Establecimiento y propagación in vitro del material vegetal

Las semillas de B. odorata se colectaron en el municipio de Zacatecas, Zac., México (22°46’12.85” N, 102°33’28.85” O) y un espécimen fue depositado en el Herbario de la Universidad Autónoma de Aguascalientes (HUAA) con el número de accesión 29772. Para el establecimiento de cultivos in vitro, las semillas se lavaron tres veces por 5 min cada una con agua corriente y detergente líquido (Dermoclean®, 2.5%). Posteriormente se trataron por 30 s con etanol al 70%, se enjuagaron con agua destilada estéril y se desinfectaron por 20 min con blanquedor comercial a base de hipoclorito de sodio (Cloralex®) al 10%. En la campana de flujo laminar se enjuagaron tres veces con agua destilada estéril y se colocaron en medio de cultivo MS (^{Murashige & Skoog, 1962}), pH 5.7 con 30 g L^-1 de sacarosa y 8 g L^-1 de agar como gelificante (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA). Las condiciones de germinación fueron a 25 ± 2°C bajo un fotoperiodo de 16 h de luz hasta obtener plántulas de 2-2.5 cm. Estas plántulas se propagaron in vitro a partir de yemas axilares. Para esto se probó el efecto de tres citocininas: benciladenina (BA); N⁶-(2-isopentenil)-adenina (2IP), y meta-Topolina (MT) (Phyto Technology Laboratories, Lenexa, KS), a una concentración única de 1 mg L^-1. Se utilizaron 40 yemas axilares en cada tratamiento y el experimento completo se realizó dos veces. Como testigo se utilizó el medio MS basal sin citocininas y la incubación de los cultivos se realizó en las condiciones antes mencionadas. A los 30 d de iniciado el experimento se registró el porcentaje de yemas que generaron brotes, así como el número de brotes por cada yema. Los brotes obtenidos en estos tratamientos fueron usados como fuente de explantes para la transformación con A. rhizogenes.

Cepas bacterianas utilizadas

Se probaron tres cepas de Agrobacterium rhizogenes para la generación de raíces transformadas: A4/pESC4, la cual es de tipo agropina y contiene el plásmido silvestre RiA4 y el vector binario ESC4 que lleva el gen marcador de selección nptII con el promotor y terminador nos, así como el gen que codifica para la (-glucuronidasa o GUS (uid A) con el promotor inducible por luz cab y el terminador nos (^{Jofre-Garfias et al., 1997}); Arqua1, también de tipo agropina y con el plásmido silvestre C58C1:pRiA4-24B (^{Quandt, Puehler, & Broer, 1993}), y K599, cepa tipo cucumopina que lleva el plásmido silvestre pRi2659 (^{Savka, Ravillion, Noel, & Farrand, 1990}).

Preparación de suspensiones bacterianas

Las cepas de A. rhizogenes fueron inoculadas en 50 mL de medio: YMB (Yeast Mannitol Broth) para A4 y ARqua1, y LB (Luria-Bertani) para K599. Los medios fueron suplementados con los antibióticos apropiados. Las suspensiones bacterianas se incubaron a 28°C con agitación orbital (80 rpm), y a las 72 h se determinó el crecimiento bacteriano por la densidad óptica a 620 nm (^{Sutton, 2011}). Las concentraciones de los antibióticos adicionados en las suspensiones bacterianas fueron de 50 mg L^-1 de kanamicina y rifampicina para A4, 100 mg L^-1 de estreptomicina para Arqua1, y 50 mg L^-1 de kanamicina para K599.

