abstracts). 2004; 15: 737A; SUPO948. [ Links ]
5. Treschel U, Taylor C, Bonjour J, Fleisch H. Influence of prostaglandins and of cyclic nucleotides on the metabolism of 25hydroxyvitamin D3 in primary chick kidney cell culture. Biochem Biophys Res Commun. 1980; 9:12106. [ Links ]
6. Wark J, Larkins R, Eisman J, Wilson K. Regulation of 25hydroxyvitamin D1ahydroxylase in chick isolated renal tubules: effects of prostaglandin E2 furosemide and acetylsalicylic acid. Clin Sci (Lond). 1981; 61: 539. [ Links ]
7. Kraemer S, Meade E, de Witt D. Prostaglandin endoperoxide synthase gene structure: identification of the transcriptional start site and 5'flanking regulatory sequences. Arch Biochem Biophys. 1992; 293: 391400. [ Links ]
8. Narumiya S, Sugimoto Y, Ushikubi F. Prostanoid receptors: structures, properties and functions. Physiol Rev. 1999; 79: 1193226. [ Links ]
9. Coleman R, Kennedy I, Humphrey P, Bunce K, Lumpley P. Prostanoids and their receptors. En: Emmett JC, editor. Comprehensive medicinal chemistry. Membranes and receptors. Oxford, UK: Pergamon Press; 1990 Vol. 3. p. 643714. [ Links ]
10. Coleman R, Grix S, Head S, Louttit J, Mallett A, Sheldrick. A novel inhibitory receptor in piglet saphenous vein. Prostaglandins. 1994; 47: 15168. [ Links ]
11. Hirata M, Hayashi Y, Ushikubi F, Yokota Y, Kageyama R, Nakanishi S, et al. Cloning and expression of cDNA fora human thromboxane A2 receptor. Nature. 1991; 349: 61720. [ Links ]
12. Funk C, Furci L, Fitzgerald GA, Grygorczyk R, Rochette C, Bayne MA, et al. Cloning and expression of a cDNA for the human prostaglandin E receptor EP1 subtype. J Biol Chem. 1993; 268: 2676772. [ Links ]
13. Katsuyama M, Nishigaki N, Sugimoto Y, Morimoto K, Negishi M, Narumiya S, et al. The mouse prostaglandin E receptor EP2 subtype: cloning, expression, and Northern blot analysis. FEBS Lett. 1995; 372: 1516. [ Links ]
14. Regan J, Bailey T, Donello J, Pierce K, Pepprl D, Zhang D, et al. Molecular cloning and expression of human EP3 receptors: evidence of three variants with differing carboxyl termini. Br J Pharmacol. 1994; 112: 37785. [ Links ]
15. Foord S, Marks B, Stolz M, Bufflier E, Fraser N, Lee M. The structure of the prostaglandin EP4 receptor gene and related pseudogenes. Genomics. 1996; 35:1828. [ Links ]
16. Wong M, Sriussadaporn S, Tembe V, Favus M. Insulinlike growth factor I increases renal 1,25(OH)2D3 biosynthesis during lowP diet in adult rats. Am Physiol Soc. 1997; F698F703. [ Links ]
17. Favus M. Intestinal absorption of calcium, magnesium and phosphorus. En: Coe FL, Favus MJ, editores. Disorders of bone and mineral metabolism. New York: Raven Press; 1992. p. 5781. [ Links ]
18. Wilz D, Gray R, Domínguez J, Lemann J. Plasma 1,25(OH)2vitamin D concentrations and net intestinal calcium, phosphorus and magnesium absorption in humans. Ann J Clin Nutr. 1979; 32: 205260. [ Links ]
19. Hughes M, Brumbaugh P, Haussler M, Wergedal J, Baylink D. Regulation of serum 1,25dihydroxyvitamin D3 by calcium and phosphate in the rat. Science. 1975; 190:5789. [ Links ]
20. Bito L. Accumulation and apparent active transport of prostaglandins by some rabbit tissues in vitro. J Physiol. 1972; 221: 37187. [ Links ]
21. Andersen N, Eggerman T, Harker L, Wilson C, De B. On the multiplicity of platelet prostaglandin receptors. I. Evaluation of competitive antagonism by aggregometry. Prostaglandins. 1980; 19: 71135. [ Links ]
