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Agrociencia

versão On-line ISSN 2521-9766versão impressa ISSN 1405-3195

Agrociencia vol.48 no.7 Texcoco Out./Nov. 2014

 

Agua-suelo-clima

 

Determinación in vitro de la emisión de CO2 en muestras de mantillo

 

In vitro determination of CO2 emission in forest litter

 

Edgar Barrales-Brito2, J. Dionisio Etchevers-Barra1, Claudia Hidalgo-Moreno1, Fernando Paz-Pellat2, Vinisa Saynes-Santillán1

 

1 Edafología e Hidrociencias. Campus Montecillo. Colegio de Postgraduados. 56230. Montecillo, Estado de México.

2 Hidrociencias. Campus Montecillo. Colegio de Postgraduados. 56230. Montecillo, Estado de México.

 

Recibido: septiembre, 2013.
Aprobado: julio, 2014.

 

Resumen    

El mantillo de los bosques emite CO2 a la atmósfera, pero hay pocos estudios al respecto y generar esta información es importante para mejorar los inventarios gases de efecto invernadero (GEI). Los métodos para cuantificar dicha emisión se realizan in situ y por largos periodos de medición y otros requieren de instrumental de alto costo; algunos miden la pérdida de materia orgánica con el tiempo y otros son indirectos y se basan en mediciones dependientes de las condiciones climáticas. El objetivo de este estudio fue generar un protocolo estandarizado de operación (PEO) para medir el potencial de emisión de CO2 de mantillo in vitro mediante el uso de un respirómetro manométrico (OxiTop OCIIO®), en un tiempo máximo de 10 d de incubación. Las muestras de mantillo se recolectaron en un bosque de Quercus spp en Tequexquinahuac, Estado de México, al inicio de 2012. El diseño experimental fue completamente al azar, los tratamientos fueron incubaciones (a 25 °C) con cuatro porcentajes de humedad del mantillo (20, 40, 60 y 80 % del peso seco) y cuatro tamaños de muestra (5, 10, 20, 40 g), y cada tratamiento se repitió tres veces. Con los datos se realizó un ANDEVA y las medias de los tratamientos se compararon con la prueba de Tukey (p≤0.05). Las variables de respuesta fueron emisión de CO2, tasa de emisión de CO2 y porcentaje de carbono oxidado respecto al carbono total al inicio de la incubación. Las condiciones óptimas para la medición fueron 10 g de muestra y una humedad del 60 %. Con estas condiciones se registró la maxima emisión de CO2 (23 554 mg CO2 kg-1) y la menor desviación estándar (331 mg CO2 kg-1), la mas baja de los 16 los tratamientos resultantes de combinar tamaños de muestra y porcentaje de humedad. En dicha condición el porcentaje de carbono emitido respecto al carbono inicial fue el mayor (5.26 %). La medición de la respiración en este tipo de ensayo es dependiente de la humedad de la muestra y la disponibilidad del oxígeno presente dentro del sistema, condicionante para la determinación del ambiente óptimo de operación utilizando el OxiTop OC. Los datos generados por OxiTop son indicadores de la emisión potencial de CO2 por distintos tipos de mantillo y tienen un valor similar al de las incubaciones que se realizan para evaluar la mineralización potencial de nitrógeno.

Palabras claves: Respirometría, CO2, OxiTop® (R), biogeoquímica, carbono, suelo.

 

