Introducción

La mayoría de los edificios, monumentos arqueológicos y esculturas construidos en roca están en riesgo, no sólo por los daños causados por el paso del tiempo y la exposición a distintas condiciones ambientales (erosión), sino también por las alteraciones producidas por la colonización de organismos y microorganismos (^{De los Ríos y Ascaso, 2008}; ^{Sameño-Puerto y García-Rowe, 1995}).

Una vez que la roca es extraída de la cantera, entra en contacto de forma inmediata con diferentes factores (físicos, químicos y biológicos) que comienzan a actuar sobre ella. La combinación de todos éstos hace que la roca que constituye al monumento se convierta en el hábitat de distintos microorganismos: bacterias, microalgas, hongos, cianobacterias y otros organismos como líquenes, musgos, plantas vasculares, los cuales inducen cambios en la estética del monumento y provocan un conjunto de procesos de alteración mecánica y química más profundos (^{De los Ríos y Ascaso, 2008}; ^{Sameño-Puerto y García-Rowe, 1995}). A estos cambios causados por la actividad metabólica de los organismos, en conjunto, se les denomina “biodeterioro” (^{De los Ríos y Ascaso, 2008}; ^{Kumar y Kumar, 1999}).

Los microorganismos pueden modificar los mecanismos de meteorización química y física de las rocas (^{De los Ríos y Ascaso, 2005}; ^{Warsheid y Braams, 2000}). Se ha estimado que del 20 al 30% del deterioro del material pétreo es el resultado de la actividad biológica (^{Wakefiel y Jones, 1998}). El desarrollo de ciertas especies sobre una superficie en particular es determinado por la naturaleza y propiedades de la misma, componentes minerales, pH, salinidad, contenido de humedad y textura (porosa o lisa), entre otros. También depende de ciertos factores ambientales: temperatura, humedad relativa, condiciones de luz, niveles de contaminación atmosférica, viento y lluvia (^{Kumar y Kumar, 1999}).

Los microorganismos se consideran agentes potenciales del biodeterioro del patrimonio cul-tural, ya que sobre las paredes de muchos monumentos y obras de arte desarrollan biopelículas que se definen como “comunidades estructuradas de microorganismos protegidos por una matriz de exopolisacárido (EPS)”. (^{Gacto y Gacto, 2011}; ^{Guiamet et al., 2008}).

Estas se caracterizan por la heterogeneidad de la comunidad, la diversidad génica y las interacciones entre los organismos y por los diferentes exopolisacáridos producidos (^{Jayakuma y Saravanane, 2010}; ^{Guiamet et al., 2008}; ^{Lasa et al., 2005}). Los EPS (sustancias poliméricas extracelulares) son los principales responsables de la integridad estructural y funcional de las biopelículas y son considerados los componentes clave que determinan las propiedades físico-químicas de éstas. El objetivo de este trabajo fue determinar y caracterizar parcialmente cianobacterias y algas cultivables de biopelículas que crecen sobre monumentos de la zona arqueológica de Malinalco y evaluar su producción de exopolisacáridos y de ficobiliproteínas (^{Tandeau de Marsac, 2003}; ^{De los Ríos y Ascaso, 2005}); ^{De los Ríos y Ascaso, 2008}; ^{Aguilar-Moreno, 2008}).

Material y métodos

Área de estudio. Malinalco es una población situada al suroeste del Estado de México, a 1 740 m s.n.m. cuyas coordenadas son 18° 56’ 54” N y 99° 29’ 41” O, en el Cerro de los Ídolos o Texcaltepec. Es un sitio arqueológico mexica-tenochca que constituye el ejemplo más interesante de arquitectura monolítica prehispánica de grandes dimensiones. La zona arqueo-lógica está conformada por seis monumentos, entre los que destaca el Templo Monolítico tallado directamente en la roca del cerro (^{Aguilar-Moreno, 2008}).

Toma de muestras. Se colectaron diez muestras de biopelículas con la ayuda de una espátula, la fecha de colecta fue en septiembre de 2011. En el Templo Monolítico se colectaron dos muestras, en el monumento II una muestra, en el monumento IV seis muestras y en el monumento VI una muestra; se colocaron en cajas de Petri estériles y se sellaron con papel parafilm para su transporte. En el sitio de colecta se registró la consistencia de cada biopelícula (coriácea o gelatinosa).