Análisis preliminar de cepas bacterianas

Con el fin de verificar si las cepas bacterianas conservaban los plásmidos de interés, se extrajo ADN plasmídico de las tres cepas y mediante PCR se amplificaron los genes de interés. Para la extracción de ADN plasmídico se utilizó el siguiente protocolo. Se tomó 1.5 mL de la suspensión bacteriana y se centrifugó a 12 000 rpm por 5 min. La pastilla obtenida se homogeneizó en 350 μL de solución STET (1M Tris-HCl pH 8.0, 2.5 M NaCl, 0.5 M EDTA pH 8.0, y 5% Triton X-100 p/v) más 0.25 mg de lisozima, y se incubó por 30 min a 37°C. Posteriormente, se pasó el tubo a 95°C por 40 s e inmediatamente se enfrió en un baño de hielo. El sobrenadante se recuperó centrifugando por 10 min a 10 000 rpm y se le agregó 40 μL de acetato de sodio 2.5 M a pH 5.2 y 420 μL de isopropanol, la muestra se mezcló manualmente y se incubó por 2 h a -20°C para precipitar el ADN. Finalmente, la muestra se centrifugó por 10 min a 10 000 rpm y la pastilla obtenida se lavó con etanol al 70%, se dejó secar y se resuspendió en 40 μL de agua desionizada estéril. El ADN obtenido se cuantificó mediante su absorbencia a 260/280 nm para medir su concentración y pureza. A partir de 45 ng µL^-1 de ADN, se amplificaron mediante PCR los genes rolB y virD1 en las tres cepas de A. rhizogenes utilizadas y solo para la cepa A4/pESC4 los genes nptII y uid A. Los oligonucleótidos utilizados para el gen rolb fueron: F: 5' ATGGATCCCAAATTGCTATTC CTTCCACGA y R: 5' TTAGGCTTTTTTCTTCAGGTTTACTGCAGC, para virD1 F: 5' ATGTCGCAAGGACGTAAGCCCA y R: 5' GGAGTCTTTCAGCATGGAGCAA, para nptII F: 5ˈ TATTCGGCTATGACTGGGCA y R: 5' GCCAACGCTATGTCCTGAT, y finalmente para uid A F: 5' GGTGGGAAAGCGCGTTACAAG y R: 5' GTTTACGCGTTGCTTCCGCAA. Para la PCR se utilizó una mezcla de reacción comercial (Ready Mix RED Taq, SIGMA®) y un termociclador Gene Cycler (BioRad®) con los siguientes parámetros: Desnaturalización a 94°C por 4 min, alineamiento a 55°C por 1 min y extensión a 72°C por 3 min, por 30 ciclos. Los productos amplificados se analizaron en gel de agarosa al 1.2% teñido con bromuro de etidio y se visualizaron bajo luz ultravioleta. La fotografía del gel fue mediante el fotodocumentador Dyna Light (Labnet).

Inducción de raíces transformadas

Los cultivos de raíces transformadas se obtuvieron mediante la infección de hojas (H) y regiones internodales (RI) de los brotes de aproximadamente de 10 mm de longitud multiplicados in vitro. Para evitar la oxidación de los explantes, estos fueron colocados en 45 mL de medio MS líquido adicionado con 100 mg L^-1 de ácido cítrico y 100 mg L^-1 de ácido ascórbico por 20 min (ambos Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA). Posteriormente se sumergieron en 45 mL de medio MS líquido adicionado con 25 µL de 200 mM de acetosiringona y 5 mL de suspensión bacteriana. Se probaron densidades de 10⁷ y 10⁹ UFC mL^-1 de cada una de las cepas utilizadas. El exceso de líquido fue eliminado de los explantes usando gasa estéril. Los explantes impregnados con la suspensión bacteriana se incubaron en cajas Petri con 25 mL de medio MS gelificado con 8 g L^-1 de agar por 48 y 72 h. Considerando los factores antes mencionados, se probaron un total de 24 tratamientos para esta etapa del trabajo (cuadro 1). Transcurrido el tiempo, los explantes cocultivados se incubaron en medio MS líquido con 500 mg L^-1 de cefotaxima por 30 min para eliminar la bacteria. Los explantes fueron transferidos a cajas Petri con medio MS semisólido adicionado con 250 mg L^-1 de cefotaxima y los antibióticos de selección: 50 mg L^-1 de kanamicina para los explantes co-cultivados con A4/pESC4 y K599, y 100 mg L^-1 de estreptomicina para los co-cultivados con Arqua1. Los explantes fueron colocados en la obscuridad a 25°C por 20 d y posteriormente se transfirieron a un fotoperíodo 16 h, hasta la aparición de raíces, presuntamente transformadas. Las raíces generadas se mantuvieron y se multiplicaron mediante subcultivos a medio fresco de la misma composición antes descrita cada siete días. Para estos experimentos se utilizaron 40 explantes de cada tipo por cada combinación de cepa, tiempo de cocultivo y densidad bacteriana que se probaron. Los resultados registrados fueron el número de raíces por explante, así como la eficiencia de transformación, calculada como la relación de explantes que respondieron con al menos una raíz con respecto al número de explantes co-cultivados.

