Artículos de revisión

 

Aspectos Fundamentales del Tizón Común Bacteriano (Xanthomonas axonopodis pv. phaseoli Smith): Características, Patogenicidad y Control

 

Fundamental aspects of Common Bacterial Blight (Xanthomonas axonopodis pv. phaseoli Smith): Characteristic, Pathogenicity and Control

 

Nazario Francisco Francisco¹, Gabriel Gallegos Morales¹, Yisa María Ochoa Fuentes¹, Francisco D. Hernández Castillo¹, Adalberto Benavides Mendoza² y Francisco Castillo Reyes³

 

¹ Departamento de Parasitología. Universidad Autónoma Agraria Antonio Narro, Saltillo, Coahuila. CP 25084, México. Autor correspondencia: ggalmor@uaaan.mx

² Departamento de Horticultura, Universidad Autónoma Agraria Antonio Narro, Saltillo, Coahuila. CP 25084, México.

³ Campo Experimental Saltillo, INIFAP, carretera Saltillo-Zacatecas, km 342+119. Num. 9515, Colonia Hacienda de Buenavista, Saltillo, Coahuila. 25315, México.

 

Recibido: Diciembre 13, 2013
Aceptado: Febrero 12, 2014

 

Resumen

Xanthomonas axonopodis pv. phaseoli (Xap) (Smith) es la bacteria que ocasiona el tizón común bacteriano del frijol (Phaseolus vulgaris L.) síntoma que se caracteriza por la aparición de manchas con aspecto de tizón con un halo amarillo en hojas, tallos, y frutos reduciendo así el rendimiento del cultivo. La taxonomía de este patógeno ha sido muy cambiante debido a su variabilidad genética. La semilla infectada es la forma más eficiente de dispersión de la enfermedad entre las áreas cultivadas, el éxito de la infección y la multiplicación bacteriana en el tejido hospedero frecuentemente depende de factores de virulencia y del sistema de secreción. Los métodos de manejo que se emplean para contrarrestar la enfermedad en campo no han sido efectivos, no obstante, la constante búsqueda de nuevos enfoques como el empleo de agentes de biocontrol e inductores de resistencia, abren nuevas expectativas para su control.

Palabras clave: Diagnóstico bacteriano, factores de virulencia, control biológico.

 

Abstract

Xanthomonas axonopodis pv. Phaseoli (Xap) (Smith) is the bacterium that causes common bacterial blight in bean plants (Phaseolus vulgaris L.) characterized by irregular necrotic staining with yellow halo on leaves, stems, and fruits with crop yield reduction. The taxonomy of this pathogen has been changing due their genetic variability. Infected seeds are one of the most efficient forms of disease dispersal between cultivated areas, the infection and bacterial multiplication in the host tissue often depend on the virulence factors and their secretion system. Management methods that are used to counter the disease in the field have not been effective, however, the constant search for new approaches as the use of biocontrol agents and resistance inducers, open new prospects for control.

Keywords: Diagnosis of bacterial, virulence factors, biological control.

 

El género Xanthomonas comprende un grupo de bacterias fitopatógenas Gram negativas dentro de la clase III Gammaproteobacteria (Saddler y Bradbury, 2005). Sus especies son típicamente de forma de bacilo con un solo flagelo polar, son aerobios obligados y requieren una temperatura óptima para su crecimiento de 28 °C (Torres et al., 2009). Las colonias bacterianas crecidas en medio artificial son usualmente amarillas debido a la presencia de pigmento en las membranas conocido como xanthomonadina, el cual las protege del daño oxidativo (He et al., 2011). Dentro de este género, la especie X. axonopodis afecta a un amplio rango de hospedantes, encontrándose especies cultivadas de importancia económica (Hayward, 1993), entre ellos el frijol (Phaseolus vulgaris) ocasionando la enfermedad del tizón común bacteriano causado por el patovar phaseoli.

Esta enfermedad, aún con el daño que provoca en los campos de cultivo, como la reducción en el rendimiento de hasta un 47 %, no se encuentra en status regulado. En México se ubica dentro de los primeros cuatro problemas fitosanitarios que afectan al cultivo, principalmente en las áreas productoras del Altiplano (López, 1991).

Los síntomas del tizón común bacteriano son manchas foliares necróticas irregulares rodeadas por un delgado halo amarillo. Estas manchas pueden desarrollarse en el borde o en diferentes áreas de las hojas. Esta bacteria (Xap y Xff) se encuentran presente en un 83 % de las áreas de producción de semilla y hasta un 79 % en campos comerciales del cultivo, reduciendo los rendimientos hasta en un 55 %, siendo mayores a temperaturas de 27 °C y alta humedad relativa (Fourie, 2002). En las vainas y semillas ocasiona manchas rojizas irregulares con presencia de exudados amarillos cuando la humedad relativa es superior al 80 %. También pueden afectar las semillas, las cuales se tornan arrugadas, o pueden permanecer asintomáticas y manifestarse en las plantas desarrolladas (Saettler, 1989).

Actualmente, la enfermedad es controlada por la aplicación de algunos métodos como los tratamientos químicos, el manejo cultural del cultivo, el control biológico, y el uso de variedades resistentes, principalmente.

Diversos estudios sobre el patovar phaseoli como: la sobrevivencia epifitica, diversidad genética, genes de virulencia y patogenicidad, entre otros (Mahuku et al., 2006; Prudencio-Sains et al., 2008; Jacques et al., 2005), resultaron en la propuesta de diferentes alternativas de control del patógeno, tal como el empleo de variedades resistentes (Liu et al., 2009), y más recientemente la inducción de resistencia sistémica mediante microorganismos benéficos (Osdaghi et al., 2011).

El propósito del presente escrito es revisar aspectos fundamentales del patógeno, los mecanismos de dispersión del inóculo, sus efectos fisiológicos sobre las plantas, y el manejo de la enfermedad que se emplea actualmente. Todo esto con la finalidad de contribuir al entendimiento del comportamiento del agente causal del tizón común bacteriano.

Características generales. Hasta 1984 el género Xanthomonas comprendía seis especies entre las cuales la especie X. axonopodis no figuraba como tal. El agente causal del tizón común bacteriano era conocido como X. campestris pv. phaseoli (Bradbury et al., 1984). No fue hasta 1995 cuando se propone la reclasificación del género por Vauterin et al., (1995). El manual de bacteriología sistemática de Bergey's (Saddler y Bradbury, 2005) ubica a este agente de la siguiente manera:

División: Bacteria

Phylum XIV: Proteobacteria

Clase III: Gammaproteobacteria

Orden III: Xanthomonadales

Familia I: Xanthomonadaceae

Sin embargo, debido a varias reclasificaciones taxonómicas, la nomenclatura actual de las 19 especies y 140 patovares que conforman el género Xanthomonas está aún sujeta a debate según Rademaker et al. (2005).

