Artículos científicos

 

Aprovechamiento de los ambientes reducidos para la producción de organismos acuáticos susceptibles a cultivo, para el consumo humano

 

Reduced environments for production of culture susceptible aquatic organisms for human consumption

 

Patricia Edurne Sánchez Meza* Jorge Romero Jarero** Pilar Negrete Redondo* Roxana López Simeon* Aída Malpica Sánchez*

 

* Universidad Autónoma Metropolitana–Xochimilco, Calz. del Hueso 1100, Colonia Villa Quietud, Coyoacán, México, D.F, 04960, Tel.: 5483–7000 ext. 3076.

** Instituto de Ciencias del Mar y Limnología, Universidad Nacional Autónoma de México, 04510, México, D.F., Tel. 5622–5694.

 

Recibido el 21 de junio de 2007
Aceptado el 9 de septiembre de 2008.

 

Abstract

Anoxic sediments favor sulfate reducing bacteria proliferation, main characteristic of reduced environments, which are used for crustaceous culture. In Mexico, it has been reported the presence of anoxic sediments in the channels of Xochimilco, reduced environment that could be used for culture of organisms, like crayfish (Cambarellus montezumae). The aim of this study was to prove that reduced environments can be used for the production of culture susceptible aquatic organisms for human consumption. Apatlaco and Cuemanco channels are characterized as reduced environments, its water and sediment physicochemical parameters were evaluated; heavy metals in sediment and organisms were assessed; presence and sanitary quality of crayfish was proven, through qualitative and quantitative analysis of its bacteria charge; nutritional quality of crayfish was determined, by proximal chemical analysis. It was proven that the channels of Xochimilco fulfill the reduced environment characteristics, presence of crayfish C. montezumae in these channels was verified, it was shown that the levels of heavy metals and bacteria charge recorded, do not exceed the maximum allowed limits for edible crustaceous, important protein source for human consumption. Based on the previous, it is affirmed that reduced environments can be used for culture of edible aquatic species.

Key words: reduced environments, sulfate reducing, Xochimilco channels, Cambarellus Montezumae, human consumption, aquaculture.

 

Resumen

Los sedimentos anóxicos propician proliferación de bacterias sulfato–reductoras, característica principal de los ambientes reducidos, que se aprovechan para el cultivo de crustáceos. En México se ha notificado presencia de sedimentos anóxicos en los canales de Xochimilco, ambiente reducido, que podrían aprovecharse para el cultivo de organismos, como el acocil (Cambarellus montezumae). El objetivo del presente estudio fue probar que los ambientes reducidos pueden ser útiles para la producción de organismos acuáticos susceptibles de cultivo, y además, para consumo humano. Se caracterizaron los canales Apatlaco y Cuemanco como ambientes reducidos, se evaluaron parámetros fisicoquímicos del agua y sedimento; se determinaron metales pesados en sedimento y organismo; se comprobó la presencia y calidad sanitaria del acocil, a través de los análisis cualitativo y cuantitativo de su carga bacteriana; se determinó la calidad nutrimental de los acociles por medio de análisis químico proximal. Se probó que los canales de Xochimilco cumplen con las características de ambiente reducido, en el que se comprobó presencia del acocil (C. montezumae). Se demostró que los niveles de metales pesados y carga bacteriana registrados no superan los límites máximos permisibles para crustáceos comestibles, fuente importante de proteínas para el consumo humano. Con base en lo anterior se afirma que los ambientes reducidos pueden ser aprovechados para el cultivo de especies acuáticas comestibles.

Palabras clave: ambientes reducidos, sulfato–reductoras, canales de Xochimilco, Cambarellus Montezumae, consumo humano, acuacultura.

 

Introducción

Los llamados ambientes reducidos acuáticos presentan características que facilitan la obtención de productos de origen acuícola para consumo humano; entre ellas se consideran la presencia de bacterias sulfato–reductoras y sulfato–oxidativas en los sedimentos anóxicos.¹ Estos microorganismos regulan la incidencia de radiación ultravioleta; asimismo, son eficientes e imprescindibles en la reutilización de nutrimentos orgánicos como nitratos, fosfatos y sulfatos.^2–4 Cuando los nutrimentos se disuelven, propician el crecimiento de algas y de especies acuícolas que ahí se cultivan.^5,6 La ausencia de factores de estrés como antibióticos, desinfectantes, pesticidas y fertilizantes en este tipo de ambientes, permite que se les considere lugares propicios para cultivar organismos acuáticos.^7,8