Abstract

Forest litter emits CO2 into the atmosphere, but there are few studies on the subject and it is important to generate this information to improve inventories of greenhouse gases (GHGs). Methods to quantify this emission are performed in situ during long periods of measurements and others require the use of high cost instruments; some measure the loss of organic matter over time and others are indirect and are based on measurements dependent on weather conditions. The aim of this study was to generate a standardized operation protocol (PEO, its Spanish acronym) to measure the CO2 emission potential of in vitro litter using a manometric respirometer (OxiTop OC110®) in a maximum time of 10 d incubation. Litter samples were collected in a Quercus spp forest in Tequexquinahuac, Estado de Mexico, at the beginning of 2012. The experimental design was completely randomized, treatments were incubations (25 °C) with four litter moisture percentages (20, 40, 60 and 80 % dry weight) and four sample sizes (5, 10, 20, 40 g), and each treatment was replicated three times. Based on the data ANOVA was performed and treatment means were compared with the Tukey test (p≤0.05). The response variables were: CO2 emission, CO2 emission rate and percentage of oxidized carbon compared to total carbon at the start of incubation. The optimum conditions for the measurement were 10 g sample and 60 % humidity. Under these conditions the maximum CO2 emission was recorded (23 554 mg CO2 kg-1) as well as the lowest standard deviation (331 mg CO2 kg-1), the lowest of the 16 treatments resulting from combining sample sizes and moisture percentage. In these conditions the percentage of carbon emitted compared to the initial carbon was the highest (5.26 %). The measurement of respiration in such assay depends on the humidity of the sample and the availability of oxygen present in the system, which is the condition for determining the optimal operating environment using the OxiTop OC. The data generated by OxiTop are indicators of the potential emission of CO2 by different types of litter and have a similar value to that of the incubations performed to evaluate the potential mineralization of nitrogen.

Keywords: Respirometry, CO2, OxiTop® (R), biogeochemistry, carbon, soil.

 

INTRODUCCIÓN

La evaluación de la respiración del suelo y el mantillo en los ecosistemas se realiza mediante métodos directos de medición de los flujos de CO2 (Black et al., 2007) y para hacer cuantificaciones puntuales se usan cámaras especiales o bolsas de malla rellenas con mantillo o material degradable, depositadas en la superficie o enterradas (Westermann y Crothers, 1980); estas últimas requieren de tiempos prolongado de medición (Báez et al. 2009). La mineralización se determina por la pérdida de materia orgánica en un tiempo determinado (Lusk et al., 2001; Alhamd et al., 2004; Ono et al. 2009). En contraste con estos procedimientos los métodos de laboratorio, como el de absorción alcalina (Carmona et al., 2006), tienen la ventaja de permitir el control de los factores que influyen en el proceso de descomposición (humedad, la temperatura y tiempo) (Acosta et al. 2006; Rodionow et al., 2006; Grigatti et al., 2007).

Los principales factores ambientales que determinan la respiración y descomposición de los componentes orgánicos son la humedad, la temperatura y las propiedades de los residuos orgánicos presente en el suelo y las condiciones edáficas (Jonathan y Bols-tad, 2009). Jonnason et al. (2004) observaron que la respiración aumentó 33 % al incrementar la temperatura en 2 °C y este aumento fue 23 % al adicionar material orgánico, en relación a una muestra testigo sin materia orgánica y con una temperatura de 10 °C. La adición de materia orgánica que contenga compuestos de fácil descomposición (monosacáridos) promueve la actividad microbiana responsable de la mineralización del carbono, que resulta en la emisión de CO2 hacia la atmósfera (Guerrero et al, 2012).

El carbono presente en la materia orgánica es parte fundamental de las características del suelo, pues mejora las propiedades químicas, como el pH, y las propiedades físicas, como la estructura del suelo, la porosidad y la capacidad de retención de humedad, entre otras (García et al., 2006; Grigatti et al., 2007). Además, la materia orgánica adicionada al suelo contribuye a incrementar los reservorios de carbono, lo cual ayuda a mitigar los efectos del incremento del CO2 atmosférico y reducir el impacto del cambio climático (Cruz-Flores y Etchevers, 2011; Etchevers et al., 2006; Avilés-Hernández et al., 2009; IPCC, 2007).

El mantillo es una capa orgánica superficial en los bosques y otros ecosistemas, generada por el depósito natural de los residuos vegetales. En los estudios de balance y de inventario de GEI se requiere conocer cuanto CO2 libera este material a la atmósfera cuando se descompone naturalmente. Los métodos tradicionales de medición de evolución de CO2 en sistemas abiertos o cerrados y su captura en una solución básica, son poco precisos porque sólo representan la situación de un punto en el espacio, sin considerar la enorme variación espacial del mantillo (Carmona et al., 2006). Hay procedimientos modernos de laboratorio para cuantificar el CO2 proveniente de la descomposición, de manera rápida y eficiente, pero no están debidamente calibrados y los datos obtenidos no pueden ser comparables (Reid et al., 2001; Ahn et al., 2008).