Existen dos variantes de este agente reconocido en la reclasificación por Vauterin et al., (1995), Xanthomonas axonopodis pv. phaseoli (Xap) y Xanthomonas axonopodis pv. phaseoli var. Fuscans (Xapf). Este último agente se ha reclasificado como una nueva especie, mediante el uso de enzimas de restricción (El-sharkawy y Huisingh, 1971), perfil de plasmidos (Lazo y Gabriel, 1987) e hibridización de DNA, asignandose como X. fuscans subs. fuscans (Xff) (Schaad et al., 2005).

El tamaño promedio del genoma de Xap es de 3850.6 ± 48.9 y 3584.3 ± 68.1 kb para Xff, la confirmación de la diferencia genética de los dos agentes fue corroborada mediante la electroforesis en gel de campos pulsantes (PFGE, del inglés pulse-field gel electrophoresis) y por los polimorfismos en la longitud de los fragmentos de restricción (RFLP, del inglés restriction fragment length polymorphism) con la enzima de restricción Xba1 (Chan y Goodwin, 1999b). Un mapa físico del cromosoma BXPF65 de Xff se ha construido por PFGE e hibridación Southern (Chan y Goodwin, 1999a) lo cual ha permitido una mejor compresión de la taxonomía y virulencia de este fitopatógeno.

Estudios previos demostraron que las cepas de Xap y Xff eran genéticamente diferentes y que podrían ser agrupados dentro de cuatro linajes distintos, tres correspondientes a Xap y el restante a Xff. Las cepas de Xap mostraron ser más heterogéneas que los de Xff (Alavi et al., 2008).

X. axonopodis pv. phaseoli crece en medios de cultivo artificiales como TB y KB con morfología colonial de color amarillo mucoide no fluorescente (Abd-Alla y Bashandy, 2010). Xff en medio YDCA produce un pigmento café difusible. No producen endosporas, son motiles con flagelación polar y son considerados aerobios obligados presentando metabolismo oxidativo (Saddler y Bradbury, 2005).

Ambas bacterias presentan diferencias en los requerimientos nutricionales. Así por ejemplo, pueden utilizar manitol, maltosa y trealosa como fuente de carbono (Cuadro 1) (Abd-Alla y Bashandy, 2010). Inducen una reacción de hipersensibilidad en hojas de tabaco, son negativas en la pudrición de papa, no se desarrollan en presencia de cloruro de sodio al 2.5 %, e hidrolizan gelatina (Osdaghi 2010). Una característica particular del agente Xff es la hidrólisis de almidón, lo cual se manifiesta por un área translucida que rodean a las colonias en un medio conteniendo dicho compuesto y es visible aún sin la revelación con lugol (Jacques et al., 2005).

Técnicas de diagnóstico. Estas van desde el uso de pruebas para detección en semillas con o sin síntomas (Karavina et al., 2008), uso de bacteriófagos (Kahveci y Maden, 1994), medios de cultivo selectivos (Sheppard et al., 2007), pruebas serológicas como la inmunofluorescencia y y el ensayo por inmuno-absorción ligado a enzimas (ELISA, del inglés enzyme-linked immunosorbet assay) (Wong, 1991), PCR (Audy et al., 1994), e hibridaciones con PCR y RFLP (Zamani et al., 2011).

También se han desarrollado varios medios de cultivo semiselectivos como el MT (Goszczynska y Serfontein, 1998), XCP1 (Popović et al., 2009) y más recientemente el PTSA (Denardin y Agostini, 2013), el cual provee mejor desarrollo y conteo de las colonias becterianas. No obstante, el medio de cultivo semiselectivo más empleado es el MXP el cual contiene almidón de papa, dado que sobre este mismo medio pueden utilizarse varios antibióticos y otros químicos, tales como cristal violeta, el cual limita el crecimiento de bacterias Gram-positivas, Cefalexina, que inhiben el crecimiento de enterobacterias, y kasugamicina antibiótico que limita el crecimiento de las Pseudomonas (Jacques et al., 2005).

Las técnicas de rutina para probar lotes de semilla libres de la bacteria emplean pruebas serológicas como la inmunofluorescencia por tinción de células y también la técnica ELISA. El inconveniente de las pruebas serológicas es que ninguna discrimina entre células viables y no viables y la especificidad de las reacciones es muy dependiente de la calidad de los anticuerpos.

Para la detección e identificación de esta bacteria, también se han descrito algunas técnicas de amplificación por PCR. En general, los ensayos de PCR son rápidos y muy específicos, pero la cuantificación es difícil y la amplificación es propensa a la inhibición por contaminantes presentes en las muestras de semillas. La citometría de flujo (FCM) es una técnica que permite de manera rápida el análisis multiparamétrico y la cuantificación de partículas, tales como las células bacterianas. El análisis se basa en el tamaño y granulometría, y puede emplear la emisión de luz fluorescente, después de teñir con un tinte fluorescente (Tebaldi et al., 2010).

Distribución Mundial. X. axonopodis pv. phaseoli se encuentra presente en gran parte del mundo. Su distribución esta parcialmente asociada con su habilidad para infectar las semillas de ambos genotipos resistentes y susceptibles. Así por ejemplo, en Serbia 20 de 23 cultivares de frijol comercialmente sembrados son susceptibles (Popović et al., 2009). En Irán la enfermedad se observó por primera vez en el verano de 1998, los estudios realizados en los siguientes años mostraron que la enfermedad aumentó en las regiones del cultivo en la provincia de Markazi donde se detectó que las pérdidas en campos equipados con sistema de riego por aspersión se incrementaron la enfermedad (Lak et al., 2002).

En el continente Africano se registró su presencia principalmente en Sudáfrica, donde se detectó en 682 campos de producción de semilla (Fourie, 2002), en Uganda se registró hasta un 40 %o en la pérdida de rendimiento en los cultivos de frijol (Saettler, 1989), Egipto reportó que en granos almacenados por largos períodos de tiempo 5 muestras de cada 7 resultaron contaminadas con la bacteria (Abd-Alla y Bashandy, 2010). Las semillas provenientes de Zimbawe analizadas mediante dos métodos de detección arrojaron que, ambas, semillas guardadas por largo tiempo así como las semillas certificadas estaban contaminadas con este agente, siendo las semillas con mayor tiempo de almacenamiento las que presentaron mayor nivel de población bacteriana (Karavina et al., 2008).