Aislamiento y conservación de cultivos monoalgales. Las muestras coriáceas se hidrataron con agua destilada estéril. De cada muestra colectada (de los dos tipos de biopelículas) se sembraron viales de 8 mL con medio BG-11 líquido (^{Rippka, 1988}) y se incubaron a 25 ± 1°C con fotoperiodo de 16:8 h, hasta que se observó crecimiento.

A partir de este material, se realizaron aislamientos sucesivos por estría cruzada en cajas de Petri con medio mineral BG-11 y agar bacteriológico al 1.3%, las cuales se incubaron a 25 ± 1°C con fotoperiodo de 16:8 h (luz: oscuridad), hasta obtener cultivos monoalgales.

Las cepas aisladas se conservaron en medio mineral BG-11 líquido o sólido, con aireación constante (las primeras), iluminación con luz blanca (21.4 μmol fotones m^-2 s^-1) y fotoperiodo de 16:8 h (luz: oscuridad) a 25 ± 1°C.

Determinación taxonómica. Se tomó una alícuota del cultivo de cada una de las cepas obtenidas, se colocó en un portaobjetos y se tiñó con azul de cresil al 1% para observar la presencia de vainas y lugol para evidenciar los gránulos de almidón del cloroplasto que caracterizan a las Chlorophyta. Se observaron en un microscopio óptico Nikon Alphaphot 2 YS2. La determinación se apoyó en los criterios de claves taxonómicas de ^{Wehr y Sheath (2003)}, ^{John et al. (2003)} Komárek y Anagnostidis (2005) y ^{Novelo (2011)}. Los datos relativos a las publicaciones específicas de cada entidad taxonómica se tomaron de ^{Guiry y Guiry (2017)}.

Detección, extracción y caracterización de exopolisacáridos (EPS). La presencia de los EPS en las células de las cianobacterias, se realizó con una tinción diferencial con azul de toluidina (^{Vicente-García et al., 2004}, Ríos-Leal, Calderón-Domínguez, Canizares-Villanueva, & Olvera-Ramírez, 2004).

A partir de los cultivos monoalgales de un mes de crecimiento, se tomaron 150 mL del medio de cultivo y se centrifugaron a 3500 rpm durante 40 minutos para separar la biomasa, al sobrenadante se le adicionaron 300 mL de acetona, y se mantuvo en refrigeración durante 48 horas. Transcurrido este tiempo se centrifugó nuevamente a 3500 rpm durante 40 minutos para obtener los EPS (^{Vicente-García et al., 2004}). Obtenidos los exopolisacáridos se pesaron y se guardaron en refrigeración hasta su análisis.

La cuantificación de carbohidratos totales se realizó mediante el método colorimétrico del fenol-ácido sulfúrico (^{DuBois et al., 1956}).

Extracción y cuantificación de ficobiliproteínas. La extracción se realizó con regulador de fosfatos 100 mM pH 7.4 y se rompieron las células con cinco ciclos de congelación y descongelación, al extracto se le agregó sulfato de estreptomicina al 1% y se refrigeró a 4^oC en oscuridad, posteriormente se centrifugó a 3500 rpm por 30 minutos (^{Gallardo-Casas et al., 2010}). Para calcular las concentraciones de ficobiliproteínas se leyeron las muestras a tres longitudes de onda: 650 nm, 620 nm y 565 nm y los valores se sustituyeron en las fórmulas citadas por ^{Tandeau de Marsac y Houmard (1988)}.

Resultados

Diversidad de Cyanoprokaryota y microalgas

Se determinaron un total de 23 aislados, con base en sus características morfológicas hasta género y/o especie y fueron agrupados en 18 géneros. En la tabla 1 se muestra en que edificios de la zona arqueológica de Malinalco fueron tomadas las muestras y que consistencia tenía la biopelícula. De los 23 taxones, diez son Cyanoprokaryota, más diez distribuidos en los phylum Chlorophyta y Charophyta.

Uno de los taxa (Dicellula sp.) se registra por primera vez en zonas arqueológicas de México.

Tabla 1 Orientación del monumento, consistencia de la biopelícula, color y organismos encontrados en las biopelículas. 

CYANOPROKARIOTA

Clase Cyanophyceae

Orden Oscillatoriales

Familia Cyanothecaceae

Cyanothece (^{Komárek, 1976}).

