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Revista fitotecnia mexicana

versión impresa ISSN 0187-7380

Rev. fitotec. mex vol.41 no.3 Chapingo jul./sep. 2018  Epub 30-Sep-2020

https://doi.org/10.35196/rfm.2018.3.227-236 

Artículos Científicos

Diversidad genética de chile habanero (Capsicum chinense Jacq.) mediante issr

Genetic diversity of habanero pepper (Capsicum chinense Jacq.) using issr

S. Teresa López-Espinosa1  * 

Luis Latournerie-Moreno1 

Guillermo Castañón-Nájera2 

Esaú Ruiz-Sánchez1 

Juan F. Gómez-Leyva3 

Rubén H. Andueza-Noh1 

Javier O. Mijangos-Cortés4 

1Tecnológico Nacional de México / IT Conkal. Av. Tecnológico s/n. 97345, Conkal, Yucatán, México.

2División Académica de Ciencias Biológicas, Universidad Juárez Autónoma de Tabasco. km 0.5 Carr. Villahermosa-Cárdenas entronque Bosques de Saloya. 86139, Villahermosa, Tabasco, México.

3Tecnológico Nacional de México / IT Tlajomulco. km 10 Carretera Tlajomulco-San Miguel de Cuyutlán. 45640, Tlajomulco de Zuñiga, Jalisco.

4Centro de Investigación Científica de Yucatán. Calle 43 × 32 y 34, Chuburná de Hidalgo. 97205, Mérida, Yucatán, México.

Resumen

El chile habanero (Capsicum chinense Jacq.) es distintivo de la Península de Yucatán, México; sin embargo, los estudios de diversidad genética a nivel molecular en este cultivo son escasos. El presente trabajo se planteó con el objetivo de caracterizar la diversidad genética del germoplasma de chile habanero, mediante marcadores ISSR. El material genético consistió en 60 poblaciones criollas de chile habanero recolectadas en los estados de Yucatán, Campeche, Quintana Roo y Tabasco, México, las cuales fueron genéticamente analizadas con tres loci ISSRs. El ADN fue extraído por el método de CTAB y los fragmentos se amplificaron por la reacción en cadena de la polimerasa (PCR). Los datos se analizaron con los programas POPGENE V 1.31 y NTSYS V 2.0 mediante un análisis de componentes principales y las relaciones entre las poblaciones se obtuvieron con un análisis jerárquico de conglomerados usando el método UPGMA. Se detectaron un total 32 bandas y 98 % de ellas fueron polimórficas. Los resultados indican que la diversidad genética en poblaciones de chile habanero es alta, en donde el 95.5 % de la variación observada se encuentra dentro de las poblaciones y sólo el 4.5 % entre ellas. Se detectó un alto flujo génico entre las poblaciones. Los resultados de los análisis multivariados sugieren que gran cantidad de germoplasma de chile habanero se ha dispersado del estado de Yucatán a los estados de Campeche, Quintana Roo y Tabasco. El patrón de distribución de la diversidad genética de chile habanero no se asoció con el lugar de origen de las poblaciones analizadas.

Palabras clave: Capsicum chinense; diversidad genética; caracterización molecular; marcadores ISSR

Summary

Habanero pepper (Capsicum chinense Jacq.) is distinctive of the Yucatan Peninsula, Mexico; however, studies of genetic diversity at the molecular level on this crop are scarce. The present study was proposed with the objective of characterizeing the genetic diversity of habanero pepper germplasm by using ISSR markers. The genetic material consisted of 60 landrace populations of habanero pepper collected in the states of Yucatan, Campeche, Quintana Roo and Tabasco, Mexico, which were genetically analyzed with three ISSR loci. DNA was extracted by the CTAB method, and the fragments were amplified through the polymerase chain reaction (PCR). Data were analyzed using the POPGENE V 1.31 and NTSYS V 2.0 programs by means of principal component analysis, and the genetic relationships among populations were obtained by hierarchical cluster analysis based on the UPGMA method. A total of 32 bands were detected and 98 % of them were polymorphic. Results indicate that genetic diversity in habanero pepper is large, 95.5 % of the observed variation occurred within the populations and only 4.5 % among them. A high gene flow was detected among populations. Results of multivariate analyses suggest that a large amount habanero pepper germplasm has dispersed from the state of Yucatan to the states of Campeche, Quintana Roo and Tabasco. The distribution pattern of genetic diversity of habanero pepper populations was not associated to the provenance of the analyzed populations.