En el continente Americano también se tienen registros. En Ontario, Canadá, Wallen y Jackson (1975) reportaron una pérdida en rendimiento del 38 %. En los Estados Unidos, los problemas con esta bacteria se registran en regiones productoras de frijol como lo son Colorado, Nebraska, y Wyoming en donde la enfermedad volvió a surgir después de una ausencia de más de 30 años (Harveson y Schwartz, 2007). En Brasil se encuentra diseminada en todas las regiones productoras de frijol, no obstante los mayores daños se reportaron en los estados de Paraná, Rio de Janeiro, Sao Paulo y en la región central de Brasil (Pereira-Torres et al., 2009). En México la enfermedad del tizón común bacteriano se registra desde 1991, y representa una de las enfermedades más frecuentes en los campos de cultivo del frijol (Campos, 1991).

Importancia económica. X. axonopodis pv. phaseoli (Xap) es una bacteria que ataca al cultivo de frijol (P. vulgaris) en todo el mundo, no obstante también ataca a cultivos como P. lunatus L., P. coccineus L., P. acutifolius Gray., Vigna aconitifolia L., V. unguiculata L., V. radiata L., Lablab purpureus L., Mucuna deeringiana (Bort.), Lupinus polyphyllus (Lindl.), Chenopodium álbum L., Amaranthus retroflexus L., y Echinochloacrus galli L., (de O. Carvalho et al., 2011; Gent et al., 2005). En el cultivo del frijol la subespecie fuscans puede sobrevivir en forma endófita y epífita en los residuos de la cosecha así como en las semillas, puede transmitirse por los conductos vasculares hasta afectar los brotes de las plantas (Jacques et al., 2005).

La entrada de la bacteria a las plantas es a través de estomas e hidátodos. En las superficies foliares, sobrevive en espacios protegidos del ambiente como en los estomas, la parte basal de los tricomas y en los desniveles de las nervaduras formando una biopelícula de protección (Jacques et al., 2005). Es una bacteria que comparte características similares con otras especies del mismo género, como el Sistema de Secreción Tipo III, el cual es un sistema de transporte que permite a la bacteria introducir proteínas a la célula hospedero (Hajri et al., 2009).

El patovar phaseoli es un agente de importancia económica por diversas razones. La más sobresaliente es debido a que ataca a uno de los cultivos de mayor consumo en el mundo, el frijol (P. vulgaris). Esta leguminosa forma parte de la dieta alimentaria humana y es una fuente rica en carbohidratos (fibra, almidón, y oligosacáridos), proteína vegetal, vitaminas y minerales como ácido fólico y hierro, así como antioxidantes y muy poca cantidad de grasa (Mederos, 2013).

En el mundo, en 2006, la industria del frijol fue valuada en 180 y 1,200 millones de dólares en Canadá y los Estados Unidos respectivamente (http://www.pulsecanada.com/, consultada el 18 de Septiembre de 2013). En países como Brasil y México donde la actividad agrícola es una importante fuente de trabajo y de divisas por la exportación del producto se ve severamente perjudicada por la afectación de amplias extensiones de cultivo por esta bacteria. Tan solo en 2012, en México se sembró 1, 700, 513 ha (Fuente: SAGARPA, 2012).

La bacteria Xap no solo ataca al frijol (Phaseolus vulgaris L.) bajo condiciones de campo, sino también especies emparentadas como: P. lunatus L., Vigna aconitifolia L. y V. radiata L.. Lablab purpureus L. y Mucuna deeringiana (Bort.). considerados como posibles hospederos naturales. Phaseolus coccineus L., P. acutifolius Gray. y Lupinus polyphyllus (Lindl.). son hospederos por inoculación artificial (Bradbury, 1986). También ataca en invernadero a especies como Vigna unguiculata L. (de O. Carvalho et al., 2011), Chenopodium álbum L., Amaranthus retroflexus L., Echinochloacrus galli L., entre otras especies (Gent et al., 2005).

Los efectos adversos de la enfermedad son observados tanto en regiones tropicales como en subtropicales. Las semillas contaminadas internamente o incluso externamente constituye la fuente primaria del inoculo. Se calcula que una concentración del inoculo de 1 x 10³ ufc/mL es suficiente para causar la enfermedad (Darrasse et al., 2007). El tizón común bacteriano ha sido una de las enfermedades que han conducido a grandes pérdidas en el cultivo de frijol a escala industrial en la producción de semillas en varias partes del mundo, como en Irán (Lak et al., 2002), y Sudáfrica (Fourie, 2002) donde representa la principal limitante para su exportación.

En Etiopia se reporta que por cada porcentaje de aumento de la severidad del tizón común bacteriano hay una pérdida de aproximadamente 3.9 a 14.5 kg/ha de semilla (Tadele, 2006). La exportación de semillas se ve afectada debido a la disminución de la calidad por la coloración café, principalmente en el frijol blanco, para la industria alimenticia (Yu et al., 2000), pero también existe un alto riesgo de propagación de la bacteria en semillas que no manifiestan síntomas visibles debido a una baja densidad de población bacteriana en la semilla o que son inferiores a los niveles de detección técnica (Osdaghi et al., 2010). Finalmente, el intento de control de la enfermedad propicia el aumento en los costos de producción.

Mecanismos de dispersión y efectos fisiologicos. X. axonopodis pv. phaseoli se disemina principalmente a través de la semilla. La concentración mínima requerida para que la contaminación sea exitosa debe ser superior a 1 x 10³ ufc/ml, una vez dentro de esta constituye un vehículo que la mantiene por largos periodos de manera asintomática hasta el crecimiento de la nueva planta (Darrasse et al., 2007). Dentro de la semilla la bacteria puede sobrevivir mediante la formación de una película o biofilm que la protege de las condiciones ambientales desfavorables. También puede sobrevivir en restos vegetales y en el suelo, durante el golpeteo de las gotas de lluvia puede ser llevado a las partes aéreas de las plantas y entrar a través de aberturas naturales o heridas (Jacques et al., 2005).

Una peculiaridad de esta especie es que puede colonizar otras especies vegetales como la caña de azúcar (Saccharum officinarum L.) o el amaranto (Amaranthus sp. L.) bajo condiciones de alta humedad y temperatura. Con temperaturas frescas y lluvias escasas el patógeno sobrevive de 65 a 180 d en las plántulas sobre la superficie del suelo, y de 30 a 120 d una vez incorporadas al suelo (Torres et al., 2009). En estas especies vegetales sin embargo, se ha observado que las poblaciones son menores comparativamente a las encontradas en las plantas de frijol y la sobrevivencia epifitica de este agente es menor (Gent et al., 2005).