Cyanothece aeruginosa (Nägeli) ^{Komárek, Archiv für Protistenkunde 118: 119-179, 1976}.

Células unicelulares ovales, solitarias o en pares después de la división celular con los extremos redondeados, células verde oliva, con una vaina delgada, tamaño: 4.5-8.1 µm largo y 4.5- 6.0 µm ancho. Biopelículas coriáceas, color verde oscuro en el Templo Monolítico, ES04, Fig. 1b.

Fig. 1 Cianobacterias aisladas de biopelículas de la zona arqueológica de Malinalco. a: Geitlerinema amphibium; b: Cyanothece aeruginosa; c: Mastigocladus sp; d: Lyngbya truncicola; e: Leptolyngbya sp; f: Leptolyngbya cebennensis; g: Trichocoleus erectiusculus; h: Leptolyngbya carnea; i: Cyanosarcina sp. Barra = 10 µm. 

Clase Cyanophyceae

Subclase Oscillatoriophycidae

Orden Chroococcales

Familia Chroococcaceae

Chroococcaceae (^{Rabenhorst, 1863}).

Cyanosarcina sp. ^{Kovácik, Algological Studies/ Archiv für Hydrobiologie, Supplement, 50-53: 149-190, 1988}.

Formando agregados coloniales 2-16 células ovales o poliédricas de 4.5 - 7.0 µm de diámetro, división en tres planos, sin aerotopos. En biopelículas gelatinosas verdes en Monumento VI, M601, Fig. 1.

Familia Coleofasciculaceae

Coleofasciculaceae (^{Komárek et al., 2014}).

Geitlerinema amphibium (C. Agardh ex Gomont) ^{Anagnostidis, Plant Systematics and Evolution, 164: 33-46, 1989}.

Tricomas rectos y delgados con células cilíndricas, más largos que anchos: 1.0 µm de ancho y 4.0 µm de largo, sin pequeñas constricciones en las paredes transversales, móviles, sin aerotopos, la célula apical redondeada. Con gránulos de cianoficina a ambos lados de la pared. Forman tapetes delgados y en ocasiones filamentos solitarios. Biopelículas coriáceas verde obscuro en Templo Monolítico, ES02 y gelatinosa verde en Monumento IV, M406, Fig. 1a.

Familia Oscillatoriaceae

Oscillatoriaceae (^{Engler, 1898}).

Lyngbya truncicola^{Ghose, Journal of the Linnean Society (Botany), 46: 333-346, 1924}.

Filamentos rectos, con una vaina hialina, los tricomas cilíndricos con células más cortas que anchas: 15.0 µm ancho y 3.0 µm largo, aerotopos de 1-2 por célula, sin constricciones en las paredes, no presentan gránulos cercanos a las paredes, con células necridiales y hormogonios. Se le encuentra formando tapetes sobre el sustrato, en películas gelatinosas verdes, fue localizada en el Monumento IV, M402, M405, Fig. 1d.

Pseudanabaena sp.^{Lauterborn, Verhandlungen des Naturhistorisch-Medizinischen Vereins zu Heidelberg ser., 2 13: 395-481, 1915}.

Filamentos solitarios, formando agregados muy finos, sin ramificación. Células rectangulares a cuadradas, con constricciones conspicuas en las paredes, siempre más largas que anchas: 2.7 µm largo y 1.8 µm ancho, con aerotopos localizados en los extremos de las células. Biopelículas coriáceas verde obscuro, en el Templo Monolítico, ES03.

Orden Synechococcales

Familia Leptolyngbyaceae

Leptolyngbyaceae Anagnostidis & J. Komárek (^{Komárek et al., 2014}).

Leptolyngbya carnea (Kützing ex Lemmermann) ^{Anagnostidis & Komárek, Archiv für Hydrobiologie, Supplement, 80: 327-472, 1988}.

Filamentos delgados, enredados densamente con tricomas rosas-pardo. Tricomas con células isodiametricas de 1.7 µm de ancho y 1.8 µm de largo, no presenta constricciones con vaina gruesa y hialina en las paredes, células con dos gránulos polares y célula apical redondea. En biopelículas gelatinosas verdes en el Monumento IV, M4F12, Fig. 1h.

Leptolyngbya cebennensis (Gomont) ^{I.Umezaki & M. Watanabe, Japanese Journal of Phycology, 42: 175-219, 1994}.