Index words: Capsicum chinense; genetic diversity; molecular characterization; ISSR markers

Introducción

El género Capsicum lo integran alrededor de 35 especies, dentro de las cuales las de mayor importancia por su domesticación y superficie cultivada son Capsicum annuum L., Capsicum frutescens L., Capsicum pubescens Ruíz & Pavón, Capsicum baccatum L. y Capsicum chinense Jacq. (Bosland y Votava, 2012; Carrizo et al., 2013). México es centro de origen y diversidad de C. annuum y además se encuentran presentes las especies C. frutescens, C. pubescens y C. chinense. En este sentido Aguilar et al. (2010) reportan para México 56 tipos de chile entre cultivados, semicultivados y silvestres. Recientemente Vera-Sánchez et al. (2016) mencionan 64 tipos de chile (95 % de éstos pertenecen a C. annuum), los que se distribuyen principalmente en las zonas centro, sur y sureste de México.

En México el chile es el octavo cultivo en cuanto a valor económico, con un volumen promedio de producción de 2.2 millones de toneladas anuales, de las cuales se exportan cerca de 900 mil en diferentes presentaciones (fresco, seco, polvo, entre otros) (SIAP, 2018). La importancia de este cultivo radica en su valor económico, alimenticio (especias y vegetales) y como generador de mano de obra. Es materia prima para la industria alimentaria, farmacéutica, cosmética e industrial (Aza-González et al., 2011).

En particular, el chile habanero (C. chinense Jacq.) es distintivo de la Península de Yucatán, México. Fue introducido por el Caribe, se adaptó a las condiciones agroecológicas y al manejo tradicional de los agricultores yucatecos; además, se integró a la cultura y gastronomía de la región, de donde se dispersó a todo el país, y actualmente se siembra a nivel comercial en, al menos, 17 estados (Latournerie et al., 2002). El chile habanero tiene características propias como el aroma, sabor, consistencia, picor, entre otras; con base en lo anterior, el 4 de junio de 2010 se otorgó la denominación de origen como “Chile habanero de la Península de Yucatán” (IMPI, 2010) y posteriormente se originó la Norma Oficial Mexicana PROY-NOM-189-SCFI-2012 Chile habanero de la Península de Yucatán (Capsicum chinense Jacq.) Especificaciones y métodos de prueba (Secretaría de Economía, 2012). En la Península de Yucatán se producen alrededor de 3500 t anuales que son comercializadas principalmente en fresco y en menor grado procesadas.

La variabilidad del chile habanero ha sido analizada vía caracterización fenotípica (Latournerie et al., 2002), caracterización isoenzimática (Corona-Torres et al., 2000; Howard et al., 2000), evaluación agronómica (Latournerie-Moreno et al., 2015) y caracterización bioquímica (Coutinho et al., 2015; Guzman et al., 2010). Los trabajos a nivel molecular son escasos; por ejemplo, se han realizado estudios de diversidad entre las cinco especies de Capsicum, donde se incluye al chile habanero como un componente (Dias et al., 2013; Lijun y Xuexiao, 2012); pero no se tienen reportes de estudios de la diversidad genética existente exclusivamente en el germoplasma de chile habanero.

Como complemento a la caracterización morfológica se utilizan los marcadores moleculares. Entre los diferentes tipos de marcadores para estudiar la diversidad genética sobresalen los SSR (Simple Sequence Repeats) y los ISSR. Los SSR son codominantes y se les considera ideales para la identificación genética individualizada (Jones et al., 2010); además, tienen cobertura extensiva del genoma, localización específica en los cromosomas, entre otras ventajas. Una de las desventajas de estos marcadores es que requiere considerable infraestructura en laboratorio y presupuesto (Kalia et al., 2011). Los ISSR, son segmentos de ADN localizados entre secuencias repetitivas de nucleótidos, que generalmente aparecen en regiones no codificantes del genoma, son dominantes, fácilmente reproducibles y no afectados por el ambiente (Laurentin, 2009), y son de bajo costo para evaluar diversidad genética (Zizumbo-Villareal et al., 2005); además, permiten realizar estudios intra e interespecíficos. El objetivo de este trabajo consistió en caracterizar la diversidad genética de germoplasma de chile habanero de la Península de Yucatán y Tabasco, México, mediante marcadores genéticos del tipo ISSR.