22. Gardnier P, Collier H. Specific receptors for prostaglandins in airways. Prostaglandins. 1980; 19: 81941. [ Links ]
23. Pickles V. The myometrial actions of six prostaglandins: consideration of a receptor hypothesis. En: Bergstrom S, Samuelson B, editores. Nobel symposium. Prostaglandins. StockHolm: Almquist & Wicksell; 1967. Vol. 2. p. 7983. [ Links ]
24. Kennedy I, Coleman R, Humphrey P, Levy G, Lumley P. Studies on the characterization of prostanoid receptors: a proposed classification. Prostaglandins. 1982; 24: 66789. [ Links ]
25. Ushikubi F, Nakajima M, Hirata M, Okuma M, Fujiwara M, Naruyima S. Purification of the thromboxane A2/prostaglandin H2 receptor from human blood platelets. J Biol Chem. 1989; 264: 16496501. [ Links ]
26. Nusing R, Hirata M, Kakizuka A, Eki T, Ozawa K, Narumiya S. Characterization and chromosomal mapping of the human thromboxane A2 receptor gene. J Biol Chem. 1993; 268: 252539. [ Links ]
27. Duncan A, Andersen L, Funk C, Abramovitz M, Adam M. Chromosomal localization of the human prostanoids receptor gene family. Genomics. 1995; 25: 7402. [ Links ]
28. Toh H, Ichikawa A, Narumiya S. Molecular evolution of receptors for eicosanoids. FEBS Lett. 1995; 361:1721. [ Links ]
29. Honda Z, Nakamura M, Miki I, Minami M, Watanabe T, Seyama Y, et al. Cloning by functional expression of plateletactivating factor receptor from guineapig lung. Nature. 1991; 349: 3426. [ Links ]
30. Nakamura M, Honda Z, Izumi T, Sakanaka C, Mutoh H, Minami M, et al. Molecular cloning and expression of plateletactivating factor receptor from human leukocytes. J Biol Chem. 1991; 266: 204005. [ Links ]
31. Fiore S, Maddox J, Perez H, Serhan C. Identification of a human cDNA encoding a functional high affinity lipoxin A4 receptor. J Exp Med. 1994; 180: 25360. [ Links ]
32. Yokomizo T, Izumi T, Chang K, Takuwa T, Shimizu T. A Gproteincoupled receptor for leukotriene B4 that mediates chemotaxis. Nature. 1997; 387: 6204. [ Links ]
33. Regan J, Bailey T, Pepperl K, Pierce A, Bogadurdus J, Bonello C, et al. Cloning of a novel human prostaglandin receptor with characteristics of pharmacologically defined EP2 subtype. Mol Pharmacol. 1994; 46: 21320. [ Links ]
34. Raisz L, Martin T. Prostaglandins in bone and mineral metabolism. En: Bone Miner Res, Annual 2. Amsterdam: Excerpta Medica; 1983. p. 286310. [ Links ]
35. Bergmann P, Shoutens A. Prostaglandins and bone. Bone. 1995; 16: 4858. [ Links ]
36. Sato K, Kasono K, Fuji Y. Tumor necrosis factor typea (cachectin) stimulates mouse osteoblastlike cells (MC3T3E1) to produce macrophagecolony stimulating activity and prostaglandin E2. Biochem Biophys Res Commun. 1987; 145: 3239. [ Links ]
37. Kimble R, Matayoshi A, Vannice J, Kung V, Williams C, Pacifici R. Simultaneous block of interleukin1 and tumor necrosis factor is required to completely prevent bone loss in the early postovariectomy period. Endocrinology. 1995; 126: 305461. [ Links ]
38. Harrison J, Lorenzo J, Kawuaguchi H, Raisz L, Pilbeam C. Stimulation of prostaglandin E2 production by interleukin1a and transforming growth factor a in osteoclastic MC3T3EI cells. J Bone Miner Res. 1994; 9: 81723. [ Links ]
39. KleinNulend J, Fall P, Raisz L. Comparison of the effects of synthetic human parathyroid hormone (PTH(134))related peptide of malignancy and bovine PTH(134) on bone formation and resorption in organ culture. Endocrinology. 1990; 126: 79914. [ Links ]