En ecosistemas abiertos la cuantificación de los flujos de CO2 se puede realizar mediante torres de medición equipadas con instrumentos (eddy covariance) que miden velocidad del viento, concentración de gases en la atmósfera y otros parámetros que determinan el movimiento de gases entre la atmósfera y los componentes terrestres de los ecosistemas (Janssens et al., 2001; Black et al., 2007).

El OxiTop OC110 es un instrumento de laboratorio diseñado con un propósito diferente al de medir evolución de CO2 del suelo, porque es un respirómetro desarrollado por la empresa WTW (http://www.wtw.de/es/) para cuantificar la demanda biológica de oxígeno (DBO) necesaria para la degradación de la materia orgánica de aguas residuales. El equipo es un sistema cerrado con botellas de vidrio de 500 mL y mide de manera indirecta el consumo de oxígeno, registrando en intervalos de tiempo la pérdida de presión generada por el consumo de este gas mediante un sensor, y esta pérdida está relacionada con la liberación y captura de CO2; los datos se descargan mediante un control externo. Este instrumento se usa para estudiar la biodegradabilidad de la materia orgánica disuelta presente en aguas residuales, evaluar remediación de suelos contaminados (Haapea and Tuhkanen 2006; Byoung y Scholz 2007) y, ocasionalmente, la descomposición de la materia orgánica de los suelos, su respiración y la actividad microbiana (Kalamdhad et al., 2008). Veeken et al. (2003) midieron las emisiones de CO2 de diferentes residuos orgánicos con distintos estados de descomposición y determinaron que es posible medir el consumo de oxígeno con este equipo, pero estas emisiones dependerán de las características de la materia orgánica. Sin embargo, no hay antecedentes del uso de este equipo para evaluar la emisión de CO2 en muestras de mantillos de suelos forestales, con altos contenidos de materia orgánica, por lo cual es importante analizar la factibilidad de su utilización para medir la respiración en dichas muestras.

En consecuencia, el objetivo de este estudio fue generar un protocolo estandarizado de operación (PEO) para medir in vitro el potencial de emisión de CO2 de mantillo mediante el uso de un respirómetro manométrico (OxiTop OC110).

 

MATERIALES Y MÉTODOS

Para las pruebas se recolectó únicamente hojarasca de bosque de Quercus spp (mantillo), en Tequexquinahuac, Estado de México. El lugar de muestreo se ubica a 2800 m de altitud, la temperatura media es 15.6 °C, la precipitación media anual es 614 mm al año, y los meses más lluviosos son de mayo-septiembre, con temperatura media de 17.6 y 430 mm de precipitación, mientras que de octubre-abril, la temperatura media es de 12.5 °C y una precipitación de 35.5 mm (García, 1981). En el sitio predomina principalmente la especie del género Quercus spp, por lo cual el mantillo está formado principalmente por la hojarasca de esta especie y en menor proporción con Pinus pseudostrobus.

El material recolectado tenía 4 % de humedad al momento del muestreo, se secó 24 h a 60 °C, trituró y tamizó a través de una malla con abertura de 2 mm. Para determinar la densidad del mantillo triturado se llenó una probeta de 100 mL y se pesó su contenido. La medición se repitió cinco veces. El pH del mantillo se determinó con un potenciómetro, empleando una relación mantillo/agua de 1:5. El porcentaje de carbono (C) del material se midió directamente con un analizador automático de carbono (TOC 5050 Shimadzu) y el nitrógeno (N) con el método de Kjeldahl (Bremmer, 1965). Los contenidos de celulosa, hemicelulosa y lignina, se analizaron mediante el método de fibra detergente ácida y neutra (Segura et al., 2007). Con estos datos se calcularon las relaciones C/N y lignina/N del material experimental.