Materiales y métodos

Material vegetal

El germoplasma estuvo conformado por 60 accesiones de chile habanero que se recolectaron en los estados de Yucatán (40), Campeche (7), Quintana Roo (5) y Tabasco (8). Con base en el color de los frutos a la madurez, 27 fueron de color rojo, 25 naranja, 4 amarillo y 4 morado (Cuadro 1). Las accesiones provienen de los trabajos de recolección realizados por la Red de Chile del SINAREFI-SNICS-SAGARPA (Sistema Nacional de Recursos Fitogenéticos para la Alimentación y la Agricultura-Servicio Nacional de Inspección y Certificación de Semillas-Secretaría de Agricultura, Ganadería, Desarrollo Rural, Pesca y Alimentación) entre 2006 y 2014. La estrategia de colecta se basó en el color de frutos a la madurez y se recolectó un máximo de cinco accesiones por comunidad por variante identificada, así como por la región donde se siembran. Cada accesión se constituyó de al menos 20 plantas muestreadas al azar en los campos de cultivo y en el caso de solares o traspatio de cinco a 10 plantas. Para el presente trabajo cada colecta o accesión se consideró como una población, dado que es representativa de un área determinada con base en la estrategia de recolección usada.

Cuadro 1 Denominación, origen y color de fruto de 60 poblaciones de chile habanero de la Península de Yucatán y Tabasco analizadas mediante ISSR. 