Filamentos más o menos de 3.5 a 4 µm de ancho. Tricomas de color pardo con células cilíndricas de 1.8 µm de ancho y 1.8 µm de largo, célula apical redondeada sin caliptra, sin gránulos en las paredes, con vaina fina y firme. Forma tapetes sobre el sustrato. En biopelículas coriáceas pardo-anaranjadas, en el Templo Monolítico, TM05 y gelatinosos verdes en Monumento IV (M4CD11) Fig. 1f.

Leptolyngbya sp. ^{Anagnostidis & Komárek, Archiv für Hydrobiologie, Supplement, 80: 327-472, 1988}.

Filamentos muy delgados, ondulados a veces rectos y largos con ápices redondeados, presenta una vaina hialina y delgada, células en forma de barril más anchas que largas de 1.8 µm de ancho y 1.4 µm de largo, contenido homogéneo, sin aerotopos. Forma tapetes. En biopelículas gelatinosas verdes en el Monumento IV, M404 Fig. 1e.

Trichocoleus erectiusculus (Starmach) Anagnostidis & Komárek. Anagnostidis, Preslia, Praha, 73: 369, 2001.

Filamentos con uno o varios tricomas, filamento mide 5.5 µm de ancho, vaina hialina, cada tricoma ligeramente constreñido con células más largas que anchas de 2.7 µm de ancho y 6.4 µm de largo, células apicales cónicas. La reproducción por hormogonios. En biopelículas gelatinosas verdes en el Monumento IV, M4CD10, Fig. 1g.

Orden Nostocales

Familia Hapalosiphonaceae

Hapalosiphonaceae (^{Elenkin, 1916}).

Mastigocladus sp. Cohn ex Kirchner in ^{Engler & Prantl, Die natürlichen Pflanzen familien, Leipzig: Wilhelm Engelmann, pp. 45-92. 1898}.

Tricomas uniseriados de forma irregular en espiral con una vaina delgada con ramificaciones verdaderas en forma de T, células de diferentes formas en el mismo tricoma (cortas, alargadas o en forma cilíndrica), tamaño de la célula 20 µm de largo y 7.5 µm de ancho, heterocito intercalar solitario de 10 µm de ancho y 12.5 µm de largo. En biopelículas gelatinosas, color verde oscuro en el Monumento II, M203 Fig. 1c.

Phylum Chlorophyta

Clase Chlorophyceae

Orden Chlamydomonadales

Familia Chlamydomonadales incertae sedis

Graesiella emersonii (Shihara & R.W.Krauss) ^{H. Nozaki, M. Katagiri, M. Nakagawa, K. Aizawa & M. M. Watanabe, Microbial Culture Collection, 11 (1): 11-18, 1995}.

Células de 3-17 µm de diámetro, esféricas a subesféricas, solitarias o agrupadas, cloroplasto inicialmente en forma de banda, más tarde en forma de cinta con fisuras, cubriendo la mayor parte de la célula. Pirenoide rodeado por 2-4 granos de almidón. En biopelículas coriáceas, color verde oscuro en el Templo Monolítico, ES01, Fig. 2g.

Fig. 2 Clorofitas aisladas de biopelículas superficiales de la zona arqueológica de Malinalco. a: Geminella minor; b: Dicellula sp.; c: Gloeocystis vesiculosa d: Chlorokybus sp; e: Gongrosira pseudoprostrata; f: Chlorella vulgaris; g: Graesiella emersonii; h: Zygnema sp.; i: Klebsormidium flaccidum. Barra = 10 µm. 

Clase Chlorophyceae

Orden Sphaeropleales

Familia Scenedesmaceae

Scenedesmaceae (^{Oltmanns, 1904}).

Desmodesmus sp. (R. Chodat) ^{S.S.An, T.Friedl & E.Hegewald, Plant Biology, 1: 418-428, 1999}.

Células elipsoidales u ovales de 4 µm de ancho y 7 µm de largo, con ejes longitudinales paralelos, unicelulares o formando cenobios de 2, 4, 8, 16 células, espinas cortas en las células terminales, cloroplasto parietal con un pirenoide. En biopelículas coriáceas anaranjadas en el Templo Monolítico, TM03.

Clase Chlorophyceae

Orden Sphaeropleales

Familia Radiococcaceae

Radiococcaceae Fott ex P. C. Silva (^{Silva P. C., 1980}).