40. KleinNulend J, Pilbeam C, Harrison J, Fall P, Raisz L. Mechanism of regulation of prostaglandin production by parathyroid hormone, interleukin1, and cortisol in cultured mouse parietal bones. Endocrinology. 1991; 128: 250310. [ Links ]
41. Lanyon L. Control of bone architecture by functional load bearing. J Bone Miner Res.1992; 7: S369S75. [ Links ]
42. Chow J, Chambers T. Indomethacin has distinct early and late actions on bone formation induced by mechanical stimulation. Am J Physiol. 1994; 267: E287E92. [ Links ]
43. Feyen J, Raisz L. Prostaglandin production from sham operated oophorectomized rats: Effect of 17Bestradiol in vivo. Endocrinology. 1987; 121: 81921. [ Links ]
44. Miyaura C, Kusano K, Masuzawa T, Chaki O, Onoe Y, Aoyagi M, et al. Endogenous boneresorption factors in estrogen deficiency: Cooperative effects of IL1 and IL6. J Bone Miner Res. 1995; 10: 136573. [ Links ]
45. Kawaguchi H, Pilbeam C, Vargas S, Morse E, Lorenzo J, Raisz L. Ovariectomy enhances and estrogen replacement inhibits the activity of marrow factors which stimulate prostaglandin production in cultured mouse calvarie. J Bone Miner Res. 1995; 9: B133. [ Links ]
46. Akatsu T, Takahashi N, Debari K, Morita I, Murota S, Nagata N, et al. Prostaglandins promote osteoclastlike cell formation by mechanism involving cyclic adenosine 3', 5' monophosphate in mouse bone marrow cell cultures. J Bone Miner Res. 1989; 4: 2935. [ Links ]
47. Collins D, Chambers T. Effect of prostaglandins E1 E2 and F2a on osteoclast formation in mouse bone marrow cultures. J Bone Miner Res. 1991; 6:15764. [ Links ]
48. Rawlinson S, Mohan S, Baylink D, Lanyon L. Exogenous prostacyclin, but not prostaglandin E2 produces similar responses in both G6PD activity and RNA production as mechanical loading, and increases, IGF2 release, in adult cancellous bone in culture. Calcif Tissue Int. 1993; 53: 3249. [ Links ]
49. Zaman G, Suswillo R, Cheng M, Lanyon L. Effect of strain and strainrelated prostanoids on mRNA expression of cfos, IGFI & IGFII and TGFB. J Bone Miner Res. 1995; 9: 295. [ Links ]
50. Ono K, Akatsu T, Murakami T, Nishikawa M, Yamamoto M, Kugai N, et al. Important role of EP4, a subtype of prostaglandin (PG) E receptor, in osteoclast formation from mouse marrow cells induce by PGE2. J Endocrinol. 1998; 158: R15 corrigendum 159: 527. [ Links ]
51. Li X, Okada Y, Pilbeam C, Lorenzo J, Kennedy C, Breyer R, et al. Knockout of the murine prostaglandin EP2 receptor impairs osteoclastogenesis in vitro. Endocrinology. 2000; 141: 205461. [ Links ]
52. Sakuma Y, Tanaka K, Suda M, Yasoda A, Natsui K, Tanaka I, et al. Crucial involvements of the EP4 subtype of prostaglandin E receptor in osteoclast formation by proinflammatory cytokines and lipopolysaccharide. J Bone Miner Res. 2000; 15: 21827. [ Links ]
53. Suzawa T, Miyaura C, Inada M, Maruyama T, Sugimoto Y, Ushikubi F, et al. The role of prostaglandin E receptor subtypes (EP1, EP2, EP3 and EP4) in bone resorption: analysis using specific agonists for respective EPs. Endocrinology. 2000; 141: 15549. [ Links ]
54. Tomita M, Li X, Okada Y, Woodiel F, Young R, Pilbeam C, et al. Effects of selective prostaglandin EP4 receptor antagonist on osteoclast formation and bone resorption in vitro. Bone. 2002; 30: 15963. [ Links ]
55. Woo K, Emery J, Peabody J. Cortical hyperostosis: A complication of prolonged prostaglandin infusion in infants awaiting cardiac transplantation. Pediatrics. 1994; 93. [ Links ]