Clave Comunidad Municipio Estado Latitud N Longitud O Altitud (msnm) Color de fruto
H-224 Chiná Campeche Campeche 19º 45’ 55.0’’ 90º 29’ 45.0’’ 20 Naranja
H-225 Xpechil Peto Yucatán 20º 18’ 54.0’’ 88º 56’ 23.3’’ 24 Rojo oscuro
H-235 Othón P. Blanco Chetumal Q. Roo 18º 39’ 14.8’’ 88º 46’ 14.9’’ 58 Naranja pálido
H-247 Mérida Mérida Yucatán 20º 45’ 0.00’’ 89º 30’ 00.0’’ 09 Rojo oscuro
H-249 Dzitas Dzitas Yucatán 20º 50’ 18.9’’ 88º 31’ 45.5’’ 35 Naranja
H-261 X-Box Chacksinkín Yucatán 20º 12’ 58.9’’ 89º 00’ 07.8’’ 34 Naranja
H-262 La pantera Othón P. Blanco Q. Roo 19º 08’ 28.8’’ 88º 29’ 41.0’’ 21 Rojo oscuro
H-263 X-Hazil F. Carrillo Puerto Q. Roo 19º 23’ 24.4’’ 88º 03’ 35.5’’ 20 Morado
H-264 Sabacche Tixmehuac Yucatán 20º 19’ 1.30’’ 89º 01’ 45.6’’ 13 Naranja
H-265 Piste Tinum Yucatán 20º 42’ 02.9’’ 88º 35’ 33.2’’ 30 Naranja
H-267 Muchucuxcah Chankom Yucatán 20º 28’ 32.7’’ 88º 27’ 01.7’’ 35 Naranja
H-269 Sabancuy El Carmen Campeche 18º 46’ 28.5’’ 90º 55’ 46.8’’ 28 Naranja
H-270 Sabancuy El Carmen Campeche 18º 46’ 28.5’’ 90º 55’ 46.8’’ 28 Naranja
H-272 Becanchen Tekax Yucatán 19º 52’ 40.4’’ 89º 12’ 56.6’’ 14 Rojo oscuro
H-273 Alfonso Caso Tekax Yucatán 20º 04’ 14.0’’ 89º 08’ 43.0’’ 10 Naranja
H-276 Oxcuxcab Tekom Yucatán 20º 26’ 48.8’’ 88º 27’ 26.2’’ 28 Rojo oscuro
H-277 Dzitas Dzitas Yucatán 20º 50’ 18.9’’ 88º 31’ 45.5’’ 35 Rojo
H-278 Chan 3 Reyes Tizimín Yucatán 21º 00’ 36.0’’ 87º 40’ 56.0’’ 21 Rojo oscuro
H-281 B. Juárez. 2ª. Sec. Huimanguillo Tabasco 18º 5’ 56.82’’ 93º 54’ 5.22’’ 17 Rojo
H-282 B. Juárez 2ª. Sec. Huimanguillo Tabasco 18º 5’ 56.82’’ 93º 54’ 5.22’’ 17 Naranja pálido
H-283 Tamulté de la Sabana La Ceiba Centro Tabasco 18º 8’ 32.04’’ 92º 46’ 48.6’’ 16 Naranja
H-285 Timul Peto Yucatán 20º 18’ 53.8’’ 88º 56’ 18.2’’ 31 Naranja
H-287 Mucel Chemax Yucatán 20º 53’ 40.9’’ 87º 50’ 23.9’’ 30 Rojo
H-289 Ejido Monte de Oro 1a. Sec. Huimanguillo Tabasco 17º 53’ 36.7’’ 93º 26’ 31.0’’ 14 Naranja pálido
H-290 X-Box Chacksinkín Yucatán 20º 12’ 58.9’’ 89º 00’ 7.80’’ 34 Naranja
H-291 Lomas Alegres 2a. sec. Tacotalpa Tabasco 17º 34’ 29.7’’ 92º 36’ 22.2’’ 30 Naranja
H-294 San Antonio Conkal Yucatán 21º 4’ 49.87’’ 89º 29’ 53.7’’ 09 Amarillo
H-295 Villa Oriente Comalcalco Tabasco 18º 15’ 83.4’’ 93º 13’ 98.0’’ 49 Morado
H-448 Chan 3 Reyes Tizimín Yucatán 20º 59’ 59.4’’ 87º 40’ 55,7’’ 22 Naranja
H-449 Dzitas Dzitas Yucatán 20º 50’ 36.2’’ 88º 31’ 45.7’’ 25 Rojo oscuro
H-455 Dzitas Dzitas Yucatán 20º 50’ 18.9’’ 88º 31’ 45.5’’ 35 Rojo
H-456 Dzitas Dzitas Yucatán 20º 50’ 18.9’’ 88º 31’ 45.5’’ 35 Naranja pálido
H-458 Muchucuxcah Chankom Yucatán 20º 28’ 32.7’’ 88º 27’ 01.7’’ 35 Rojo oscuro
H-459 Chankom Muchucuxcah Yucatán 20º 28’ 32.7’’ 88º 27’ 01.7’’ 35 Chocolate
H-460 Muchucuxcah Chankom Yucatán 20º 28’ 32.7’’ 88º 27’ 01.7’’ 35 Morado
H-461 Muchucuxcah, Chankon Yucatán 20º 28’ 32.7’’ 88º 27’ 01.7’’ 35 Rojo oscuro
H-462 Sabancuy El Carmen Campeche 18º 46’ 28.5’’ 90º 55’ 46.8’’ 28 Rojo oscuro
H-466 Sabancuy Chicbul Campeche 17º 52’ 19.0’’ 90º 29’ 0.00’’ 05 Amarillo
H-467 Sabancuy El Carmen Campeche 18º 46’ 28.5’’ 90º 55’ 46.8’’ 28 Rojo oscuro
H-469 Sacbecan Tzucacab Yucatán 19º 42’ 38.1’’ 89º 02’ 31.7’’ 82 Rojo oscuro
H-472 Ejido Juan Sarabia Othón P. Blanco Q. Roo 18º 30’ 11.0’’ 88º 28’ 55.0’’ 06 Naranja
H-475 Gral. Cepeda Halachó Yucatán 20º 32’ 52.9’’ 90º 03’ 31.5’’ 18 Rojo oscuro
H-476 La Pantera Othón P. Blanco Q- Roo 19º 08’ 28.8’’ 88º 29’ 41.0’’ 21 Rojo oscuro
H-483 Mahzucil Tecoh Yucatán 20º 33’ 10.7’’ 89º 27’ 46.3’’ 12 Naranja
H-495 Xocen Valladolid Yucatán 20º 35’ 50.3’’ 88º 10’ 01.3’’ 16 Naranja
H-497 Gral. Cepeda Halachó Yucatán 20º 31’ 13.6’’ 90º 04’ 01.1’’ 10 Naranja pálido
H-502 Gral. Cepeda Halachó Yucatán 20º 31’ 26.5’’ 90º 04’ 26.7’’ 29 Naranja pálido
H-504 Gral. Cepeda Halachó Yucatán 20º 31’ 02.3’’ 90º 04’ 08.5’’ 28 Rojo
H-505 Halachó Halachó Yucatán 20º 28’ 09.4’’ 90º 05’ 25.4’’ 04 Rojo
H-507 Halachó Halachó Yucatán 20º 28’ 58.9’’ 90º 05’ 18.8’’ 04 Rojo oscuro
H-508 Halachó Halachó Yucatán 20º 28’ 13.3’’ 90º 04’ 40.8’’ 02 Rojo
H-512 Valladolid Valladolid Yucatán 20º 41’ 22.0’’ 88º 12’ 06.0’’ 25 Rojo oscuro
H-286 Sta. María Taxcabá Yucatán 20º 29’ 05.6’’ 88º 55’ 10.9’’ 28 Naranja
H-464 Sabancuy El Carmen Campeche 18º 46’ 28.5’’ 90º 55’ 46.8’’ 28 Rojo
H-496 Tekom Tekom Yucatán 20º 36’ 18.5’’ 88º 16’ 03.2’’ 24 Rojo
H-506 Halachó Halachó Yucatán 20º 29’ 07.9’’ 90º 05’ 17.3’’ 03 Rojo
H-497 Gral. Cepeda Halachó Yucatán 20º 31’ 01.1’’ 90º 03’ 31.5’’ 18 Rojo
H-518 Gral. Cepeda Halachó Yucatán 20º 32’ 52.9’’ 90º 03’ 31.5’’ 18 Amarillo
H-519 Gral. Cepeda Halachó Yucatán 20º 32’ 52.9’’ 90º 03’ 31.5’’ 18 Amarillo
H-532 El Triunfo Balancán Tabasco 17º 55’ 15.0’’ 90º 10’ 15.0’’ 30 Naranja