Gloeocystis vesiculosa Nageli, Schweizerischen Gesellschaft für die Gesammten Naturwissenschaften, 1849.

Colonias esféricas con 2-8 células embebidas en un mucílago. Células elipsoidales, ovoides o más o menos esféricas 4-17 µm, cloroplasto en forma de copa con un pireniode, reproducción asexual por 2,4 u 8 autoesporas en cada esporangio. En biopelículas coriáceas anaranjadas en Monumento IV, M4D9, Fig 2c.

Clase Chlorophyceae

Orden Chaetophorales

Familia Chaetophoraceae

Chaetophoraceae (^{Greville, 1824}).

Gongrosira pseudoprostrata^{L. R. Johnson. Johnson & John, Br. Phycol. J., 27: 153-163, 1992}.

Filamento ligeramente alargado, erguido con ramas muy cortas de 4.0 µm de ancho y 8.0 µm de largo, células cilíndricas, cloroplasto con un pirenoide. En biopelículas gelatinosas, color verde en el Monumento II, M202, Fig. 2e.

Clase Trebouxiophyceae

Orden Chlorellales

Familia Chlorellaceae

Chlorellaceae (^{Brunnthaler, 1913}).

Chlorella vulgaris^{Beyerinck, Botanische Zeitung, 47: 725-739, 741-754, 757-768, 781-785, 1890}.

Células de 1.5- 10 µm de diámetro, esféricas o subesféricas. Cloroplasto en forma de banda o copa, pirenoide esférico o ampliamente elipsoidal rodeado de 2-4 granos de almidón. En biopelículas coriáceas anaranjadas en el Templo Monolítico, TM06, Fig. 2f.

Clase Trebouxiophyceae

Orden Chlorellales

Familia Chlorellaceae

Chlorellaceae (^{Brunnthaler, 1913}).

Geminella minor (Nägeli) ^{Heering, Süßwasserflora Deutschlands, Österreich und der Schweiz. (Pascher, A. Ed.), pp. 1-250. Jena, 1914}.

Filamento multicelular, con una sola hilera de células no ramificado, con vaina mucilaginosa de 2.0 µm de ancho, células cilíndricas de 2.0 µm de ancho y 2 veces más largas que anchas, el cloroplasto en forma de lámina, con un pirenoide. En biopelículas gelatinosas verdes en el Monumento IV, M408, Fig. 2a.

Dicellula sp. Svirenko. ^{Koršikov, Arch. Protistenk. 55: 439-503, 1926}.

Cenobios de 2 células, ovoides de 5.4 µm de diámetro envueltas en un mucílago muy delgado, espinas 4.5 µm de largo curvas y muy delgadas dispersas en la pared celular, cloroplasto parietal con un pirenoide. En biopelículas gelatinosas, color verde oscuro en el Monumento II, M202, Fig. 2b.

Phylum Charophyta

Clase Chlorokybophyceae

Orden Chlorokybales

Familia Chlorokybaceae

Chlorokybaceae (^{Rogers et al., 1980}).

Chlorokybus sp. Geitler, Flora, 136: 1-29, 1942.

Colonias cúbicas de 100 ó más células esféricas, ovoides o elipsoidales, unidas por una matriz mucilaginosa, por lo general, más largas que anchas 9.2 µm de largo y 7.3 µm de ancho, cloroplasto con dos pirenoides uno central con gránulos de almidón, el otro desnudo. En biopelículas coriáceas de color anaranjado en el Monumento IV, M4D10, Fig. 2d.

Clase Klebsormidiophyceae

Orden Klebsormidiales

Familia Klebsormidiaceae

Klebsormidiaceae (^{Stewart y Mattox, 1975}).

Klebsormidium flaccidum (Kützing) ^{P. C. Silva, K. R. Mattox & W. H. Blackwell, Taxon, 21: 639-645, 1972}.

Filamento uniseriado más largo que ancho, sin ramificaciones, células cilíndricas o en forma de barril de 5-8 µm de ancho y 8-16 µm de largo, pared delgada y lisa, cloroplasto parietal con un pirenoide. No hay diferenciación polar. En biopelículas coriáceas anaranjadas en el Templo Monolítico, TM02, Fig. 2i.

Clase Zygnematophyceae

Orden Zygnematales

Familia Zygnemataceae

Zygnemataceae (^{Kürtzing, 1843}).