56. Li X, Jee W, Li Y, Buckendahl P. Transient effects of subcutaneously administered prostaglandin E2 on cancellous and cortical bone in young adult dogs. Bone. 1990; 11: 35364. [ Links ]
57. Katz I, Jee W, Joffe I, Stein B, Takizawa M, Jacobs T, et al. Prostaglandin E2 Alleviates cyclosporin Ainduced bone loss in the rat. J Bone Miner Res. 1992; 7:1191200. [ Links ]
58. Jee W, Ueno K, Deng Y, Wooldbury D. The effects of prostaglandin E2 in growing rats: Increased metaphyseal hard tissue and corticoendosteal bone formation. Calcif Tissue Int. 1985; 37: 14856. [ Links ]
59. Nordin R, Jee W, High W. The role of prostaglandins in bone in vivo. Prostaglandins Leukot Essent Fatty Acids. 1990; 41: 13949. [ Links ]
60. Takada M, Yamamoto I, Kigami Y, Ohnaka Y, Morita R. Chronic intramedullary infusion of prostaglandin E2 stimulates bone formation both in the bone marrow and in the periosteum. Endocr J. 1995; 42: 32330. [ Links ]
61. Engesaeter L, Sudmann B, Sudmann E. Fracture healing in rats inhibited by locally administered indomethacin. Acta Orthop Scand. 1992; 63: 3303. [ Links ]
62. Scutt A, Bertram P. Bone marrow cells are targets for the anabolic actions of prostaglandin E2 on bone: induction of a transition from nonadherent to adherent osteoblast precursors. J Bone Miner Res. 1995; 10: 47487. [ Links ]
63. Askew F, Bourdillon R, Bruce H, Jenkins R, Webster T. The distillation of vitamin D. Proc R Soc Lond B Biol Sci. 1931; 107: 7690. [ Links ]
64. Windaus A, Schenck F, von Wender F. Uber das antirachitisch wirksame Bestrahlungsprodukt aus 7dehydrocholesterin. Z Physiol. 1936; 241:1003. [ Links ]
65. Blunt J, de Luca H, Schones H. 25Hydroxycholecalciferol. A biologically active metabolite of vitamin D3. Biochemistry. 1968; 7: 331722. [ Links ]
66. Fraser D, Kodicek E. Unique biosynthesis by kidney of a biological active vitamin D metabolite. Nature. 1970; 228: 7646. [ Links ]
67. Holic M, Schnoes H, de Luca H, Sudda T, Cousins R. Isolation and identification of 1,25dihydroxycholecalciferol. A metabolite of vitamin D active intestine. Biochemistry. 1971; 10:2799804. [ Links ]
68. Lawson D, Fraser D, Kodicek E, Morris H, Williams D. Identification of 1,25dihydroxycholecalciferol, a new kidney hormone controlling calcium metabolism. Nature. 1971; 230: 22830. [ Links ]
69. Demay M, Kierman M, de Luca H. Sequences in the human parathyroid hormone gene that bind the 1,25dihydroxyvitamin D3 receptor and mediates transcriptional repression in response to 1,25dihydroxyvitamin D3. Proc Nati Acad Sci USA. 1992; 89: 8097101. [ Links ]
70. NavahMany T, Marx R, Koshet E, Pike J, Silver J. Regulation of 1,25dihydroxyvitamin D3 receptor gene expression by 1,25dihydroxyvitamin D3 in the parathyroid in vivo. J Clin Invest. 1990; 86: 196875. [ Links ]
71. Merke J, Hugel U, Zlotkowski A, Szabo A, Bommer J, Mall G, et al. Diminished parathyroid 1,25(OH)2D3 receptors in experimental uremia. Kidney Int. 1987; 32:3503. [ Links ]
72. Brown A, Dusso A, LopezHilkeer S, LewisFinch J, Grooms P, Slatopolsky E. 1,25(OH)2D receptors are decreased in parathyroid glands from chronically uremic dogs. Kidney Int. 1989; 35: 1923. [ Links ]
73. Denda M, Finch J, Brown AJ, Nishi Y, Kubodera N, Slatopolsky E. 1,25Dihydroxyvitamin D3 and 22oxacalcitriol prevent the decrease in vitamin D receptor content in the parathyroid glands of uremic rats. Kidney Int. 1996; 50: 349. [ Links ]