El tizón común bacteriano ocurre frecuentemente en climas templados y tropicales. Una característica importante para el desarrollo de la enfermedad son los factores de virulencia y en las especies de Xanthomonas se han reconocido varios, entre ellos las estructuras de la superficie bacteriana, principalmente los polisacáridos extracelulares como el xantano. Este polisacárido causa el marchitamiento en las plantas por la obstrucción del flujo hídrico en los vasos del xilema. La evidencia experimental sugiere que el xantano también suprime las respuestas de defensa vegetal tal como la deposición de callosa en la pared celular vegetal, presumiblemente por la quelación de iones de calcio divalente que están presentes en los espacios extracelulares de la célula vegetal (Mhedbi-Hajri et al., 2011). Otro factor de virulencia son los lipopolisacáridos, los cuales son los mayores componentes de la membrana externa bacteriana que las protege de las condiciones ambientales (Boher et al., 1997).

Los mecanismos de patogenicidad que las especies de Xanthomonas emplean presentan cierta similitud (Buttner y Bonas, 2010). De manera general, la bacteria ocasiona disminución de la fotosíntesis, por la interferencia de xantano en el intercambio de las triosas fosfato/fosfato en la membrana de los cloroplastos (Jiao et al., 1999). Fisiológicamente, esta bacteria induce cambios en la fuente de energía o produce un desacoplamiento en la bomba de protones en el plasmalema, esto ocasiona la disminución en la fotosíntesis (Novacky, 1982). No obstante, existen diferencias en la agresividad entre los agentes Xap y Xff, esta última resulta ser más agresiva (Mutlu, 2008).

Estos agentes subsisten dentro de las lagunas de protoxilema en una matriz de sustancia amorfa, una combinación de los materiales de la pared celular disueltos y los exopolisacáridos de la bacteria; posiblemente por la reducción en la síntesis de sacarosa que ocasiona la presencia del xantano (Jiao et al., 1996). La matriz amorfa es el compuesto que va llenando los espacios intercelulares del mesófilo durante la colonización del tejido foliar (Boher et al., 1997). En plantas de caupi (Vigna unguiculata L.), X. axonopodis pv. phaseoli provoca que los cloroplastos del mesófilo presenten cambios morfológicos, volviéndolos más esféricos. En algunos casos se observa una desorganización de la membrana y la acumulación de granos de almidón y de cloroplastos (de O. Carvalho et al., 2011).

La progresión de enfermedad ocasiona que la matriz amorfa se propague hacia el interior de las células parenquimatosas adyacentes al xilema, después de haber disuelto las paredes de las células del parénquima, y así pasan al interior del xilema. Si la entrada de la bacteria es a través del tejido vascular, ésta pasa del xilema hacia las células vecinas o bandas vasculares a través de la penetración de los espacios intercelulares desarrollados por la disolución de las paredes celulares entre las células del mesófilo foliar (de O. Carvalho et al., 2011). No obstante, la bacteria también puede entrar a través de las semillas.

Métodos de control. Algunos métodos de control que se usan actualmente para el manejo del tizón común bacteriano dan resultados escasos o medianamente efectivos debido a la naturaleza de la infección o al desconocimiento de su uso. Entre estos resaltan el control químico, cultural, biológico, y mejoramiento genético principalmente.

Control químico. No existen reportes de control químico eficaces para esta enfermedad. No obstante, se han empleado diversos fungicidas como mezclas de Bordeaux, el oxicloruro de cobre, el sulfato de cobre, los cuales son aplicados antes de la aparición de los síntomas, así como tambien antibióticos como la Estreptomicina (Saettler, 1989). Los altos costos, residuos químicos potenciales y la resistencia entre las cepas de Xap son los efectos adversos del uso de estas aplicaciones químicas. Las aplicaciones de fertilizantes foliares ha dado buenos resultados, por ejemplo, la aplicación de manganeso redujo la severidad de la enfermedad hasta en un 49 % en plantas de frijol bajo invernadero (Viecelli y Moerschbacher, 2013).

Debido a que la semilla es el principal vehículo de propagación de la bacteria, se han utilizado químicos como tolilfluanida (1,1-dicloro-N-[(dimetilamino)-sulfonil]-1-fluoro-N-(4-metilfenil) metanosulfonamida) el cual ha mostrado reducir la transmisión de la bacteria de la semilla a la planta comparado a semillas no tratadas en experimentos de laboratorio e invernadero (Lopes et al., 2008). El uso de antibióticos para el tratamiento de semillas por inmersión en polietilenglicol al 25 % o glicerol 60 % da buenos resultados, no disminuye la germinación, aunque sí reduce ligeramente el vigor de las plantas (Liang et al., 1992).

Antibióticos como la Tetraciclina y Clorotetraciclina en soluciones de polietilenglicol, reducen con mayor efectividad la población de Xap, pero suelen ser fitotóxicos. En cambio, las soluciones de polietilenglicol con Estreptomicina reducen pero no erradican las poblaciones internas de la bacteria en semillas contaminadas naturalmente y causan pocos efectos fitotóxicos (Liang et al., 1992). El tratamiento con el antibiótico Estreptomicina a razón de 100 |j.g/mL más el fungicida Captan al 0.2 %, o simplemente en agua caliente (52 °C por 10 minutos) seguido por la adición de Estreptomicina (100 µg/mL) erradican la bacteria de semillas infectadas naturalmente y reducen el número de plántulas infectadas desde un 80 % al 5 %o en lotes de semilla inoculados (Jindal 1991).

Control cultural. Con frecuencia se alude que el empleo de semillas libres de enfermedades es la adecuada para el control de esta enfermedad. No obstante, aún con el empleo de semilla no contaminada es posible la aparición de síntomas, debido principalmente a que con la presencia de una semilla contaminada por cada 20,000 es suficiente para la transmisión del inoculo al campo de cultivo (Darrasse et al., 2007). La rotación de cultivares puede ser clave en el control de la enfermedad, no obstante, se ha observado que plantas resistentes en zonas templadas son susceptibles bajo otras condiciones como en las zonas tropicales (Gent et al., 2005).

Por otra parte, se recomienda que en la rotación de cultivos se evite en lo posible el esquema frijol-cebolla, dado que la cebolla puede proveer una fuente de inóculo por la colonización epífita asintomática (Gent et al., 2005). Asimismo, se debe tener en cuenta que el uso del sistema de riego por aspersión favorece la dispersión de la bacteria en comparación con otros sistemas de riego (Akhavan et al., 2013). Una práctica recomendada es la eliminación de malezas susceptibles y de otras plantas hospederas de los alrededores del cultivo (Ovies y Larrinaga, 1988). El manejo de las fechas de siembra que eviten las condiciones óptimas de desarrollo de la enfermedad también son recomendados.

Control biológico. Dentro de este apartado destaca el empleo de microorganismos benéficos principalmente bacterianos, ya sea para la antibiosis o por la inducción de resistencia sistémica. Se ha observado por ejemplo, que algunos aislados bacterianos de Pseudomonas sp., Bacillus cereus, y Rhodococcus fascians que son compatibles con Rhizobium leguminosarum bv. phaseoli, presentan actividad protectora contra la enfermedad del Tizón Común Bacteriano; el efecto es atribuido a una protección sistémica al ser comprobado que las plantas provenientes de semillas microbiolizadas eran capaces de generar callosidad (Zanatta et al., 2007).