Zygnema sp. ^{Agardh, Synopsis algarum Scandinaviae, adjecta dispositione universali algarum. pp. [i]-xl, [1]-135. Lundae, ex officina Berlingiana, 1817}.

Filamentos con células cilíndricas cortas o largas, de 6.4 µm de ancho y 18.4 µm de largo, células con septos de paredes planas, con dos cloroplastos axiales, en forma de estrella y un pirenoide central. En biopelículas coriáceas color verde oscuro en el Templo Monolítico, ES05 Fig. 2h.

Detección, extracción y caracterización de polisacáridos

En siete cultivos monoalgales se observó la presencia de exopolisacáridos en alguna de sus formas (tabla 2): cápsula, vaina, mucílago disperso o polisacárido liberado al medio. En la cepa Trichocoleus sp. se encontró una cápsula muy bien definida, pero no se pudo observar si libera exopolisacárido al medio ya que únicamente fue posible cultivarla en medio sólido. Las concentraciones de carbohidratos totales en el EPS liberado en mg/L obtenidas mediante el método colorimétrico del fenol-sulfúrico se presentan en la tabla 2, las de mayor cantidad obtenida fue para Lyngbya truncicola (M402) con 59 mg/L en contraste con Leptolyngbya sp. (M404) con la menor cantidad registrada (7.3 mg/l).

Tabla 2 Tipo de exopolisacáridos observados mediante la tinción con azul de toluidina y concentración de carbohidratos totales. 

Extracción y cuantificación de ficobiliproteínas

En las cepas de cianobacterias aisladas de color pardo se determinaron las concentraciones de ficobiliproteínas presentes en las condiciones en las que fueron cultivadas (tabla 3); las cepas con mayor concentración de ficoeritrina fueron Pseudanabaena sp. (0.7 mg/mL) y Leptolyngbya cebennensis (0.06 mg/mL).

Tabla 3 Proporción de ficobiliproteínas en las cepas de cianobacterias filamentosas aisladas. 

Discusión

De los 23 aislados determinados, las cianobacterias son el grupo más abundante con 13 (57%), siete pertenecen a las clorofitas (30%) y los tres restantes pertenecen a las carofitas (13%). Las cianobacterias filamentosas fueron las mejor representadas.

Los porcentajes de cianobacterias y clorofitas que se informan en este trabajo concuerdan con porcentajes reportados por ^{Smith y Olson (2007)} para algas y cianobacterias creciendo en las paredes de una cueva en Kentucky, E.U.A, entre los que encuentran géneros como Leptolyngbya, Cyanothece, Chlorella y Lyngbya.

Por otro lado, ^{Novelo y Ramírez (2006)}, en un trabajo realizado en monumentos mayas de roca caliza en Palenque, encontraron cinco formas básicas de crecimiento (mucilaginoso, costrosos, irregulares, lisos y polvoriento), cada uno compuesto por diferentes especies y varios géneros de clorofitas; mientras que en este trabajo solamente se encontraron dos formas de crecimiento: mucilaginosos y costrosos.

Aunque la zona arqueológica de Malinalco está construida con toba volcánica, de las biopelículas encontradas se aislaron especies que coinciden con las halladas en biopelículas que se desarrollan en materiales diferentes: como las biopelículas verdosas de las paredes graníticas de monumentos del noreste de España (^{Noguerol-Seoane y Rifón-Lastra, 1996} y ²⁰⁰⁰), en donde se encontraron Klebsormidium flaccidum y Chlorella vulgaris; en monumentos y obras de arte construidos con diferentes materiales en Italia (^{Tomaselli et al., 2000}), donde fueron halladas Leptolyngbya, Gleiterinema y Chlorella; en monumentos en Serbia (^{Ljaljevic-Grbic et al., 2010}); y en monumentos latinoamericanos de material calcáreo (^{Castañeda et al., 2009}; ^{Gaylarde & Gaylarde, 2000}; ^{Novelo et al., 2011}).

En este trabajo se encontró que la mayoría de los aislados (once) son cianobacterias filamentosas, lo que coincide con los resultados de un estudio realizado en las superficies decoloradas de edificios de cinco países latinoamericanos, Argentina, Bolivia, Brasil, México y Perú (^{Gaylarde y Gaylarde, 2000}); en los que se encontró que el grupo de cianobacterias más representado fue el de Oscillatoriales, lo que también coincide con lo obtenido en el presente estudio, ya que la mayoría de las cepas identificadas pertenecen, o pertenecieron a ese Orden.