74. Fu G, Lin D, Zhang M, Bikle D, Shackleton C, Miller W, et al. Cloning of human 25hydroxyvitamin D1ahydroxylase and mutations causing vitamin Ddependent rickets type I. Mol Endocrinol. 1997; 11:196170. [ Links ]
75. Portale A, Miller W. Human 25hydroxyvitamin D1ahydroxylase: cloning, mutations and gene expression. Pediatr Nephrol. 2000; 14: 6205. [ Links ]
76. Reichel H, Koeffler H, Norman A. Production of 1a,25dihydroxyvitamin D3 by hematopoietic cells. Prog Clin Biol Res. 1990; 332: 8197. [ Links ]
77. Halhali A, Díaz L, Sánchez I, Garabedian M, Bourges H, Larrea F. Effects of IGFI on 1,25dihydroxyvitamin D3 synthesis by human placenta in culture. Mol Hum Reprod. 1999; 5: 7716. [ Links ]
78. Su P, Rennert H, Shayiq R. A cDNA encoding a rat mitochondrial cytochrome P450 catalyzing both the 26hydroxylation of cholesterol and 25hydroxylation of vitamin D3: gonadotropic regulation of the cognate mRNA in ovaries, DNA. Cell Biol. 1990; 9: 65765. [ Links ]
79. Ohyama Y, Noshiro M, Okuda K. Cloning and expression of cDNA encoding 25hydroxyvitamin D3 24hydroxylase. FEBS Lett. 1991; 278: 1958. [ Links ]
80. Chen K, Prahl J, de Luca H. Isolation and expression of human 1,25dihydroxyvitamin D3 24hydroxylase cDNA. Proc Natl Acad Sci USA. 1992; 90: 45437. [ Links ]
81. Chen K, de Luca H. Cloning of the human 1 alpha, 25dihydroxyvitamin D324hydroxylase gene promoter and identification of two vitamin Dresponsive elements. Biochim Biophys Acta. 1995; 1263: 19. [ Links ]
82. Fu G, Portale A, Miller W. Complete structure of the human gene the vitamin D1ahydroxylase, P450c1a. DNA. Cell Biol. 1997; 12: 1499507. [ Links ]
83. Monkawa T, Yoshida Y, Wakino S. Molecular cloning of cDNA and genomic DNA for human 25hydroxyvitamin D31ahydroxylase. Biochem Biophys Res Commun. 1997; 239: 52733. [ Links ]
84. Shinki T, Shimada H, Wakino S. Cloning and expression of rat 25hydroxyvitamin D31ahydroxylase Cdna. Proc Natl Acad USA. 1997; 94: 129205. [ Links ]
85. StArnaud R, Messerlian S, Moir J, Omdahl J, Glorieux F. The 25hydroxyvitamin D 1alphahydroxylase gene maps to the pseudovitamin Ddeficiency rickets (PDDR) disease locus. J Bone Miner Res. 1997; 12:15529. [ Links ]
86. Takeyama K, Kitanaka S, Sato T, Kobori M, Yanagisawa J, Kato S. 25Hydroxyvitamin D3 1ahydroxylase and vitamin D synthesis. Science. 1997; 277:182730. [ Links ]
87. Langman C, Favus M, Bushinsky D, Coe F. Effects of dietary calcium restriction on 1,25dihydroxyvitamin D3 net synthesis by rat proximal tubules. J Lab Clin Med. 1985; 106: 28692. [ Links ]
88. Wong M, Sriussadaporn S, Tembe V, Favus M. Insulinlike growth factor I increases renal 1,25(OH)2D3 biosynthesis during lowP diet in adult rats. Am Physiol Soc. 1997; F698F703. [ Links ]
89. Christakos S, Friedlander E, Frandsen B, Norman A. Studies on the mode of action of calciferol. XIII. Development of a radioimmunoassay for vitamin Ddependent chick intestinal calciumbinding protein and tissue distribution. Endocrinology. 1979; 104:1495503. [ Links ]
90. Pike J. Vitamin D3 receptors. Structure and function in transcription. Ann Rev Nutr. 1991; 11: 189216. [ Links ]
91. Minghetti P, Norman A. 1,25(OH)2Vitamin D3 receptors: Gene regulation and genetic circuitry. FASEB J. 1988; 2: 304353. [ Links ]
92. Glass C, Rose D, Rosenfeld M. Nuclear receptor coactivators. Curr Opin Cell Biol. 1997; 9: 22232. [ Links ]
93. Norman A, Song X, Zanello L, Bula C, Okamura W. Rapad and genomic biological responses are mediated by different shapes of the agonist steroid hormone, 1 alpha,25(OH)2 vitamin D3. Steroids. 1991; 64: 1208. [ Links ]