Los ambientes reducidos acuáticos son aprovechados en todo el mundo para la producción de diversas especies de crustáceos, como el cangrejo (Astacus leptodactylus), que se exporta de Turquía al oeste de Europa.⁹ En Australia se cultivan peneidos en granjas naturales con ambientes reducidos, utilizando microorganismos eficientes y materia orgánica en descomposición en los sedimentos, como alimento para los organismos;¹⁰ estas granjas presentan problemas de descargas de aguas residuales, por lo que se instrumenta la adición de sedimento en los embalses naturales para que los microorganismos activen los nutrimentos orgánicos y el agua pueda ser reutilizada.^11,15

Los canales de Xochimilco pueden considerarse ambientes reducidos, ya que presentan características importantes, como eutroficación, presencia de bacterias sulfato–reductoras y proliferación de algas, pero aún no se utilizan con el fin de obtener producciones acuícolas, su principal uso es la extracción de agua y del sedimento de los canales, para el riego de plantas y el cultivo de flores y hortalizas.¹² La UNESCO¹³ define en Xochimilco dos tipos de asentamientos humanos: urbana y agrícola; en este contexto, la Norma Oficial Mexicana–127 (NOM–127)–Secretaría de Salubridad y Asistencia,¹⁴ establece los mismos rubros (agrícola y urbano) para embalses naturales, ello propicia dos fuentes diferentes de contaminantes de acuerdo con su uso.

Los canales de Xochimilco presentan especies nativas de importancia biológica y comercial, como el charal blanco (Chirostoma jordani), el pez amarillo (Girardhynichtys viviparus), el ajolote (Ambystoma mexicanum) y el acocil (Cambarellus montezumae). La capacidad de adaptación del C. montezumae le ha permitido sobrevivir a los cambios ambientales de su hábitat hasta las condiciones actuales de ambiente reductor, por lo que se considera como organismo viable de cultivo en los ambientes reducidos que presentan los canales de Xochimilco.

En términos generales, los ambientes reducidos acuáticos para aprovecharse en la acuicultura, deben cumplir con lo reglamentado en la NOM–022–Pesca,¹⁵ que establece las regulaciones de higiene y control, así como la aplicación del sistema de análisis de riesgos y control de puntos críticos en las instalaciones y procesos de las granjas acuícolas; sin embargo, en la legislación mexicana no aparecen normas que establezcan límites en los niveles de contaminación que afecten la salud del consumidor del C. montezumae; tampoco cuentan con la normatividad necesaria con respecto a la calidad sanitaria del acocil extraído del canal. Por último, las normas mexicanas no toman en cuenta los ambientes reducidos acuáticos para la producción acuícola, a pesar de las ventajas ya descritas.

Con base en lo anterior, el objetivo de este estudio fue probar que los ambientes reducidos pueden ser aprovechados para la producción de organismos acuáticos viables al cultivo y con interés para el consumo humano.

 

Material y métodos

La selección de las zonas de muestreo se efectuó con base en las actividades antropogénicas que se desarrollan en los canales; es decir, debían tener una zona con actividades agropecuarias (zona agrícola) y otra con asentamientos humanos (zona urbana) dentro de su afluente principal. Siguiendo estos criterios, se ubicaron los canales de Apatlaco y el antiguo canal de Cuemanco (Figura 1); el muestreo en ambos canales fue sincrónico durante octubre de 2006.

La temperatura del agua se midió a 15 cm de profundidad con termómetro de cubeta;*¹⁶ el pH con un potenciómetro Hannan,**¹⁷ el oxígeno disuelto con un oxímetro*** y la turbidez con un disco de Secchi.† El agua de los canales se recolectó en bolsas estériles,‡ con tiosulfato de sodio, a 15 cm de la superficie.

De cada zona se extrajo 1 kg de sedimento con una draga tipo Ekman,° a 10 cm de profundidad; de estas muestras se extrajeron 10 mL de sedimento con jeringas estériles y se colocaron en bolsas con tiosulfato de sodio, ambas muestras se empacaron a 4°C^16,18 y se trasladaron al Laboratorio de Micropatología Acuática, de la Universidad Autónoma Metropolitana–Xochimilco.