En estudios de confrontación se ha observado que algunas cepas de Paenibacillus polymixa producen metabolitos de naturaleza peptídica que inhiben el crecimiento de X. campestri pv. phaseoli in vitro después de 12 h de incubación, también reducen la incidencia de la enfermedad in vivo de hasta un 28 (Mageshwaran et al., 2011; Mageshwaran et al., 2012). De igual manera, algunas cepas de Pseudomonas sp. y Rahnella aquatilis han mostrado controlar eficientemente hasta en un 39 % esta enfermedad al ser aplicados desde las semillas, principalmente por la formación de compuestos fenólicos y la alta actividad peroxidasa (da Silva et al., 2008; Sallam, 2011).

El mecanismo por el cual la microbiolización de las semillas produce este resultado no se encuentra totalmente entendido, no obstante, las evidencias apuntan a que estos compuestos provocan alteraciones metabólicas en las plantas, principalmente por el aumento en el contenido de proteínas solubles totales y la actividad polifenol oxidasa (Silva et al., 2009). Otros microorganismos como Rhizobium leguminosarum biovar phaseoli se han evaluado por su capacidad para activar la resistencia de cultivares de frijol común lográndose obtener semillas de mayor peso en el campo (Osdaghi et al., 2011).

También se han utilizado compuestos con actividad inductora como el Bion y BioZell-2000®, los cuales no muestran tener efecto inhibitorio sobre el patógeno cuando son aplicados directamente pero aplicados a las plantas suprimen la aparición de la enfermedad del tizón común bacteriano hasta en un 68 % y 50 % y con ello una disminución de la población bacteriana del 50 % y 45 % respectivamente (Abo-Elyousr, 2006). Sustancias como el acibenzolar-S-methyl se han probado como inductores de resistencia ante esta bacteria en los campos de cultivo, aunque en invernadero el producto no resulta ser eficiente (Soares et al., 2004).

Control por mejoramiento genético. El mejoramiento de las plantas de frijol ante este patógeno ha sido realizado mediante la identificación y aprovechamiento de Locus de Caracteres Cuantitativos distribuidos a través de todo el genoma, los cuales se expresan bajo la influencia del ambiente, presión de selección del patógeno, madurez y tejido de la planta (semilla, hoja o vaina) (Santos et al., 2003). A partir de esto, se han desarrollado dos líneas promisorias con alto rendimiento y resistencia al estrés hídrico que manifiestan características de resistencia al tizón común bacteriano como la línea TRAS-MST1, la cual proviene del cruce de 2 cultivares de frijol desarrollados en México (Porch et al., 2012).

En la búsqueda de resistencia genética se ha hecho especial énfasis en lo genes determinantes de la patogénesis de esta bacteria (Darsonval et al., 2008). Por ejemplo, se han reconocido algunos efectores de este género con presunto papel en la supresión de defensas vegetales (Kay y Bonas, 2009). Hajri et al. (2009) identificaron dos clases de genes dentro los repertorios T3E (efectores tipo III) (avrBs2, xopN, xopF1, xopX, phA1, xopE2, avrXacE3 y xopQ). Los productos de estos genes pueden jugar distintos papeles en la patogenia de las cepas. Acorde a la patogenicidad, los genes del núcleo T3E podrían proveer funciones de virulencia de amplia utilidad y entonces etiquetar componentes ampliamente conservados entre un amplio rango de hospederos. La pérdida de estos repertorios T3E ubicuos podría conducir a la pérdida de competitividad para el patógeno (Hajri et al., 2009).

La forma en que las plantas de frijol reconocen a estos posibles inductores no se ha definido completamente. Sin embargo, se reconoce la presencia de pequeñas secuencias de ARN conocidas como miRNA que median la expresión genética y participan en los eventos de señalización en la interacción parásito hospedero Xanthomonas axonopodis pv. manihotis-Manihot esculenta (yuca). En esta interacción se ha encontrado la expresión diferencial de 56 familias miRNA en la planta de yuca (Manihot esculenta C.) en respuesta a Xanthomonas axonopodis pv. manihotis, algunas de las más importantes son la miR160, miR167, miR390, y miR393, los cuales afectan a los receptores de auxina y por lo tanto regulan la señalización de auxinas (Pérez-Quintero et al., 2012).

Las fuentes de resistencia genética a este patógeno han sido identificados tanto en frijol como en especies relacionadas, P. aculifolius y P. coccineus, no obstante muchos de ellos también son heredados como locus de caracteres cuantitativos (QTL) y varían en sus niveles de efectos genéticos y sus expresiones están influenciados por las condiciones ambientales (Kelly et al., 2003; Miklas et al., 2006). Finalmente, la audacia del agente causal del tizón común bacteriano ha superado todas estas barreras de control.

 

CONCLUSIONES

El Tizón Común Bacteriano se ha estudiado ampliamente y representa un problema frecuente en los campos de cultivo de frijol. No obstante, la variabilidad del patógeno y la diversidad de técnicas de identificación y diagnóstico sugieren seleccionar con cautela las más apropiadas para propósitos de estudio del patógeno. Por otro lado, el manejo de la enfermedad es dirigido hacia la implementación del uso de los genes de resistencia a través del mejoramiento varietal y la inducción de la resistencia vegetal mediante inductores bióticos o abióticos. Sin embargo, el mejor manejo estaría dado por el conocimiento del patógeno y la prevención del mismo mediante la integración de los diferentes métodos apropiados para su manejo y control.

 

LITERATURA CITADA

Abd-Alla, M.H., and Bashandy, S.R. 2010. Bacterial wilt and spot of tomato caused by Xanthomonas vesicatoria and Ralstonia solanacearum in Egypt. World Journal of Microbiology and Biotechnology 24:291-292.         [ Links ]

Abo-Elyousr, K.A. 2006. Induction of systemic acquired resistance against common blight of bean (Phaseolus vulgaris) caused by Xanthomonas campestris pv. phaseoli. Egyptian Journal of Phytopathology 34:41-50.         [ Links ]

Alavi, S.M., Sanjari, S., Durand, F., Brin, C., Manceau, C., and Poussier, S. 2008. Assessment of the genetic diversity of Xanthomonas axonopodis pv. phaseoli and Xanthomonasfuscans subsp. fuscans as a basis to identify putative pathogenicity genes and a type III secretion system of the SPI-1 family by multiple suppression subtractive hybridizations. Applied and Environmental Microbiology 74:3295-3301.         [ Links ]

Akhavan, A., Bahar, M., Askarian, H., Lak, M.R., Nazemi, A., and Zamani, Z. 2013. Bean common bacterial blight: pathogen epiphytic life and effect of irrigation practices. Springer Plus 2:41.         [ Links ]