94. Baran D, Quail J, Ray R, Leszyk J, Honeyman T. Identification of the membrane protein that binds 1a,25dihidroxyvitamin D3 and is involved in the rapid actions of the hormone. Bone. 1998; 23 Supl: S176. [ Links ]
95. Li Y, Meuse J, Guo J, Bringhurst F, Demay M. Analysis of rapid cellular response to vitamin D treatment in mouse osteoblasts lacking the vitamin D receptor. Bone. 1998; 23 Supl: S263. [ Links ]
96. Nemere I, Dormanen M, Hammon M, Okamura W, Norman A. Identification of specific binding protein for 1a,25dihydroxyvitamin D3 in basallateral membranes of chick intestinal epithelium and relationship to transcaltachia. J Biol Chem. 1994; 269: 237506. [ Links ]
97. Brown A, Dusso A, Slatopolsky E. Vitamin D. Am Physiol Soc. 1999; F157F75. [ Links ]
98. Schwarz U, Amann K, Orth S, Simonavicience A, Wessels S, Ritz E. Effect of 1,25(OH)2 vitamin D3 on glomeruloesclerosis in subtotally nephrectomized rats. Kidney Int. 1998; 53: 1696705. [ Links ]
99. Hariharan S, Hong S, Hsu A, Gartside P, Ooi B. Effect of 1,25dihydroxyvitamin D3 on mesangial cell proliferation. J Lab Clin Med. 1991; 117: 4239. [ Links ]
100. Konety B, Lavelle J, Pirtskalaishivili G, Dhir R, Meyers S, Nguyen T, et al. Effects of vitamin D (calcitriol) on transitional cell carcinoma of the bladder in vitro and in vivo. J Urol. 2001; 165: 2538. [ Links ]
101. Celli A, Treves C, Stio M. Vitamin D receptor in SHSY5Y human neuroblastoma cells and effect of 1,25dihydroxyvitamin D3 on cellular proliferation. Neurochem Int. 1999; 34: 11724. [ Links ]
102. Tanaka Y, Wu A, Ikekaya N, Iseki K, Kawai M, Kobayashi Y. Inhibition of HT29 human colon cancer growth under the capsule of severe combined immunedeficient mice by an analogue of 1,25dihydroxyvitamin D3, DD003. Cancer Res. 1994; 54: 514853. [ Links ]
103. Lillevang S, Rosenkvist J, Andersen C, Larsen S, Kemp E, Kristen T. Single and combined effects of the vitamin D analogue KH1060 and cyclosporin A on mercuricchlorideinduced autoinmune disease in the BN rat. Clin Exp Immunol. 1992; 88: 3016. [ Links ]
104. Lemire J. The role of vitamin D in immunosuppresion. Lesson from autoimmunity and transplantation. En: Feldman D, Pike JW, Glorieux FH, editores. Vitamin D. San Diego, CA: Academic; 1997. p. 116781. [ Links ]
105. Jordan S, Shibuka R, Mullen Y. 1,25Dihydroxyvitamin D3 prolongs skin survival in mice. En: Norman AW, Schaefer K, Grigoleit HG, von Herrath D, editores. Vitamin D: molecular, cellular and clinical endocrinology. Berlin, Germany: de Gruyter; 1988. p. 3467. [ Links ]
106. Veyron P, Pamphile R, Binderup L, Touraine J. Two novel vitamin D analogues. KH 1060 CB 966, prolongs skin allograft survival in mice. Transplant Immunol. 1993; 1:726. [ Links ]
107. Veyron P, Pamphile R, Binderup L, Touraine J. New 20epivitamin D3 analogues: Immunosuppressive effects on skin allograft survival. Transplant Proc. 1995; 27: 450. [ Links ]
108. Lemire J, Archer D, Khulkarni A, Uskokovic M, Stepkowki S. Prolongation of the survival of murine cardiac allografts by the vitamin D3 analogue 1,25dihydroxydelta16cholecalciferol. Transplantation. 1992; 54:7623. [ Links ]
109. Jordan S, Nigata M, Mullen Y. 1,25Dihydroxyvitamin D3 prolongs rat cardiac allograft survival. En: Norman A, Schaefer K, Grigolcit H, von Herrath D, editores. Vitamin D: molecular, cellular and clinical endocrinology. Berlin, Germany: de Gruyter; 1988. p. 3345. [ Links ]