Para definir los parámetros de cantidad de muestra y porcentaje de humedad óptimo para medir la respiración del mantillo con el OxiTop, se probaron tamaños de 5, 10, 20 y 40 g de biomasa seca del mantillo de Quercus los cuales se humedecieron para alcanzar 20, 40, 60 y 80 % de su peso seco. Por lo tanto los tratamientos fueron 16: combinación de cuatro niveles de humedad y cuatro tamaños de muestra; y cada tratamiento se repitió tres veces. Las muestras de los tratamientos se incubaron 10 d a 25 °C (± 1°C) en una incubadora MAPSA EC-669. Las muestras humedecidas se colocaron en los frascos del OxiTop, se taparon con los cabezales sensores del instrumento, en los cuales se había adicionado 2.5 g de absorbente de CO2 (Sodalime) en un depósito que posee el cabezal en su interior para absorber el CO2 generado. El equipo midió la pérdida de presión dentro de los frascos mediante un sensor localizado en el cabezal del equipo; esta pérdida se debe al consumo de oxígeno requerido para la descomposición de la materia orgánica. La descarga de los datos se hizo con un control electrónico externo diseñado para tal efecto.

El diseño experimental fue totalmente al azar. Con los datos de las mediciones de pérdida de presión en el OxiTop se realizó un análisis de variancia (ANDEVA) y las medias de los tratamientos se compararon con la prueba de Tukey (p≤0.05; Grigatti et al. 2007).

El consumo de oxígeno (mg L-1) se calculó con la Ecuación 1 derivada de la ley general de los gases, considerando la temperatura, la constante universal de los gases, el peso molecular del oxígeno, la cantidad de muestra, el volumen libre de muestra y la pérdida de presión registrada (Veeken et al. 2003):

donde Rs es la respiración del suelo (mg L-1), PM(O2) es el peso molecular del oxígeno (31 998 mg*mol), R es la constante universal de los gases (83,14 L hPa /K mol), T es la temperatura de incubación en grados Kelvin, Vfr es el volumen libre de muestra (L), mBt es la masa de mantillo (kg), |ΔP| es el cambio de presión en hPa registrado por el sensor localizado en el cabezal de los frascos.

La variable Vfr se determina midiendo el volumen de aire dentro del frasco de incubación, para lo cual se usó la Ecuación 2. El volumen total del sistema (VT) fue el volumen del frasco (500 mL) menos el volumen ocupado por la muestra (Vm) y el dispositivo (Vd) que contiene el absorbente (Sodalime):

donde VT es el volumen total del sistema, Vd es el volumen ocupado por absorbente y dispositivos del absorbente, y Vm es el volumen ocupado por la muestra obtenido con la masa del mantillo de la muestra y su valor de la densidad. La variable Vm es necesaria para determinar la Vfr.

Los tratamientos con mayor cantidad de muestra (20 y 40 g) y mayor porcentaje de humedad (60 y 80 %) tienen una Vm de mayor valor y un menor valor de Vfr, por lo cual la disponibilidad de oxígeno fue una limitante en estos tratamientos, ya que cada 12 h el oxígeno se consumía por la respiración; por lo tanto, se hicieron dos ventilaciones cada día a cada frasco en estos tratamientos. En los tratamientos con menor cantidad de mantillo (5 y 10 g) y porcentaje de humedad (20 y 40 %), también requirieron ventilaciones cada tercer día.

El CO2 se calculó indirectamente a partir del oxígeno consumido por la descomposición de la muestra mediante una operación basada en la estequiometría de la ecuación en la que participan el oxígeno, carbono y el bióxido de carbono, los cuales componen la fórmula química de la respiración. La formación de una molécula de CO2 requiere una molécula de C y una molécula de O2. A partir del oxígeno consumido se calculó la cantidad de CO2 emitido por la descomposición (Ecuación 3) y para este cálculo se usaron los pesos equivalentes del O2 (8 eq g) y del CO2 (22 eq g). El cáculo de la cantidad de CO2 se realizó con base en la cantidad de muestra en cada tratamiento y se extrapoló a unidades de mg kg-1 de muestra:

donde (O2) es la cantidad de oxígeno consumido en la incubación (mg kg-1), PE O2 es el peso equivalente del oxígeno, PE CO2 es el peso equivalente del bióxido de carbono.

La tasa de respiración diaria se determinó con base en las líneas de tendencia generadas con la cantidad de CO2 emitido en los 10 d de incubación. El porcentaje de C convertido en CO2 en el tiempo de incubación, se calculó de la cantidad total de C en el mantillo al iniciar el experimento. La tasa de respiración diaria y el porcentaje de C se emplearon como los indicadores de las mejores condiciones de humedad y cantidad de muestra de mantillo necesarias para obtener el valor de la mayor respiración, medida por el OxiTop con la menor variación en los resultados.