Audy, P., Laroche, A., Saindon, G., Huang, H.C., and Gilbertson, R.L. 1994. Detection of the bean common blight bacteria, Xanthomonas campestris pv phaseoli and x-c phaseoli var. fuscans, using the polymerase chain-reaction. Phytopathology 84:1185-1192.         [ Links ]

Bradbury, J.F. 1984. Genus II. Xanthomonas Dowson 1939. p. 187. In: Krieg NR and Holt JG. Bergey's Manual of Systematic Bacteriology. Williams and Wilkins. London, England 199-210.         [ Links ]

Bradbury, J.F. 1986. Guide to plant pathogenic bacteria. CAB International Mycological Institute. London, England 332p.         [ Links ]

Boher, B., Nicole, M., Potin, M., and Geiger, J.P. 1997. Extracellular polysaccharides from Xanthomonas axonopodis pv. manihotis interact with cassava cell walls during pathogenesis. Molecular Plant-Microbe Interaction 10: 803-811.         [ Links ]

Buttner, D., and Bonas, U. 2010. Regulation and secretion of Xanthomonas virulence factors. FEMS Microbiology Review 34:107-133.         [ Links ]

Campos, A.J. 1991. Enfermedades del frijol. Editorial Trillas. Primera edición. México 70-73.         [ Links ]

Chan, J., and Goodwin, P.H. 1999a. A physical map of the chromosome of Xanthomonas campestris pv. phaseoli var. fuscans BXPF65. Fems Microbiology Letters 180: 85-90.         [ Links ]

Chan, J., and Goodwin, P.H. 1999b. Differentiation of Xanthomonas campestris pv. phaseoli from Xanthomonas campestris pv. phaseoli var. fuscans by PFGE and RFLP. European Journal of Plant Pathology 105:867-878.         [ Links ]

Darrasse, A., Bureau, C., Samson, R., Morris, C.E., and Jacques, M.A. 2007. Contamination of bean seeds by Xanthomonas axonopodis pv. phaseoli associated with low bacterial densities in the phyllosphere under field and greenhouse conditions. European Journal of Plant Pathology 119:203-215.         [ Links ]

Darsonval, A., Darrarse, A., Meyer, D., Demarty, M., Durand, K., Bureau, C., Manceau, C. and Jacques, M. 2008. The type III secretion system of Xanthomonas fuscans subsp. fuscans is involved in the phyllosphere colonization process and in transmission to seeds of susceptible beans. Applied and Environmental Microbiology 74: 2669-2678.         [ Links ]

da Silva, E.G., Moura, A.B., Deuner, C.C. y Farias, D.R. 2008. Estudo de mecanismos de biocontrole do crestamento bacteriano do feijoeiro por bactérias. Revista Ceres 55:377-383.         [ Links ]

Denardin, N.D.Á., and Agostini, V.A. 2013. Detection and quantification of Xanthomonas axonopodis pv. phaseoli and its variant fuscans in common bean seeds. Journal of Seed Science 35:428-434.         [ Links ]

de O. Carvalho, A., Cunha, M.D., Rodríguez, R., Sudré, C.P., Santos, I.S., Fernández, K.V.S., Rabelo, G.R., and Gomes, V.M. 2011. Ultrastructural changes during early infection of Vigna unguiculata and Phaseolus vulgaris leaves by Xanthomonas axonopodis pv. phaseoli and an unexpected association between chloroplast and mitochondrion. Acta Physiologia Plantarum 33:2025-2033.         [ Links ]

El-Sharkawy, T.A., and Huisinggh, D. 1971. Differentiation among Xanthomonas species by polyacrylamide gel electrophoresis of soluble proteins. Journal of General Microbiology 68:155-2033.         [ Links ]

Fourie, D. 2002. Distribution and severity of bacterial diseases on dry beans (Phaseolus vulgaris L.) in South Africa. Journal of Phytopathology Phytopathologische Zeitschrift 150:220-226.         [ Links ]

Gent, D.H., Lang, J.M., and Schwartz, H.F. 2005. Epiphytic survival of Xanthomonas axonopodis pv. allii and X. axonopodis pv. phaseoli on leguminous hosts and onion. Plant Disease 89:558-564.         [ Links ]

Goszczynska, T., and Serfontein, J.J. 1998. Milk-Tween agar, a semiselective medium for isolation and differentiation of Pseudomonas syringae pv. syringae, Pseudomonas syringae pv. phaseolicola and Xanthomonas axonopodis pv. phaseoli. Journal of Microbiological Methods 32:65-72.         [ Links ]

Hajri, A., Brin, C., Hunault, G., Lardeux, F., and Lemaire, C. 2009. A "repertoire for repertoire" hypothesis: repertoires of type three effectors are candidate determinants of host specificity in Xanthomonas. PLoS ONE 4: e6632.         [ Links ]

Harveson, R.M., and Schwartz, H.F. 2007. Bacterial diseases of dry edible beans in the central high plains. Online. Plant Health Progress. doi:10.1094/PHP-2007-0125-01-DG.

Hayward, A.C. 1993. The hosts of Xanthomonas. p. 1-95. In: Swings J and Civerolo EL. Xanthomonas. Chapman and Hall, Ltd. London, England 1-119.         [ Links ]

Heitz, T., Segond, S., Kauffmann, S., Geoffroy, P., Prasad, V., and Brunner, F. 1994. Molecular characterization of a novel tobacco pathogenesis related (PR) protein a new plant chitinase/lysozyme. Mol. Gen. Genet 245:246-254.         [ Links ]

He, Y.W., Wu, J.E., Zhou, L., Yang, F., He, Y.Q., Jiang, B.L., and Zhang, L.H. 2011. Xanthomonas campestris diffusible factor is 3-hydroxybenzoic acid and is associated with xanthomonadin biosynthesis, cell viability, antioxidant activity, and systemic invasion. Molecular Plant-Microbe Interactions 24: 948-957.         [ Links ]

Hildebrand , D.C., Palleroni, N.j., and Schroth, M.N. 1990. Deoxyribonucleic- acid relatedness of 24 Xanthomonas strains representing 23 Xanthomonas campestris pathovars and Xanthomonas fragariae. Journal of Applied Bacteriology 68: 263-269.         [ Links ]

http://www.pulsecanada.com. (Consultada el 18 de Septiembre de 2013).