110. Johnsson C, Tufveson G. A vitamin D analogue with immunosuppressive effects on heart and small bowel grafts. Transplant Int. 1994; 7: 3927. [ Links ]
111. Lewin E, Olgnard K. The in vivo effect of a new, in vitro, extremely potent vitamin D3 analogue KH1060 on the suppression of renal allograft rejection in the rat. Calcif Tissue Int. 1994; 54: 1504. [ Links ]
112. Johnsson C, Binderup L, Tufveson G. The effects of combined treatment with the novel vitamin D analogue MC 1288 and cyclosporine A on cardiac allograft survival. Transplant lmmunol.1995; 3: 24550. [ Links ]
113. Llach F, VelásquezForero F. Secondary hyperparathyroidism in chronic renal failure: patohogenic and clinical aspects. Am J Kidney Dis. 2001; 38: S20S33. [ Links ]
114. Binderup L, Kragballe K. Origin of the use of calcipotriol in psoriasis treatment. Rev Contemp Pharmacother. 1992; 3: 4019. [ Links ]
115. Slatopolsky E, Finch J, Ritter C, Brown A. A new analog of calcitriol, 19nor1,25(OH)2D2, suppresses parathyroid gland hormone secretion in uremic rats in the absence of hipercalcemia. Am J Kidney Dis. 1995; 26: 85260. [ Links ]
116. Slatopolsky E, Finch J, Ritter C, Takahashi F. Effects of 19nor1,25(OH)2D2, a new analogue of calcitriol, on secondary hyperparathyroidism in uremic rats. Am J Kidney Dis. 1998; 32: S40S7. [ Links ]
117. Frazao S, Bower J, Kelley B, Rodriguez H, Norris K, Robertson J, et al. Intermittent doxercalciferol (1 alphahydroxyvitamin D3) therapy for secondary hyperparathyroidism. Am J Kidney Dis. 2000; 36: 550661. [ Links ]
118. Maung H, Elangovan L, Frazao J, Bower J, Kelley B, Acchiardo S, et al. Efficacy and side effects of intermittent intravenous and oral doxercalciferol (1 alphahydroxyvitamin D2) in dialysis patients with secondary hyperparathyroidism. A sequential comparison. Am J Kidney Dis. 2001; 37: 53243. [ Links ]
119. Weber K, Goldber M, Stangsainger M, Erben R.1ahydroxyvitamin D2 is less toxic but not bone selective relative to 1a hydroxivitamin D3 in ovarectomized rats. J Bone Miner Res. 2001; 16: 63944. [ Links ]
120. Seyberth H, Rascher W, Scheweer H, Kuhl P, Mehls O, Sharer K. On genital hypokalemia with hypercalciuria in preterm infants: a hyperprostaglandinuric tubular syndrome different from Bartter's syndrome. J Pediatr. 1985; 107: 694701. [ Links ]
121. McCredie D, Rotenberg E, Williams A. Hypercalciuria in potassiumlosing nephropathy: a variant of Bartter's syndrome. Aust Pediatr J. 1974; 10: 28695. [ Links ]
122. Dillon MJ, Shah V, Mitchell MD. Bartter's syndrome, 10 cases in childhoodresults of longterm indomethacin therapy. QJ Med. 1979; 48: 42946. [ Links ]
123. Seyberth J, Sergen D, Morgan J, Sweetman B, Potts J Jr, Oates J. Prostaglandins as mediators of hipercalcemia associated with certain types of cancer. N Engl J Med. 1975; 293: 127883. [ Links ]
124. Houser M, Zimmerman B, Davidman M, Smith C, Sinaiko A, Fish A. Idiopathic hypercalciuria associated with hyperreninemia and high urinary prostaglandin E. Kidney Int. 1984; 26: 17682. [ Links ]
125. Hasanoglu A, Ercan Z, Buyan N, Memioglu N, Hasanoglu E. Parathormone, 1,25 dihydroxyvitamin D and prostaglandin E2 correlation in children with idiopatic hypercalciuria. Prostaglandins Leukot Essent Fatty Acids. 1997; 56: 2357. [ Links ]
126. VelásquezForero F. Síndrome de exceso de prostaglandina E en conejos. Nefrologia. 2005; 25: 839. [ Links ]