Extracción de ADN

Se utilizaron tres hojas de cinco plantas de cada accesión (1 g de muestra) de una edad de 45 días después de la siembra (sembradas en condiciones protegidas el 15 de junio de 2015). Para la extracción de ADN genómico se utilizó el protocolo de bromuro de cetil trimetil amonio (CTAB) descrito por Doyle y Doyle (1987), modificado al 3 % para C. chinense. La integridad del ADN fue verificada por medio de electroforesis en gel de agarosa al 0.8 %, la concentración mediante absorbancia a 260 nm y la pureza a través de la relación de absorbancias 260/280.

Amplificación de ADN por PCR

Se evaluaron inicialmente 17 iniciadores ISSR (InvitrogeneTM), de éstos solamente se seleccionaron los tres que amplificaron de manera consistente, clara y que presentaron el mayor nivel de polimorfismo. Cada banda ISSR fue considerada como un locus independiente (Cuadro 2). La amplificación de los fragmentos de ADN se realizó en un termociclador (GeneAmp® PCR System 9700, Foster City, CA, USA). Las reacciones de PCR fueron realizadas en un volumen final de 25 µL, que contenían 20 pmol de iniciador, buffer de reacción (20 mM Tris-HCl, pH 8, 50 mM KCl), 2U de Taq ADN polimerasa, 2.0 mM MgCl2, 10 mM dNTP y 40 ng de ADN genómico. Los perfiles de temperatura fueron de 5 min a 94 ºC, seguidos de 35 ciclos de: 1 min a 94 ºC, 1 min a 53, 49 o 44 ºC (dependiendo del iniciador) y 2 min a 72 ºC, con extensión final de 5 min a 72 ºC. Los productos amplificados fueron visualizados en gel de agarosa al 2 % con amortiguador TAE 1X, pH 8, teñidos con bromuro de etidio y visualizados en un transiluminador UV (Benchtop UV trasluminator UVP®, Upland, CA, USA).

Cuadro 2 Descripción de los tres iniciadores ISSR utilizados en la caracterización molecular de chile habanero. 

Símbolo Iniciador 5’- 3’1 Secuencia del iniciador Tm (ºC)
P1 (AC)8YC ACACACACACACACACYC 53.0
P2 (AG)8YC AGAGAGAGAGAGAGAGYC 48.8
P3 (GACA)3YR GACAGACAGACAYR 44.0

R = (A, G); Y = (C, T).

Análisis de datos genéticos

Los datos se registraron en una matriz binaria 1 y 0; donde el 1 indicó presencia y el 0 ausencia de bandas. El análisis de la información se realizó con el programa POPGENE V 1.31 (Yeh et al., 1999); se calcularon los siguientes parámetros: 1) diversidad genética mediante el porcentaje de loci polimórficos (PLP), 2) la diversidad génica de Nei (He), índice de diversidad de Shannon (I), 3) diversidad intrapoblacional (Hs), 4) flujo genético entre poblaciones (Nm) y 5) índice de diferenciación entre poblaciones (Gst). Se realizó un análisis de componentes principales (ACP) y un análisis de conglomerados jerárquicos por el método UPGMA (Unweighted Pair Group Method with Arithmetic Averages), calculado con las distancias Euclidianas como medida de similitud, con el programa NTSYS (Numerical Taxonomic and Multivariate Analysis System) version 2.0 (Rohlf, 1998).