Por otra parte, en dos de los monumentos de este estudio fueron encontrados representantes de Leptolyngbya, principalmente en el monumento IV, el cual presentaba un escurrimiento de agua muy importante. ^{Belleza et al. (2003)} trabajaron con dos cepas de este género aisladas de galerías subterráneas romanas y mediante una tinción con azul de alciano pusieron de manifiesto grupos carboxilos en los exopolisacáridos que constituyen a la vaina de dos capas diferentes, en el presente trabajo el colorante que se utilizó para evidenciar la presencia de exopolisacáridos fue el azul de toluidina, que actúa de manera similar que el colorante azul de alciano, poniendo de manifiesto a los grupos carboxilos (-COOH) y fosfatos (PO₄ ^-3) mediante una coloración violeta (^{Vicente-Garcia et al., 2004}); por lo tanto, todas la cepas que presentaron algún tipo de exopolisacárido presentan carboxilos y fosfatos en su estructura.

La capacidad de producir exopolisacáridos se encuentra ampliamente distribuida entre las especies microbianas, especialmente entre los procariotas (^{Sutherland, 2001}). Como ya se ha mencionado, los exopolisacáridos producidos por los microorganismos desempeñan múltiples funciones que generalmente se traducen en beneficio para los mismos, la función más importante es la adhesión a diversas superficies (^{Allison y Sutherland, 1987}) donde colonizan y forman biopelículas (biofilms), que constituyen un entorno dinámico en el que los microorganismos parecen alcanzar un estado de homeostasis y una óptima organización para hacer uso de todos los nutrientes disponibles (^{Sutherland, 2001}), hasta que la biopelícula se rompe y estos organismos se dispersan y colonizan otras partes del monumento. La formación de biopelículas sobre las superficies pétreas que constituyen al patrimonio arquitectónico es uno de los mayores problemas a los que estos están expuestos, ya que las biopelículas confieren a los microorganismos una gran resistencia y son muy difíciles de eliminar con métodos químicos como biocidas, o remover las biopelículas mecánicamente, esto último afectaría mucho más a los monumentos, ya que tendría que rasparse la piedra, lo que conlleva más daño a las estructuras. En este trabajo, la cantidad de exopolisacáridos obtenidos con cultivos de un mes de crecimiento no superó el gramo de peso húmedo en la mayoría de las cepas en las que se observaron EPS, sin embargo, Lyngbya truncicola y Geitlerinema amphibium produjeron más de un gramo (1.3 y 1.27 g/L respectivamente), lo que permite suponer que estas dos cepas son las principales responsables de la formación de la biopelícula en los monumentos de Malinalco. Con respecto a la presencia de ficoeritrina en gran parte de los aislados de cianobacterias, es importante señalar que los que pertenecen a los géneros Lyngbya, Leptolyngbya y Pseudanabaena presentaron una mayor proporción de ficoeritrina (tabla 3); otros autores (^{Belleza et al., 2003}) observaron mediante microscopía óptica células pigmentadas de color rojo de Leptolyngbya debido al alto contenido de ficoeritrina, este dato concuerda con los obtenidos en este trabajo en donde se encontraron cepas de la misma especie con un alto contenido de ficoeritrina. La presencia de pigmentos accesorios como la ficoeritrina en las cianobacterias es importante, ya que les confiere una ventaja adaptativa para que puedan vivir en condiciones limitadas de luz, por lo tanto, es posible encontrarlas colonizando diversas partes del monumento, incluso en lugares en donde la penetración de luz es mínima como grietas y lugares con mucha sombra (^{Tandeau de Marsac y Houmard, 1988}) o en diferentes zonas de la biopelícula (^{Novelo et al., 2011}).

Conclusiones

La mayor parte de los aislados son cianobacterias filamentosas de los órdenes Oscillatoriales y Synechococcales. Las microalgas mejor representadas fueron del phylum Chlorophyta. Se encontraron cianobacterias con un alto contenido de ficoeritrina, pertenecientes a los géneros Lyngbya, Leptolyngbya y Pseudanabaena; así como cianobacterias con un alto contenido de exopolisacáridos: Lyngbya truncicola y Geitlerimena amphibium. Por primera ocasión se reporta, para una zona arqueológica mexicana, un aislado perteneciente al género Dicellula.