Los acociles se recolectaron al azar con una red de cuchara de 70 cm de diámetro y 0.5 pulgadas de abertura de malla,¹⁹ se efectuó el mismo esfuerzo de captura en cada zona.²⁰

Para determinar la actividad de las bacterias sulfato–reductoras en el sedimento, un gramo de cada muestra se homogeneizó en 99 mL de agua destilada estéril, se efectuaron diluciones a la décima desde 10^–2 a 10^–8; se inoculó 1 mL de cada dilución (10^–4, 10^–6 y 10^–8) en tubos de Vanille,* por duplicado, previamente preparados con 4 mL de agar nutritivo, más 1 mL de la mezcla de cisteína y sal de Mohr. Una vez inoculados, los tubos fueron sellados con parafina, se incubaron a temperatura ecológica durante 24 h, y se contaron las colonias negras.²¹

Para medir la actividad de las bacterias sulfato–oxidativas, se efectuaron titulaciones cada tercer día durante octubre y noviembre de 2006, con una pipeta automática se extrajo 1 mL de cada dilución 10^–4, 10^–6 y 10^–8 (previamente preparadas) y se depositaron en matraces de 250 mL, se añadió 1 mL de ácido sulfúrico concentrado y almidón al 2%, se tituló con 2 mL iodo–yoduro, finalmente se graficó el gasto de yodo durante el tiempo que se efectuó la valoración, medido en días.

De las diluciones anteriormente efectuadas se extrajeron 100 uL de cada una, y se sembraron, con una varilla de vidrio acodada, en placas de agar de eosina azul de metileno (EMB), Salmonella–Shigella (S–S) e infusión cerebro–corazón (BHI), por duplicado; posteriormente se incubaron a 34°C durante 24 h. Después se registró el número de unidades formadoras de colonias por mililitro²² (ufc/mL). De los frascos del homogeneizado original, nuevamente se extrajeron 1 000 μL de cada muestra y se sembraron en tubos con tapón de rosca de baquelita, con los medios de enriquecimiento de caldo de tetrationato, al que se le agregaron 1 000 uL de iodo–yoduro, agua peptonada y caldo lactosado, y se incubaron a 35°C durante 24 h. Posteriormente, 100 μL de los medios inoculados se sembraron en placas con medios de agar específicos de S–S, TCBS y EMB, respectivamente, por duplicado, y se incubaron nuevamente a 35°C durante 24 h. Después de resiembras sucesivas en placas con agar nutritivo, se obtuvieron cepas puras, lo cual se estableció por la homogeneidad de las colonias, que se confirmó por observación de morfología celular homogénea, con microscopio de contraste de fases. Se efectuó tinción de gram a cada una de las cepas.¹⁶ Se registró la morfología de caja de las colonias ya puras y se efectuó la identificación presuntiva, aplicando los criterios de Merck.²³ Por último, se confirmó la identificación de las cepas gramnegativas con el sistema API–20E y API–20NE.^24,25

De los 237 acociles recolectados, 30 g se destinaron para la determinación de metales pesados totales en acocil; además, un kilo de sedimento de cada punto del muestreo se usó para la determinación de metales pesados biodisponibles; ambas muestras se secaron, molieron y se realizaron extracciones metanólicas que se analizaron con un espectrómetro de absorción de plasma con sistema de reacción octapolar,** en el Laboratorio de Análisis Fisicoquímicos, del Instituto de Ciencias del Mar y Limnología de la Universidad Nacional Autónoma de México.

Se efectuó el análisis químico proximal a los acociles recolectados, 25 g, utilizando los organismos completos, incluyendo el exoesqueleto; estos organismos fueron secados, molidos y se efectuaron las técnicas de la AOAC26 para la obtención de proteína, grasas, ceniza y fibra; estos análisis se efectuaron en el Laboratorio de Análisis Bromatológico de la Universidad Autónoma Metropolitana–Xochimilco.

 

Resultados

Se establecieron el canal Apatlaco y el antiguo canal de Cuemanco como áreas de muestreo, en los cuales se ubicaron dos zonas, distribuidas a lo largo del canal: agrícola y urbana (Figura 1), se registró la presencia de acocil sólo en la zona agrícola de Cuemanco.