Resultados y discusión

Variabilidad genética

El análisis de 60 poblaciones de chile habanero con tres iniciadores ISSR seleccionados permitió identificar un total de 32 bandas, cada una considerada como un locus; el tamaño de las bandas varió de 300 a 1500 pb (Figura 1) y 98 % de loci polimórficos (Cuadro 3). Al respecto, en México se han realizado varios estudios relacionados con diversidad genética en diferentes tipos de chiles cultivados y silvestres de C. annuum; entre ellos, Contreras et al. (2011) en 55 poblaciones de chile Poblano del estado de Puebla reportaron 105 alelos en total y 5.53 alelos por locus para 19 loci SSR y polimorfismo de 80 %, el cual es inferior al encontrado en el presente trabajo. Toledo-Aguilar et al. (2016) utilizaron 24 loci de SSR, para analizar la diversidad genética de chile ancho y encontraron 220 alelos, con un promedio de 9.2 alelos por locus en 44 accesiones de ese tipo de chile.

Figura 1 Perfiles de ISSR detectados con el iniciador (AC)8YG en 19 poblaciones de chile habanero (Capsicum chinense Jacq.) en gel de agarosa al 2 %. El carril M corresponde a la escalera molecular. 

Cuadro 3 Parámetros de diversidad genética en germoplasma de chile habanero (Capsicum chinense Jacq.) con tres iniciadores ISSR.  

PLP (%) NLP Na Ne He I Hs Nm Gst
98 3 2 1.7 ± 0.02 0.40 ± 0.01 0.59 ± 0.01 0.39 10.57 0.045

PLP: porcentaje de loci polimórficos, NLP: número de loci polimórficos, Na: número de alelos observados, Ne: número de alelos esperados, He: heterocigosidad esperada (Índice de Nei, 1973), I: índice de diversidad de Shannon, Hs: heterocigosidad intrapoblacional, Nm: flujo génico, Gst: coeficiente de diferenciación genética.

Con el mismo tipo de marcador SSR, también se han reportado estudios de diversidad genética entre diferentes especies de Capsicum; por ejemplo, Dhaliwal et al. (2014), en 64 accesiones de tres especies de Capsicum de la India (C. annuum, C. Chinense y C. frutescens) utilizaron 27 loci SSR y obtuvieron 75 alelos en total y 2.78 alelos por locus. Por su parte, Hanáček et al. (2009) analizaron 41 accesiones de diferentes tipos de C. annuum de la India con 8 loci SSR y reportaron 28 alelos en total, 3.5 alelos por locus, con 62.5 % de loci polimórficos. Ibiza et al. (2012) observaron un promedio de 14.5 alelos por locus con 10 loci SSR en 270 poblaciones de la región de los Andes pertenecientes a cinco especies de Capsicum (C. annuum, C. chinense, C. frutescens, C. baccatum y C. pubescens). En general, los diferentes estudios sugieren que el uso de un mayor número de iniciadores no implica encontrar un mayor número de alelos por locus. Lo anterior refuerza la importancia de usar marcadores moleculares específicos que permitan identificar mayor polimorfismo dentro y entre las poblaciones bajo estudio.

La heterocigosidad esperada (He) en poblaciones de chile habanero fue de 0.40. Al respecto, diversos estudios reportan mayor He con microsatélites (SSR) en poblaciones silvestres de chile (C. annuum var. grabiusculum), cuyos valores de He (0.47 a 0.78) superan los de chiles cultivados (C. annuum L.) que varían entre 0.42 y 0.59 (Hernández, 2014; Nicolaï et al. 2013; Pacheco-Olvera et al., 2012).

El índice de diversidad de Shannon (I) en el germoplasma de chile habanero analizado fue de 0.59 (Cuadro 3), el cual indica una diversidad intermedia entre las poblaciones de chile habanero estudiadas. Los resultados del presente estudio superan el valor de 0.33 reportado por Lijun y Xuexiao (2012), en el cual incluyeron las cinco especies domesticadas de Capsicum (Hanáček et al., 2009). Al respecto, Dawson et al. (1995) indican que el índice de diversidad de Shannon no es sensible a efectos del sesgo causado por la incapacidad de detectar a heterocigotos.