 

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

El mantillo de Quercus molido tuvo densidad de 0.34 g cm-3 y pH de 4.9. La concentración de C total fue 45 % y de N total 0.8 %, valores similares a los reportados por Gómez-Díaz et al. (2012). La relación C/N del mantillo fue 52, indicando una cantidad alta de C producto de una incipiente mineralización del material orgánico (Carmona et al., 2006). El mantillo analizado presentó una mayor concentración de celulosa (52 %) que de hemicelulosa (9 %) y lignina (1.1 %) y la relación lignina/N fue 0.95, lo cual indica un nivel bajo de descomposición del mantillo (Yanni et al., 2011).

 

Emisión de CO2

La emisión de CO2 del mantillo de Quercus, registrada por el equipo OxiTop para los cuatro tamaños de muestras y cuatro porcentajes de humedad, se presenta en el Cuadro 1. La emisión de este gas de efecto invernadero por los distintos tamaños de muestra de mantillo fue significativamente diferente al décimo día de incubación. El porcentaje de humedad no incidió en la emisión de CO2 (consumo de oxígeno) en los primeros 7 d de incubación; sin embargo, en los tres últimos días, hubo diferencias significativas entre tratamientos por efecto de los niveles de humedad, como se explica más adelantes en esta sección. La mayor emisión de CO2 la presentó el tamaño de muestra de 10 g de mantillo con 60 y 80 % de humedad.

La Figura 1 muestra el efecto de el tamaño de la muestra y el porcentaje de humedad del mantillo de Quercus sobre la emisión de CO2 acumulada. Las muestras de 40 g tuvieron menor emisión de CO2 que las de 5 y 10 g, así como aquellas con 20 % de humedad, aunque hubo interacción con la humedad. Es probable que a una menor proporción de sustrato los microorganismos encargados de la degradación compiten más efectivamente por la fuente de energía disponible, liberando mayor cantidad de CO2. Una mayor actividad microbiana demandaría mayor cantidad de agua, lo cual explicaría que los tratamientos con 40 y 60 % tuvieran la mayor emisión de CO2. Esto estaría avalado por la interacción observada entre estas dos variables (Figura 1).

Cuando se empleó 40 g de mantillo con 80 % de humedad, la emisión de CO2 fue menos de la mitad de la alcanzada con el mejor tratamiento (10 g y 60 % humedad) y esta diferencia se atribuyó al mayor volumen que ocupaban esta muestra (tratamiento de 40 g) en los frascos de incubación (Vm), lo cual disminuía el volumen de oxígeno disponible y en consecuencia el CO2 liberado. De igual forma, las muestras de tamaño de 20 g no generaban señales electrónicas adecuadas al aparato que mide el consumo de oxígeno, lo que se tradujo en bajas emisiones de CO2. Así, es evidente que a mayor porcentaje de humedad había mayor emisión de CO2, pero con porcentajes altos de humedad (80 %) hubo bajas emisiones de CO2 debido a una saturación de los poros de la muestra que limitaría el oxígeno disponible. Ahn et al. (2008) midieron el consumo de oxígeno en distintas compostas con diferentes contenidos de humedad y observaron que el consumo de oxígeno disminuía con porcentajes cercanos a 80 %. Estos autores concluyeron que con valores cercanos al punto de saturación de humedad de las muestras la respiración disminuye. En materiales con contenido alto de materia orgánica, la tasa de consumo de oxígeno es función de las condiciones de humedad y temperatura y de las propiedades del material vegetal (Guerrero et al., 2012).

El equipo OxiTop posee una alta sensibilidad a los cambios de presión en el interior de los frascos de incubación; sin embargo, la apertura continua requerida para la renovación de oxígeno no fue un problema para la medición, porque el instrumento mide los cambios de presión y no la presión absoluta. Las anormalidades observadas en las mediciones de los tratamientos con 20 y 40 g de mantillo se debió a que con ese tamaño de muestra, el volumen que ocupan la muestras de mantillo en el frasco de incubación causan una reducción de 18 y 35 % del total del volumen inicial del frasco (500 mL) para las muestras de 20 y 40 g, alterando así el volumen programado para el cálculo. En contraste, en los tratamientos con 5 y 10 g sólo 5 y 10 % del volumen inicial total disponible en el frasco es ocupado por mantillo, por lo cual el volumen libre de muestra fue más cercano al teórico.