En las zonas urbana de Cuemanco y agrícola y urbana de, Apatlaco se registraron temperaturas de 20°C en agua, y en la zona agrícola de Cuemanco, 19.2°C. El pH del agua se registró dentro del intervalo de 6.5–7.3 en las cuatro zonas. En la zona urbana de Cuemanco y agrícola y urbana de, Apatlaco se registraron 40.5–45.0 mg/mL de oxígeno, y 53 mg/mL en la zona agrícola de Cuemanco . En las tres primeras zonas se midieron 40 cm de turbidez, y 20 cm en la otra zona de Cuemanco (Cuadro 1).

La actividad de las bacterias sulfato–reductoras se presentó 10 h después de inocular los tubos de Vani–lle; en la zona agrícola de Cuemanco se registraron 3 × 10⁶ unidades formadoras de colonias por gramo de peso húmedo (ufc g sed h); en la zona urbana de Cuemanco , 1 × 10⁶ ufc g sed h; en Apatlaco la actividad se presentó 30 h después de depositar el inóculo, en la zona agrícola se registraron 2 × 10⁶ ufc g sed h y en la zona urbana, 8 × 10⁴ ufc g sed h. La actividad de las bacterias sulfato–oxidativas en el canal de Cuemanco se mantuvo constante, el gasto de yodo–yoduro se registró dentro del intervalo de 0.15–0.20 mL; en el canal de Apatlaco el gasto de yodo–yoduro fue de 0.1–0.3 mL (Figuras 2–3) [1, 2 y 3].

Únicamente se encontraron acociles en la zona de agrícola de Cuemanco, en donde, se recolectaron 237 organismos, de los cuales 63% eran juveniles y el resto adultos; las hembras con bolsa abdominal de huevecillos se regresaron al canal con el fin de preservar la especie. Los juveniles que se recolectaron tenían tallas de 0.5 a 2.5 cm y peso desde 0.05 a 0.3 g. Los adultos tuvieron tallas desde 2.6 cm hasta 4.7 cm y peso de 0.5 hasta 1.3 g.

El resultado del conteo de ufc/mL en placas de BHI, EMB y S–S, de las muestras de agua, sedimento y acocil en ambas zonas de Cuemanco y Apatlaco en Xochimilco se registró en el Cuadro 2.

En las muestras de agua de la zona agrícola de Cuemanco se identificaron: Aeromonas caviae, Aeromonas sobria, Aeromonas hydrophila y Vibrio fluvialis, mientras que en sedimento se identificaron: A. hydrophila; en el acocil colectado en esta zona se identificaron 11 especies: Salmonella pullorum, Hafnia alvei, Serratia sp, Ser. marcences, Pseudomonas diminuta, A. hydrophila, A. sobria, A. caviae, V. cholerae El Tor, V. fluvialis, Acineto–bacter haemolyticus (Cuadro 3). En la muestra de agua de la zona urbana de Cuemanco, se encontraron las enterobacterias Pasteurella sp, P. putida y P. cepacia; en la muestra de sedimento se identificaron dos especies: Escherichia coli y A. hydrophila (Cuadro 3). En la muestra de agua de la zona agrícola de Apatlaco se identificó A. caviae, A. hydrophila, Enterobacter cloacae, Pseudomonas sp y Agrobacter radiobacter; en el sedimento de la misma zona se aislaron e identificaron A. hydrophila y E. coli, (Cuadro 3). En la zona urbana del canal de Apatlaco se aislaron cepas de las cuatro principales familias de patógenos: Enterobacteriaceae, Pseudomonadaceae, Aeromonadaceae y Vibrionaceae. En el agua de esa zona se identificaron: A. hydrophila, Salmonella sp, E. aerogenes, Pseudomonas sp y V. parahemolyticus; en el sedimento se identificaron: E. coli, P. diminuta, P. aeru–ginosa y V. algionolyticus (Cuadro 3).

La determinación de los metales pesados biodisponibles en el sedimento de las cuatro zonas, indicó presencia de 13 diferentes metales, Cr³⁺, Ni²⁺, Cu²⁺, Zn²⁺, Cd²⁺, Pb⁴⁺, Hg²⁺, Fe²⁺, Al³⁺, Ba²⁺, V⁵⁺, Co²⁺ y Ag¹⁺ (Cuadro 4). La concentración de metales pesados totales determinados en el acocil (C. montezumae), fueron similares a las que se presentaron en sedimento, entre éstos destacan: aluminio, 255 330 mg/ kg; hierro, 126 mg/kg; zinc, 75 mg/kg; cobre, 50 385 mg/kg; y bario, 33 222 mg/kg (Cuadro 5).