Jacques, M.A., Josi, K., Darrasse, A., and Samson, R. 2005. Xanthomonas axonopodis pv. phaseoli var. fuscans is aggregated in stable biofilm population sizes in the phyllosphere of field-grown beans. Applied Environmental Microbiology 71:2008-2015.         [ Links ]

Jiao, J., Grodzinki, B., and Goodwin, P. 1996. Photosynthesis and export during steady-state photosynthesis in bean leaves infected with the bacterium Xanthomonas campestris pv. phaseoli. Canadian Journal of Botany 74:1-9.         [ Links ]

Jiao, J., Goodwin, P., and Grodzinki, B. 1999. Inhibition of photosynthesis and export in geranium grown at two CO₂ levels and infected with Xanthomonas campestris pv. pelargonii. Plant Cell and Environmental 22:15-25.         [ Links ]

Jindal, K.K. 1991. Physical and chemical agents for the eradication of Xanthomonas campestris pv. phaseoli from bean seeds. Plant Disease Research 6:68-71.         [ Links ]

Kahveci, E., and Maden, S. 1994. Detection of Xanthomonas campestris pv. phaseoli and Pseudomonas syringae pv. phaseolicola by bacteriophages. Journal of Turkish Phytopathology 23:79-85.         [ Links ]

Karavina, C., Chihiya, J., and Tigere, T.A. 2008. Detection and characterization of Xanthomonas phaseoli (E. F. SM) in common bean (Phaseolus vulgaris L) seed collected in Zimbabwe. Journal of Sustainable Development in Africa 10:105-119.         [ Links ]

Kay, S., and Bonas, U. 2009. How Xanthomonas type III effectors manipulate the host plant. Curr. Opin. Microbiol 12:37-43.         [ Links ]

Kelly, J.D., Gepts, P., Miklas, P.N. and Coyne, D.P. 2003. Tagging and mapping of genes and QTL and molecular marker-assisted selection for traits of economic importance in bean and cowpea. Field Crops Res 82:135-154.         [ Links ]

Lak, M.R., Shams-bakhsh, M., and Bahar, M. 2002. Identification of the bacterial agent of bean leaf and pod blight in Markazi province. Journal of Science and Technology of Agriculture and Natural Resource 6:231-243.         [ Links ]

Lazo, G.R., and Gabriel, D.W. 1987. Conservation of plasmids DNA- sequences and pathovar idetifications of strains of Xanthomonas campestris. Phythopathology 77:448-453.         [ Links ]

Liang, L.Z., Halloin, J.M., and Saettler, A.W. 1992. Use of polyethylene-glycol and glycerol as carriers of antibiotics for reduction of Xanthomonas campestris pv. phaseoli in navy bean-seeds. Plant Disease 76:875-879.         [ Links ]

Liu, S., Yu, K., and Park, S.J. 2009. Marker-assisted breeding for resistance to common bacterial blight in common bean. In: Plant Breeding, Huttunen, N., and Sinisalo, T. (eds), pp. 211-226. Nova Scientific Publisher, New York, U.S.A.         [ Links ]

López, F. L. C. 1991. Definición de prioridades de investigación fitopatológica para la zona templada del Altiplano Central de México. Agricultura Técnica Mexicana 17:17-54.         [ Links ]

Lopes, L.P., Alves, P.F.R., Zandoná, C., Nunes, M.P., and Mehta, Y.R. 2008. A semi-selective medium to detect Xanthomonas axonopodis pv. phaseoli in bean seeds and its eradication through seed treatment with tolylfluanid. Summa Phytopathologica 34:287-288.         [ Links ]

Mageshwaran, V., Mondal, K.K., Kumar, U., and Annapurna, K. 2012. Role of antibiosis on suppression of bacterial common blight disease in French bean by Paenibacillus polymyxa strain HKA-15. African Journal of Biotechnology 11:12389-12395.         [ Links ]

Mageshwaran, V., Walia, S., Govindasamy, V., and Annapurna, K. 2011. Antibacterial activity of metabolite produced by Paenibacillus polymyxa strain HKA-15 against Xanthomonas campestris pv. phaseoli. Indian Journal of Experimental Biology 49: 229-233.         [ Links ]

Mahuku, G.S., Jara, C., Henriquez, M.A., Castellanos, G., and Cuasquer, J. 2006. Genotypic characterization of the common bean bacterial blight pathogens, Xanthomonas axonopodis pv. phaseoli and Xanthomonas axonopodis pv. phaseoli var. fuscans by rep-PCR and PCR-RFLP of the ribosomal genes. Journal of Phytopathology 154:35-44.         [ Links ]

Mederos, Y. 2013. Revisión bibliográfica: indicadores de la calidad en el grano de frijol (Phaseolus vulgaris L.). Instituto Nacional de Ciencias Agrícolas 27:55-62.         [ Links ]

Mhedbi-Hajri, N., Jacques, M.A., and Koebnik, R. 2011. Adhesion mechanisms of plant-pathogenic Xanthomonadaceae. Bacterial Adhesion 71-89.

Miklas, P.N., Kelly, J.D., Beebe, S.E., and Blair, M.W. 2006. Common bean breeding for resistance against biotic and abiotic stresses: from classical to MAS breeding. Euphytica 147:105-131.         [ Links ]

Mutlu, N. 2008. Differential pathogenicity of Xanthomonas campestris pv. phaseoli and X. fuscans subs. fuscans strains on bean genotypes with common blight resistance. Plant Disease 92:546-554.         [ Links ]

Novacky, A. 1982. Relationship between membrane potential and ATP level in Xanthomonas campestris pv. malvacearum infected cotton cotyledons. Physiological Plant Pathology 21:237-249.         [ Links ]

Osdaghi, E., Shams-Bakhsh, M., Alizadeh, A., and Lak, M.R. 2010. Study on common bean seed lots for contamination with Xanthomonas axonopodis pv. phaseoli by BIO-PCR technique. Journal of Agricultural Technology 6:503-513.         [ Links ]

Osdaghi, E., Shams-Bakhsh, M., Alizadeh, A., Reza-Lak, M., and Yhatami-Maleki, H. 2011. Induction of resistance in common bean by Rhizobium leguminosarum bv. phaseoli and decrease of common bacterial blight. Phytopathology Mediterranean 50:45-54.         [ Links ]

Ovies, J., and Larrinaga, L. 1988. Transmission of Xanthomonas campestris pv. phaseoli by a wild host. Ciencia y Técnica en la Agricultura, Protección de Plantas 11:23-30.         [ Links ]

Pereira-Torres, J., Fernández-da, Silva-Junior, T.A., y Maringoni, A.C. 2009. Detecção de Xanthomonas axonopodis pv. phaseoli em sementes de feijoeiro provenientes do Estado do Paraná, Brasil. Summa Phytopathol 35: 136-139.         [ Links ]

Pérez-Quintero, A.L., Quintero, A., Urrego, O., Vanegas, P., and López, C. 2012. Bioinformatic identification of cassava miRNAs differentially expressed in response to infection by Xanthomonas axonopodis pv. manihotis. BMC Plant Biology 12:29.         [ Links ]