 

Tasas de emisión de CO2

La tasa de emisión de CO2 (mg CO2 kg-1 d-1) por la descomposición del mantillo se muestra en el Cuadro 2. El comportamiento de esta variable fue el mismo observado para la emisión de CO2 (Figura 1), esto es, el peso y el porcentaje de humedad de la muestra influyeron en la tasa diaria de emisión de CO2 del mantillo. La mayor tasa de emisión de CO2 se presentó con 10 g de mantillo con 60 % de humedad y en todos los tratamientos la tasa aumentaba hasta alcanzar 60 % de humedad, pero se reducía con 80 % de humedad. En consecuencia, con más de 60 % la humedad se alcanza una situación cercana a al punto de saturación de humedad, lo que repercute en el oxígeno disponible en la muestra (Cuadro 2).

 

Porcentaje de carbono oxidado en el proceso de incubación

El porcentaje de carbono emitido durante el proceso de incubación con respecto al contenido total de presente en el mantillo de Quercus antes de la incubación, tuvo el mismo comportamiento reportado para la emisión de CO2 (Figura 1) y las tasas de descomposición (Cuadro 2). La cantidad de 10 g con 60 % de humedad fue el tratamiento con mayor porcentaje de emisión por las mejores condiciones de humedad y disponibilidad de oxígeno. Además, los tratamientos con 40 g del mantillo, independientemente del contenido de humedad de la muestra (20, 40, 60 y 80 %), presentaron los menores porcentajes de carbono emitido, debido al tamaño de la muestra y la limitación del oxígeno en la incubación, cómo ya se explicó anteriormente.

Las emisiones de CO2 obtenidas con el OxiTop son similares a las de otros estudios en los cuales se mide la emisión de CO2 por la capa de mantillo con métodos distintos al actual. Así, Carmona et al. (2006) midieron emisiones de CO2 en mantillo de bosques templados de Chile por el método de absorción alcalina, observando valores de 1200 a 1600 mg CO2 por g de muestra durante 12 d de incubación. Los datos reportados en este estudio (Cuadro 1) son mayores, debido principalmente a que las muestras de mantillo se trituraron para homogeneizar la muestra y se humedecieron uniformemente, lo cual incrementó las emisiones de CO2.

Ajay et al. (2008) midieron el consumo de oxígeno en compostas con diferentes valores de relación C/N. Los valores de la evolución de CO2 fueron de 3000 a 3500 mg g-1 d-1 para muestras con valores de relación C/N de 30 y 38, muy cercanos al resultado de este indicador en el mantillo de Quercus utilizado en el presente experimento.

 

CONCLUSIONES

El equipo OxiTop OC fue útil para medir de la emisión de CO2 de muestras de mantillo de especies forestales. Sin embargo es necesario controlar la cantidad y condiciones de humedad de la muestra con objetivo de alcanzar una oxidación alta con el nivel de oxígeno disponible en el recipiente cerrado del equipo.

En muestras con contenidos de carbono cercanos a 50 %, como en el mantillo de especies forestales, se debe usar cantidades pequeñas de muestra para los frascos de 500 mL del equipo. La muestra no debe de ocupar más de 10 % del volumen total del frasco para que la medición no sufra una alteración por la limitación de oxígeno. Se recomienda pesar 10 g de mantillo con un contenido de humedad del 60 % para eliminar interferencias en la medición de CO2 emitido por la descomposición del mantillo.

La metodología desarrollada sirve para comparar la emisión relativa de CO2 por descomposición del mantillo y capas orgánicas de diferentes suelos forestales. Las tasas de descomposición medidas en corto tiempo fueron muy parecidos a las reportadas en otros estudios realizados con diferentes métodos. Además, la generación de datos es sencilla, lo cual facilitaría obtener información de las emisiones reales de GEI una vez calibrado con datos de campo.