El resultado del análisis químico proximal efectuado en los acociles recolectados, en base seca, registró, 62.12% en proteínas totales; 6.27% en grasa; 16.93%; en cenizas; y 7.90% en fibra (Cuadro 6).

 

Discusión

Las algas filamentosas que se hallan en la zona agrícola de Cuemanco invaden el cuerpo de agua, impiden el paso de la luz e incrementan la concentración de oxígeno;^27,28 ello no ocurre en las otras zonas de muestreo.

Los sedimentos en ambas zonas de Cuemanco, presentan condiciones reductoras que, según Ramos–Bello et al.,²⁹ se deben al pH alcalino, que disminuye la aereación y la permeabilidad de los suelos. En estas condiciones reductoras la actividad de las bacterias sulfato–reductoras registraron los niveles más altos, ello concuerda con los trabajos de Madigan³⁰ y Postgate,²¹ quienes mencionan que la mayor concentración de bacterias sulfato–reductoras se halla en sedimentos reducidos. La actividad de las bacterias sulfato–oxidativas ocurre cuando el pH de la zona óxica del cuerpo de agua es neutro, este fenómeno se presentó en los canales de Xochimilco, ya que el pH registrado en el agua concuerda con lo establecido,³¹ lo que induce las reacciones de oxidación del sulfuro procedente del sedimento anóxico.³⁰

En los ambientes acuáticos de Xochimilco, todas las muestras recolectadas superaron los límites máximos permisibles por la Norma Oficial Mexicana (NOM–004) de la Secretaría del Medio Ambiente y Recursos Naturales,³² al registrarse intervalos entre 3 × 10¹³ ufc/mL y 9 × 10¹³ ufc/mL de coliformes fecales y Salmonella sp; sin embargo, esto no es determinante para desechar esta zona como un sistema potencial para la producción acuícola, ya que se ha comprobado que no existen diferencias significativas en cuanto a la cantidad de ufc/mL aisladas en peces extraídos de zonas contaminadas con alto contenido bacteriano, en comparación con peces extraídos de sistemas controlados y con bajo contenido bacteriano, en virtud de que estudios específicos revelan que diversidad de bacterias pueblan la superficie de las branquias.^33,18

A pesar de tener importante carga bacteriana y diversidad de especies registradas en acocil, éstas no se han registrado como patógenos para el C. montezumae, posiblemente debido a que éste posee un sistema de inmunidad natural contra bacterias de las familias Aeromonadaceae, Pseudomonadaceae, Vibrionaceae y Enterobacteriaceae.^34–36 La presencia de Pasteurella sp en muestras de agua, en la zona urbana de Cuemanco , no significa ningún riesgo para el acocil ni para su consumidor, debido a que estas bacterias forman parte de la flora normal del tracto respiratorio y gastrointestinal de muchos organismos acuáticos.³⁷

El hecho de aislar en el canal de Cuemanco E. coli, enterobacteria oportunista con patogenicidad potencial,³⁰ indicó el desagüe de aguas residuales de uso doméstico y pecuario, por lo que ese canal recibe mayor descarga de contaminantes por productos de desecho antropogénico.^12,38,39

La actividad agropecuaria que se desarrolla en la zona agrícola de Apatlaco Agrícola, propicia la contaminación fecal del agua, indicada por la presencia de las cepas Agrobacter radiobacter y Enterobacter cloacae, que pertenecen al grupo de las coliformes.³⁰

Según Madigan,³⁰ la presencia de Salmonellla sp y E. aerogenes en agua indica que la contaminación proviene de descargas de aguas residuales, esto ocurre en la zona urbana de Apatlaco , pues tiene cerca asentamientos humanos que liberan desagües directamente al canal y con ello generan un foco de infección. En esta zona se registró presencia de V. parahaemolyticus, patógeno de peces y de humanos.³⁷