Popović, T., Balaž, J., Gavrilović, V., and Aleksić, G. 2009. Distribution and characterization of phytopathogenic bacteria on commercial bean crop in Vojvodina [Serbia]. Plant Protection 60:101-125.         [ Links ]

Porch, T.G., Urrea, C.A., Beaver, J.S., Valentin, S., Peña, P.A., and Smith, J.R. 2012. Registration of TARS-MST1 and SB-DT1 multiple-stress-tolerant black bean germplasm. Journal of Plant Registrations 6:75-80.         [ Links ]

Prudencio-Sains, J.M., Navarrete-Maya, R., Navarrete-Maya, J., y Acosta-Gallegos, J.A. 2008. Dinámica de los tizones común y de halo del frijol en el valle de México. Agricultura Técnica en México 34:201-212.         [ Links ]

Rademaker, J.L., Louws, F.J., Schultz, M.H., Rossbach, U., Vauterin, L., Swings, J., and Bruijn, F.J. 2005. A comprehensive species to strain taxonomic framework for Xanthomonas. Phytopathology 95:1098-1111.         [ Links ]

Saddler, G.S., and Bradbury, J.F. 2005. Xanthomonadales ord. nov. Bergey's Manual® of Systematic Bacteriology 63-122.         [ Links ]

SAGARPA. 2012. http://www.sIap.gob.mx/index.php?option=com_wrapper&view=wrapper&Itemid=202 (Consultada el 1 de Octubre de 2012).

Sallam, N.M. 2011. Biological control of common blight of bean (Phaseolus vulgaris) caused by Xanthomonas axonopodis pv. phaseoli by using the bacterium Rahnella aquatilis, Archives of Phytopathology And Plant Protection 44:20, 1966-1975.         [ Links ]

Santos, A.S, Bressan-Smith, R.E., Pereira, M.G., Rodrigues, R., and Ferreira, C.F. 2003. Genetic linkage map of Phaseolus vulgaris and identification of QTLs responsible for resistance to Xanthomonas axonopodis pv. phaseoli. Fitopatologia Brasileira 28: 5-10.         [ Links ]

Saettler, A.W. 1989. Assessment of yield loss caused by common blight of beans in Uganda. Annual Report of the Bean Improvement Cooperative 35: 113-114.         [ Links ]

Schaad, N.W., Postnikova, E., Lacy, G.H., Sechler, A., Agarkova, I., Stromberg, P.E., and Vidaver, A.K. 2005. Reclassification of Xanthomonas campestris pv. citri (ex Hasse 1915) Dye 1978 forms A, B/C/D, and E as X. smithii subsp. Citri (ex Hasse) sp. nov. nom. rev. comb. nov., X. fuscans subsp. aurantifolii (ex Gabriel 1989) sp. nov. nom. rev. comb. nov., and X. alfalfae subsp. citrumelo (ex Riker and Jones) Gabriel et al., 1989 sp. nov. nom. rev. comb. nov.; X. campestris pv. malvacearum (ex Smith 1901) Dye 1978 as X. smithii subsp. smithii nov. comb. nov. nom. nov.; X. campestris pv. alfalfae (ex Riker and Jones, 1935) Dye 1978 as X. alfalfae subsp. alfalfae (ex Riker et al., 1935) sp. nov. rem.; and "var. fuscans" of X. campestris pv. phaseoli (ex Smith,1987) Dye 1978 as X. fuscans subsp. fuscans sp. nov. Systematic and applied microbiology 28:494-518.         [ Links ]

Sheppard, J., Kurowski, C., and Remeeus, P.M. 2007. Detection of Xanthomonas axonopodis pv. phaseoli and Xanthomonas axonopodis pv. phaseoli var. fuscans on Phaseolus vulgaris. International Rules for Seed Testing 7-021.

Silva, E.G.D., Moura, A.B., Bacarin, M.A., and Deuner, C.C. 2009. Metabolic alterations on bean plants originated from microbiolization of seeds with Pseudomonas sp. and inoculated with Xanthomnas axonopodis pv. phaseoli. Summa Phytopathologica 35: 98-104.         [ Links ]

Soares, R.M., Maringoni, A.C., and Lima, G.P. 2004. Inefficiency of acibenzolar-S-methyl in induction of resistance against bacterial wilt in common bean. Fitopatologia Brasileira 29: 373-377.         [ Links ]

Tadele, T. 2006. Effect of common bacterial blight severity on common bean yield. Tropical Science 46: 41-44.         [ Links ]

Tebaldi, N.D., Peters, J., Souza, R.M., Chitarra, L.G., Zouwen, P., Bergervoet, J., and Wolf. J. 2010. Detection of Xanthomonas axonopodis pv. phaseoli in bean seeds by flow cytometry, immunostaining and direct viable counting. Tropical Plant Pathology 35: 213-222.         [ Links ]

Torres, J.P., Maringoni, A.C., and Silva, T.A.F. 2009. Survival of Xanthomonas axonopodis pv. phaseoli var. fuscans in Common Bean Leaflets on Soil. Journal of Plant Pathology 91: 195-198.         [ Links ]

Vauterin, L., Hoste, B., Kersters, K., and Swings, J. 1995. Reclassification of Xanthomonas. International Journal of Systematic Bacteriology 45:472-489.         [ Links ]

Viecelli, C.A., and Moerschbächer, T. 2013. Control of the common bacterial blight in the bean crop by using foliar fertilizers. Scientia Agraria Paranaensis 12: 66-72.         [ Links ]

Wallen, V.R., and Jackson, H.R. 1975. Model for yield loss determination of bacterial blight of field beans utilizing aerial infrared photography combined with field plot studies. Phytopathology 65: 942-948.         [ Links ]

Wong, W.C. 1991. Methods for recovery and immunodetection of Xanthomonas campestris pv. phaseoli in navy bean seed. Journal of Applied Bacteriology 71: 124-129.         [ Links ]

Yu, K., Park, S.J. and Poysa, V. 2000. Marker-assisted selection of common beans for resistance to common bacterial blight: efficacy and economics. Plant Breed 119: 411-415.         [ Links ]

Zamani, Z., Bahar, M., Jacques, M.A., Lak, M.R., and Akhavan, A. 2011. Genetic diversity of the common bacterial blight pathogen of bean, Xanthomonas axonopodis pv. phaseoli, in Iran revealed by rep-PCR and PCR-RFLP analyses. World Journal of Microbiology and Biotechnology 27: 2371-2378.         [ Links ]

Zanatta, Z. G.C.N., Moura, A.B., Maia, L.C., y dos Santos, A.S. 2007. Biossay for selection of biocontroller bacteria against bean common blight (Xanthomonas axonopodis pv.phaseoli). Brazilian Journal of Microbiology 38: 511-515.         [ Links ]