 

LITERATURA CITADA

Acosta, Y., J. Cayama, E. Gómez, N. Reyes, D. Rojas, y H. García. 2006. Respiración microbiana y prueba de fitotoxicidad en el proceso de compostaje de una mezcla de residuos orgánicos. Multiciencias 6: 220-227.         [ Links ]

Ahn, H. K., T.L. Richard, and T. D. Glanville.2008. Optimum moisture levels for biodegradation of mortality composting envelope materials. Waste Manage. 28: 1411-1416.         [ Links ]

Alhamd, L., S. Arakaki, and A. Hagihara. 2004. Decomposition of leaf litter of four tree species in a subtropical evergreen broad-leaved forest, Okinawa Island, Japan. For. Ecol. Manage. 202: 1-11.         [ Links ]

Ajay, S. K., M. Pasha, and A. A. Kazmi 2008. Stability evaluation of compost by respiration techniques in a rotary drum composter. Resources Conserv. Recycl. 52: 829-834.         [ Links ]

Avilés-Hernández, V., A. Velázquez-Martínez, G. Angeles-Pérez, J. Etchevers-Barra, H. De los Santos-Posadas, y T. Llanderal. 2009. Variación en almacenes de carbono en suelos de una toposecuencia. Agrociencia 43: 457-464.         [ Links ]

Báez P., A., J. D. Etchevers B., M. Haulon, G. Werner, G. Flores, y C. I. Hidalgo M. 2009. Pérdida de carbono por erosión hídrica y emisiones de CO2 en tepetates habilitados para la agricultura. In: Gallardo L., J. F. (coord). Emisiones de Gases con Efecto Invernadero en Ecosistemas Iberoamericanos. Sociedad Iberoamericana de Física y Química Ambiental. pp: 25-48.         [ Links ]

Black, K., T. Bolger, T. Davis, M. Nieuwenhuis, B. Reidy, G. Saiz, B. Tobin, and B. Osborne. 2007. Inventory and eddy covariance-based estimates of annual carbon sequestration in a Sitka spruce (Picea sitchensis (Bong.) Carr) forest ecosystem. Eur. J. For. Res. 126: 178.         [ Links ]

Bremmer, J. M. 1965. Total nitrogen. In: Black, C. A. (ed). Methods of Soil Analysis part 2 agronomy. 9: 1149-1178. American Society of Agronomy, Madison Wisconsin.         [ Links ]

Byoung-Hwa, L., and M. Scholz. 2007. What is the role of Phragmites australis in experimental constructed wetland filters treating urban runoff? Ecol. Eng. 29: 87-95.         [ Links ]

Carmona, R.M., M. Aguilera, C. Pérez A., e I. Serey. 2006. Actividad respiratoria en el horizonte orgánico de suelos de ecosistemas forestales del centro y sur de chile. Gayana Bot. 63: 1-12.         [ Links ]

Cruz-Flores, G., y J. D. Etchevers-Barra. 2011. Contenidos de carbono de suelos someros en pinares y abetales de áreas protegidas de México. Agrociencia 45: 849-862.         [ Links ]

Etchevers B., J. D., O. Masera, C. Balbontín, D. Gómez D., A. Monterroso, R. Martínez, M. Acosta, M. Martínez, and C.    Ortiz. 2006. Soil carbon sequestration in Mexico and Central America (Biome A). In: Lal, R., C. C. Cerri, M. Bernoux, J. Etchevers and E. Cerri (eds). Carbon Sequestration in Soils of Latin America. Howarth Press, Inc. New York, USA. pp. 119-146.         [ Links ]

García, E. 1981. Modificación al Sistema de Clasificación Climática de Koppen. 3ra edición, Ed. Indianápolis. 243 p.         [ Links ]

García R., S., S. Espinoza B., E. García C., y F. Gallardo L. 2006.    Reservas de carbono orgánico y de fracciones húmicas en vertisol sometido a siembra directa. Terra Latinoam. 24: 241-251.         [ Links ]

Gómez-Díaz, J. D. A. Monterroso-Rivas, J. Tinoco-Rueda, y J. D. Etchevers-Barra. 2012. Almacenes de carbono en el piso forestal de dos tipos de bosque. Terra Latinoam. 30: 177-187.         [ Links ]