Otro aspecto a considerar en los canales de Xochimilco es la presencia de metales pesados; sin embargo, en los registros de las zonas de muestreo no se rebasaron los límites máximos permisibles establecidos por la Norma Oficial Mexicana (NOM–004) de la Secretaría del Medio Ambiente y Recursos Naturales,³² para Cr³⁺, Ni²⁺, Cu²⁺, Zn²⁺, Cd²⁺, Pb⁴⁺ y Hg²⁺. Las bajas concentraciones de estos metales se deben a que las bacterias sulfato–reductoras, al generar sulfuro de hidrógeno, causan la precipitación de los metales solubles e insolubles biodisponibles y los trasforman en compuestos utilizables,^6,30 por lo que ya no se encuentran disponibles en el sedimento. Otro factor importante fue el pH, ya que si éste es mayor de 6.0 y existe un alto nivel de materia orgánica y arcilla, se conserva baja actividad de los iones de los metales en solución.²⁹ Además, no se presentan problemas de toxicidad por un incremento en la disponibilidad de los metales, ya que son casi totalmente adsorbidos, fijados o precipitados al sedimento.²⁹

El Ba²⁺ y Fe²⁺ excedieron los límites máximos permisibles en todas las zonas de muestreo (NOM–12714), pero debido a la actividad de las bacterias sulfatoreductoras, éstas, al producir ácido sulfhídrico, provocan su precipitación, disolviéndolos como sulfitos de metal, por lo que su biodisponibilidad se reduce.^1,40

Aun cuando existen metales pesados en el acocil, cuenta con diversos mecanismos metabólicos mediante los que incorpora y almacena en el exoesqueleto metales pesados (Pb⁴⁺, Cd²⁺, Cu²⁺, Zn²⁺), que utiliza y posteriormente, cuando se satura de ellos, los expulsa.^41–43

Debido al tamaño y características corporales del C. montezumae extraído de ambientes reducidos, éste se puede ingerir en su totalidad, incluido el exoesqueleto, por tal motivo se determinó el contenido proteínico en el organismo completo, esto registró mayor nivel, con diferencia de 45.12%, en comparación con el nivel de proteínas registrado en músculo de acociles cultivados en acuarios (17%),⁴⁴ esta diferencia podría deberse, además, a que los acociles que habitan en ambientes reducidos se alimentan de materia orgánica y de otros invertebrados que son fuente de proteínas.

A pesar de que el ambiente reducido estudiado rebasó los límites máximos permisibles de carga bacteriana y de los metales pesados Fe²⁺ y Ba²⁺, se puede utilizar para la producción de C. montezumae, ya que el acocil no sobrepasó los niveles permisibles de metales pesados que lo podrían haber hecho tóxico; aun cuando éste contiene diversas especies bacterianas; algunas con importancia patogénica no se consideran de riesgo para la salud humana, pues entre los usos y costumbres de los pobladores de la región, principales consumidores de este producto, estos organismos antes de ser comercializados o consumidos son sometidos a dos procesos de desinfección; de cocción con agua hirviendo y asándolos a fuego directo, por medio de los cuales el producto pierde el riesgo de estos microorganismos; además, el acocil, al ser excelente fuente de proteínas, fibra y grasa, es apto para el humano.

 

Referencias

1. WEBB JS, MCGINNESS S, LAPPIN-SCOTT HM. Metal removal by sulphate–reducing bacteria from natural and constructed wetlands. J Appl Microbiol 1998; 84:240–248.        [ Links ]

2. HAACK–SHERIDAN, FOGARTY L R, WEST TG, ALM EW, MCGUIRE JT, LONG DT et al. Spatial and temporal changes in microbial community structure associated with recharge influenced chemical gradients in a contaminated aquifer. Env Microbiol 2004;6:438–448.        [ Links ]

3. ULRICH GA, KRUMHOLZ LE. A rapid and simple method for estimating sulfate reduction activity and quantifying inorganic. Appl Environ Microbiol 1997; 63 (4): 16–27.        [ Links ]

4. JORGENSEN BB. The microbial sulphur cycle. Microbial geochemistry. Oxford: Blackwell Scientific Publications, 1983.        [ Links ]

5. BARG UC. Orientación para la promoción de la ordenación medio ambiental del desarrollo de la acuacultura costera. Roma, Italia: FAO Documentos técnicos de pesca Fisheries Technical 1992;138.        [ Links ]

6. ERLER D, POLLARD P, DUNCAN P, KNIIBB W. Treatment of shrimp farm effluent with omnivorous finfish and artificial substrates. Aquaculture Res 2004;35:816–827.        [ Links ]