Diferenciación genética en las poblaciones

Los valores del índice de diferenciación genética (Gst) indican la proporción de la diversidad genética entre las poblaciones involucradas (Sounigo et al., 2005). La diferenciación genética entre las poblaciones de chile habanero de la Península de Yucatán y Tabasco resultó baja (Gst = 0.045), lo que indica que las poblaciones están poco diferenciadas, y que la mayor proporción de la diversidad genética (95.5 %) está representada dentro de las poblaciones de chile habanero (variación intra-poblacional) (Cuadro 3). Eguiarte et al. (2015) mencionan que, desde el punto de vista molecular, se esperarían bajos valores de diversidad genética de una pequeña muestra de la población que proviene de una reducida distribución geográfica de un material endémico. Lijun y Xuexiao (2012) observaron valores de Gst = 0.17 en cinco especies de Capsicum, mientras que Oyama et al. (2006) reportaron un valor de Gst de 0.32 en C. annuum (chile Serrano, Jalapeño y Morrón) del noroeste de México, el cual supera por mucho al encontrado en esta investigación con C. chinense.

De los resultados mencionados, se puede establecer que hay mayor diferenciación entre poblaciones que pertenecen a diferentes tipos de chile que entre poblaciones que corresponden a un mismo tipo de chile y de una región en particular, como es el caso del chile habanero. Al respecto, Lijun y Xuexiao (2012) y Oyama et al. (2006) mencionan que estos resultados están influenciados por el tipo de marcador utilizado, número de muestras analizadas, origen de las muestras, y por los diferentes tipos de chiles analizados y reportados en la literatura. En las poblaciones estudiadas de chiles habanero se encontró baja heterocigosidad intrapoblacional (Hs = 0.39) lo que indica moderada variabilidad genética en las poblaciones.

La baja diferenciación genética observada entre poblaciones de chile habanero se explica por el elevado flujo génico (Nm = 10.57) detectado entre las 60 poblaciones analizadas. Lo anterior indica que existen al menos 10 individuos migrantes en los materiales analizados. Estos resultados se explican en parte por las altas tasas de polinización cruzada que se reportan en C. chinense (Corona-Torres et al., 2000), lo cual depende en gran medida de la biología floral, la temperatura y la presencia de insectos polinizadores (abejas principalmente), durante la etapa de floración. También contribuyen a la baja diferenciación genética otros factores como la anatomía de la planta, barreras geográficas, expresión genética e interacción genotipo-ambiente (Eguiarte et al., 1993).

Relación genética interpoblacional

Con base en el análisis de componentes principales (ACP), los tres primeros componentes explicaron el 62.24 % de la variación genética total observada. El CP1 contribuyó con el 43.4 % de la variación total, mientras que los CP2 y CP3 aportaron el 11 y 7.9 % de la variación total acumulada, respectivamente (Cuadro 4). La variación observada en los primeros tres componentes concuerda con la baja estructura genética encontrada en las poblaciones estudiadas. Valores inferiores fueron reportados por Contreras et al. (2011) en chile poblano y ancho (C. annum L.), así como Toledo-Aguilar et al. (2016) con chile ancho (C. annum L.). Sus valores explicaron el 50.5 % de la variación total observada, con 10 componentes principales, para lo cual usaron marcadores microsatélites (SSR).

Cuadro 4 Valores propios, proporción de varianza explicada y varianza acumulada a partir de la matriz de correlaciones de los 32 alelos de tres iniciadores ISSR en 60 poblaciones de chile habanero (Capsicum chinense Jacq.). 

Componentes Valores propios % Varianza % Var. Acumulada
1 26.0 43.4 43.4
2 6.6 11.0 54.3
3 4.7 7.9 62.2

Con base en un plano cartesiano generado por los componentes principales CP1 y CP2 (Figura 2) el germoplasma evaluado se integró en tres grupos (I, II, III) y siete poblaciones (H262, H224, H504, H448, H458, H497 y H449) quedaron en forma independiente. El grupo I, integrado por 29 poblaciones, de las cuales el 65 % son originarias del estado de Yucatán, 13 % de Tabasco, 10 % de Campeche y 6 % de Quintana Roo. El grupo II se constituyó por ocho poblaciones, de las cuales seis (75 %) son originarias del estado de Yucatán, una (12.5 %) de Tabasco y una (12.5 %) de Campeche. El grupo III quedó conformado por 16 poblaciones, la mayoría de estas provenientes de Yucatán (62 %) y el resto de Tabasco (16 %), Quintana Roo (16 %) y Campeche (16 %).

Figura 2 Dispersión de 60 poblaciones de chile habanero con base en los dos primeros componentes principales (CP1 y CP2) obtenidos de 32 alelos con tres iniciadores ISSR. 