Grigatti, M., M. Dios P., B. Wim J. C. Ciavatta, and A. Veeken. 2007.    A standardized method for the determination of the intrinsic carbon and nitrogen mineralization capacity of natural organic matter sources. Soil Biol. Biochem. 39: 1493-1503.         [ Links ]

Guerrero O., PL., R. Quintero L., V. Espinosa H., G. S. Benedicto V., y M. J. Sánchez C. 2012. Respiración de CO2 como indicador de la actividad microbiana en abonos orgánicos de Lupinus. Terra Latinoam. 30: 355-362.         [ Links ]

Haapea, P., and T. Tuhkanen. 2006. Integrated treatment of PAH contaminated soil by soil washing, ozonation and biological treatment. J. Hazardous Materials 136: 244-250.         [ Links ]

IPPC. 2007. Cambio climático 2007: Informe de síntesis. Contribución de los Grupos de trabajo I, II y III al Cuarto Informe de evaluación del Grupo Intergubernamental de Expertos sobre el Cambio, IPCC. Ginebra, Suiza. 104 p.         [ Links ]

Janssens, A.I., A. Kowalski S., and R. Ceulemans. 2001. Forest floor CO2 fluxes estimated by eddy covariance and chamber-basel model. Agric. For. Meteorol. 106: 61-69.         [ Links ]

Jonasson, S., A. Castro, and A. Michelsen. 2004. Litter, Warming and plants affect respiration and allocation of soil microbial and plant C, N and P in artic mesocosms. Soil Biol. Biochem. 36: 1129-1139.         [ Links ]

Jonathan, G. M., and P. Bolstad V. 2009.Variation of soil respiration at the three spatial scales: components within measurements, intra-site variation and patterns on the landscape. Soil Biol. Biochem. 41: 530-543.         [ Links ]

Kalamdhad, A. S., A. Muner P., and A. Kazmi. 2008. Stability evaluation of compost by respiration techniques in a rotary drum composter. Resources, Conserv. Recycl. 52: 829-834.         [ Links ]

Lusk, H. C., C. Donoso, M. Jiménez, C. Moya, G. Oyarce, R. Reinoso, A. Saldaña, P. Villegas y F. Matus. 2001. Descomposición de hojarasca de Pinus radiata y tres especies arbóreas nativas. Revista Chilena de Historia Natural 74: 705-710.         [ Links ]

Ono, K., H. Keizo, M. Sayaka, O. Kenji, and H. Syuntaro. 2009. Organic carbon accumulation processes on a forest floor during an early humification stage in a NMR and their decomposition rates from litter bag experiment. Geoderma 151: 351-356.         [ Links ]

Reid J. B., J. A. MacLeod, H. P. Lee, W. J. A. Morriss, D. J. Stokes, and T. K. Semple. 2001. A simple 14C-respiro-metric method for assessing microbial catabolic potential and contaminant bioavailability. FEMS Mibrobiol. Lett. 196:141-146.         [ Links ]

Rodionow A., H. Flessa, O. Kazansky, and G. Guggenberger. 2006.    Organic matter composition and potential trace gas production of permafrost soils in the forest tundra in northern Siberia. Geoderma 135: 49-62.         [ Links ]

Segura S. F., F. R. Echeverri, Ll. A. Patiño C., y A. I Mejia G. 2007. Descripción y discusión acerca de los métodos de análisis de fibra y del valor nutricional de forrajes y alimentos para animales. Vitae, Revista de la Facultad de Química Farmacéutica 14: 72-81.         [ Links ]

Veeken, A. H. M., V. Wilde, and H. V. M. Hamelers 2003. OxiTop® measuring system for standardised determination of the respiration rate and N mineralization rate of organic matter in waste material, compost and soil. Department of Environmental Technology, Wageningen University & NMI, Netherlands.         [ Links ]

Westermann, D. T., and E. Crothers S. 1980. Measuring soil nitrogen mineralization under field condition. Agron. J. 72:1009-1012.         [ Links ]

Yanni, F. S., J Whalen K., M. Simpson J., and H. Henry J. 2011. Plant lignin and nitrogen contents control carbon dioxide production and nitrogen mineralization in soils incubated with Bt and no Bt Corn residues. Soil Biol. Biochem. 43: 63-69.         [ Links ]

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