7. BACHERE E. Shrimp inmunity and disease control. Aquaculture 2000;191:3–11.        [ Links ]

8. LE MOULLAC G. HAFFNER P. Environmental factors affecting inmune responses in crustacea. Aquaculture 2000;191:121–131.        [ Links ]

9. MUSTAFA MH. The present situation of freshwater crayfish, Astacus leptodactylus (Eschscholtz, 1823) in Turkey. Aquaculture 2003;230:181–187.        [ Links ]

10. OTA H, KINJO S. Nature farming and shrimp production in South America. Seventh International Conference on Kyusei Nature Farming. Proceedings of the conference held at Christchurch; 2002 January15–18; New Zealand Bangkok. New Zealand Bangkok: Asia Pacific Natural Agriculture Network (APNAN), 2003: 226–228.        [ Links ]

11. JACKSON JC, PRESTON N, BURFORD MA, THOMPSON PJ. Manning the development of sustainable shrimp farming in Australia: the role of sedimentation ponds in treatment of farm discharge water. Aquaculture 2003;226:23–34.        [ Links ]

12. JUAREZ–FIGUEROA LA, SILVA–SANCHEZ J, URIBE–SALAS FJ, CIFUENTES–GARCIA E. Microbiological indicators of water quality in the Xochimilco chaneles, Mexico City. Mexico City: Salud Pública de México 2003; 45 (5):389–395.        [ Links ]

13. UNESCO. Proyecto para la identificación participativa de un plan de rehabilitación integral del patrimonio cultural de Xochimilco. México DF: UNESCO, 2005.        [ Links ]

14. DIARIO OFICIAL DE LA FEDERACIÓN, 1996. Norma Oficial Mexicana NOM–127–SSA1994. Salud ambiental, para uso y consumo humano – límites permisibles de calidad y tratamientos a que debe someterse el agua para su potabilización. 18 enero 1996.        [ Links ]

15. DIARIO OFICIAL DE LA FEDERACIÓN, 1995. Proyecto de Norma Oficial Mexicana NOM–022–PESCA–1994. Que establece las regulaciones de higiene y su control, así como la aplicación del sistema de análisis de riesgos y control de puntos críticos en las instalaciones y procesos de las granjas acuícolas. 26 enero 1995.        [ Links ]

16. APHA. Standard Methods for examination of water and waterwasted. 14^th ed. Washington: American Public Health Association, 1992.        [ Links ]

17. RODIER J. Análisis de las aguas. 2^da ed. Barcelona: Omega, 1990.        [ Links ]

18. MACHESKY ML, SLOWIKOWSKI JA, CAHILL RA, BOGNER CW, MARLIN JC, HOLM TR et al. Sediment quality and quantity issues related to the restoration of backwater lakes along the Illinois River waterway. Aquat Ecosystem health Management Soc 2005;8:33-40.        [ Links ]

19. RODRÍGUEZ–SERNA M, CARMONA–OSALDE C. Balance energético del acocil Cambarellus montezumae (Saussure) (Crustacea Astacidae Cambride) pérdida de energía en la tasa metabólica. Universidad y Ciencia 2002; 18 (36):128–134.        [ Links ]

20. DIARIO OFICIAL DE LA FEDERACIÓN. Norma Oficial Mexicana NOM–029–SSA1–1993. Bienes y Servicios. Productos de la pesca. Crustáceos en conserva. Especificaciones sanitarias. 27 febrero 1995        [ Links ]

21. POSTEGATE JR. The Sulphate–Reducing Bacteria. Cambrige: University Press, 1969.        [ Links ]

22. DÍAZ R, GAMANZO C, LÓPEZ GI. Manual práctico de microbiología. Madrid: España: MASSON, 1998.        [ Links ]

23. MANUAL DE MEDIOS DE CULTIVO MERCK. Darmstadt Alemania: Merk KGaA, 1999.        [ Links ]

24. ANALYTICAL PROFILE INDEX. Enterobacteriaceae and other Gram negative Bacteria. 4^th ed. France: BioMe–rioux, 1997.        [ Links ]

25. ANALYTICAL PROFILE INDEX. Enterobacteriaceae and other Gram negative Bacteria. 9^th ed. Paris, France: BioMerioux, 1989.        [ Links ]

26. A.O.A.C. Official methods of analysis. 15^th ed. Washington: Association of Official Agricultural Chemists, 1990.        [ Links ]