Con base en el ACP de las 60 poblaciones evaluadas se puede establecer que el germoplasma de chile habanero ha migrado de Yucatán a las otras áreas de colecta. Esta migración es posible que se haya dado por semilla y por plántulas transportadas de Yucatán a Quintana Roo y Campeche principalmente, por lo que estas poblaciones están genéticamente más relacionadas dentro de grupos. Resultados similares fueron reportados por McLeod et al. (1982) con isoenzimas, quienes sugirieron que una mayor proporción del género Capsicum surgió de la parte central del sur de Bolivia, con una subsecuente migración hacia los Andes y a las tierras bajas del Amazonas.

Análisis de similitud

Los resultados del análisis de agrupamiento por el método de UPGMA con las 60 poblaciones de chile habanero (Figura 3) se complementan con el ACP. El método UPGMA mostró tres grupos bien definidos (Grupos 2, 3 y 4) y tres grupos independientes (Grupos 1, 5 y 6). El grupo 2 se integró por tres subgrupos bien diferenciados, donde sobresale el subgrupo integrado por dos poblaciones (H247 y H281) originario del estado de Yucatán, y que se separan del resto del grupo 2. También se observó que dentro del grupo 2, las poblaciones de Yucatán H249 y H261 son idénticas genéticamente entre sí. Esto puede estar relacionado con el sistema informal de semillas que usan los agricultores para satisfacer sus necesidades para la siembra, el cual constituye un sistema dinámico muy importante para mantener la diversidad que cultivan los agricultores de subsistencia (Poudel et al., 2015). El movimiento de semilla se da principalmente entre familiares, conocidos, etc., por lo que una variedad puede ser desplazada de una región a otra (Hodgkin et al., 2007). Sobresale el grupo 4, por ser el único grupo que se integró con poblaciones de Yucatán (H495, H502, H504 y H512) y que se separa del resto de los grupos, lo que indica mayor diferenciación genética de este grupo.

Figura 3 Dendrograma jerárquico con el método UPGMA que representa el agrupamiento genético de 60 poblaciones de chile habanero recolectadas en la Península de Yucatán y Tabasco. 

Las poblaciones H224 originaria del estado de Campeche (grupo 1), H262 originaria del estado de Quintana Roo (grupo 5) y H458 del estado Yucatán (grupo 6) se agruparon de forma independiente, las cuales presentaron la mayor diferenciación genética entre el germoplasma estudiado del chile habanero, lo que es indicativo que la diversidad se está generando entre los estados de la Península de Yucatán y en particular en mayor grado dentro del estado de Yucatán; es decir, el flujo de genes entre estas poblaciones es limitado debido al aislamiento geográfico de las áreas donde se cultiva cada población. Resultados similares fueron reportados por Naino Jika et al. (2017) quienes encontraron un reducido flujo de genes entre variedades criollas manejadas por diferentes grupos étnicos en África.

Con base en el ACP y análisis de agrupamiento con ISSR, se puede señalar que la diversidad en chile habanero en general no se asocia con el lugar de origen de las poblaciones (Cuadro 1), lo cual coincide con lo obtenido por Lijun y Xuexiao (2012), quienes estudiaron la variabilidad genética en cinco especies de Capsicum con 15 iniciadores ISSR (entre ellos AC8YG, utilizado en el presente estudio), donde concluyeron que el agrupamiento jerárquico no se asoció con el sitio de origen de las variedades estudiadas. De la misma forma, no se encontró relación entre el color del fruto y la diversidad observada a nivel de marcadores moleculares. Por otro lado, la mayoría de las poblaciones de Campeche y Quintana Roo, y todas las de Tabasco (H281, H282, H283, H289, H291, H295 y H532) quedaron integradas genéticamente con las poblaciones de Yucatán, lo cual sugiere que se originaron a partir de éstas. Las diferentes condiciones ambientales y de manejo han generado ciertos cambios fenotípicos entre las poblaciones que salieron de Yucatán, pero no se detecta una fuerte diferenciación genética entre ellas.

Conclusiones

La diversidad genética en las poblaciones de chile habanero colectadas en la Península de Yucatán y Tabasco es relativamente alta. El germoplasma de chile habanero muestra mayor variación genética dentro de las poblaciones que entre ellas y se presenta alto flujo génico entre las poblaciones. Las poblaciones de chile habanero del estado de Yucatán presentan la mayor variación genética, lo cual confirma al estado de Yucatán como centro de dispersión de chile habanero en el sureste mexicano. No se encontró relación entre la diversidad genética observada y el lugar de origen de las poblaciones.

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Recibido: 10 de Abril de 2017; Aprobado: 23 de Mayo de 2018

*Autor para correspondencia (luis.latournerie@itconkal.edu.mx)

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