27. SMITH MG. Manual of phycology an introduction to the algae and their biology. New York:The Ronald Press company, 1992.        [ Links ]

28. LANDAW M. INTRODUCTION TO AQUACULTURE. NEW YORK: John Wiley & Sons, 1991.        [ Links ]

29. RAMOS–BELLO R, CAJUSTE JL, FLORES–ROMÁN D, GARCÍA–CALDERÓN NE. Metales pesados, sales y sodio en suelos de chinampa en México. Agrociencia 2001;35:385–395.        [ Links ]

30. MADIGAN TM, MARTINKO MJ, PARKER J. Biología de los microorganismos, 8a ed. Madrid: Prentice Hall, 2000.        [ Links ]

31. HÄUBI SC. Teoría Ácido Básico de Stewart: Aplicaciones prácticas de una nueva teoría de la regulación del pH en los sistemas biológicos. México DF: Cigoma, 2004.        [ Links ]

32. DIARIO OFICIAL DE LA FEDERACIÓN. Norma Oficial Mexicana NOM–004–SEMARNAT–2002. Protección Ambiental. Lodos y biosólidos. Eespecificaciones y límites máximos permisibles de contaminantes para su aprovechamiento y disposición final. 15 agosto 2003.        [ Links ]

33. APUN K, YUSOF AM, JUGANG K. Distribution of bacteria in tropical freshwater fish and ponds. Int J Environ Health Res 1999; 9: 285–292.        [ Links ]

34. VÁZQUEZ L, SIERRA C, JUÁREZ S, AGUNDIS C, ZAVALA A, ZENTENO E. Mecanismo de inmunidad en crustáceos. Interciencia 1998; 23:344–348.        [ Links ]

35. DIAS BAINY. Biochemical response in penaeids caused by contaminats. Aquaculture 2000;191:163–168.        [ Links ]

36. RODRIGUEZ J, LE MOULLAC G. State of the art of inmunological tolos and health control of penaeid shrimp. Aquaculture 2000 (191): 109–119.        [ Links ]

37. BROWN L. Acuicultura para veterinarios: Producción y clínica de peces. Zaragoza España: Acribia SA, 2000.        [ Links ]

38. PETERSEN A. DALSGAARD A. Antimicrobial resistance of intestinal aeromonas spp. And enterococus spp. In fish cultured in integrated broiler–fish farms in Thailandia. Aquaculture 2003;219:71–82.        [ Links ]

39. ANGULO F. Agentes microbianos en acuicultura: impacto potencial en la salud pública. Enferm Infecc Microbiol Clin 2000; 20 :217–219.        [ Links ]

40. MONROY M, DÍAZ–BF, RAZO I, CARRIZALES L. Evaluación de la contaminación por Arsénico y metales pesados (Pb, Cu, Zn) y análisis de riesgo en salud en Villa de la Paz–Matehuala, S.L.P. México DF: Instituto de metalurgia Universidad Autónoma de San Luis Potosí, 2002.        [ Links ]

41. AHEARN GA, MANDAL PK, MANDAL A. Mechanism of heavy–metal sequestration and detoxification in crustaceans: a review. J Comp Physiol Biol 2004; 174: 439–452.        [ Links ]

42. MARDSEN ID, RAINBOW PS. Does the accumulation of trace metal in crustaceans affect their ecology– the amphipod example? J Exp Mar Bio Eco 2004; 300: 373–408.        [ Links ]

43. GHERARDI F, BARBARESI S, VASELLI O, BENCINA A. A comparison of trace metal accumulation in indigenous and alien freshwater macro–decapods. Mar Fresh Behav. Physiol. 2001; 35: 179–188.        [ Links ]

44. GIL–SANCHEZ, ALBA–TORCEDOR. Ecology of the native and introduced crayfishes Astropotamobius pallipes and Procambarus clarkii in southern Spain implications for conservation of the native species. Biol Conserv 2002, 105: 75–78.        [ Links ]

 

Notas

* Becton and Dickinson, Estados Unidos de América.

** Nasco Whirl–Pak, Estados Unidos de América.

*** YSI–85, Estados Unidos de América.

† Cole Palmer, Estados Unidos de América.

‡ Nasco Whirl Pak, Estados Unidos de América.

° Cole Palmer, Estados Unidos de América.

* Kimax, Estados Unidos de América.

** Agilent 7500ce series ICP–MS, Estados Unidos de América.