Verificación de las raíces transformadas mediante análisis histoquímico y molecular

La actividad de GUS en las raíces generadas con la cepa A4/pESC4 se detectó mediante ensayo histoquímico de acuerdo al protocolo de (^{Stomp, 1992}), en breve, se tomaron segmentos de raíces presuntamente transformadas y se incubaron con la mezcla de reacción con el sustrato (X-Gluc) por 4 h a 37°C en la obscuridad. Posteriormente se eliminó el exceso de clorofila con lavados de etanol al 70% (v/v). La presencia de los genes rolB, gus y nptII fue verificada mediante PCR. El ADN de las raíces se extrajo de acuerdo al protocolo descrito por (^{Melody, 1997}). Los oligonucleótidos y las condiciones de amplificación son las que se mencionaron anteriormente. Como control positivo se utilizó ADN de raíces transformadas de Turbinicarpus lophophoroides (^{Carlín, Tafoya, Alpuche Solís, & Pérez-Molphe-Balch, 2015}). Con el fin de descartar falsos positivos debido a la presencia residual de Agrobacterium rhizogenes en las raíces presuntamente transformadas, se amplificó también el gen virD1.

Crecimiento en cultivo de las raíces transformadas

Las raíces transformadas generadas a partir de cada explante co-cultivado con A. rhizogenes fueron transferidas a 25 mL del medio de selección antes descrito. Se probaron medio MS sólido (8 g L^-1 de agar) y MS líquido, más cefotaxima. La incubación de las raíces en estos medios fue a 25°C bajo un fotoperíodo 16 h. En el caso del medio líquido, los cultivos se mantuvieron bajo agitación constante a 80 rpm. La concentración inicial de cefotaxima (250 mg L^-1) se fue reduciendo gradualmente en cada subcultivo, hasta llegar a 100 mg L^-1. Los subcultivos se hicieron cada 30 d, y cada vez un fragmento de las raíces fue incubado en medio YMB a 28 °C en oscuridad por 72 h, para revisar la posible presencia de A. rhizogenes. En esta etapa se seleccionaron las cuatro líneas de raíces transformadas que mostraron un mejor desarrollo y ausencia de contaminación residual por Agrobacterium, mismas que se utilizaron en las etapas subsecuentes de la investigación (cuadro 1).

Con el fin de determinar la cinética de crecimiento de las raíces generadas, 500±5 mg de tejido en peso fresco (equivalentes a 35.5 mg de peso seco) se colocaron en matraces Erlenmeyer de 250 mL con 15 mL de medio MS basal líquido, los cuales se incubaron en las condiciones antes mencionadas. A los 7, 14, 21 y 28 días de incubación se determinó el índice de crecimiento fresco mediante la siguiente fórmula (^{Jacob & Malpathak, 2005}):

FGI = (Peso fresco final de biomasa - peso fresco inicial del inóculo) /Peso fresco inicial del inóculo

Para este experimento se utilizaron ocho matraces con raíces transformadas de cada una de las tres cepas bacterianas utilizadas.

Escrutinio fitoquímico de las raíces transformadas

Se obtuvieron extractos a partir de los cultivos de raíces transformadas obtenidas con la cepa A4/pESC4 (RT), y así como de las raíces (R) y partes aéreas (tallos y hojas) de plantas de B. odorata propagadas in vitro sin transformar (P). En el caso de las raíces transformadas, se tomaron proporciones iguales de tejido de cada una de las cuatro líneas definidas y se mezclaron para llevar a cabo las extracciones. La preparación de los extractos se hizo de acuerdo a (^{Uddin, Li, Won, Park, & Pyon, 2013}; ^{Wagner & Bladt, 1996}) con algunas modificaciones (cuadro 2). Los tejidos se secaron previamente a 25°C por 5 d y las extracciones se realizaron por triplicado para cada tipo de tejido utilizando 150 mg en cada caso. Se agregaron 1.5 mL de metanol y la mezcla se sonicó por 30 min. Después se dejó reposar por 72 h y se recuperó el sobrenadante (extracto metanólico para el análisis de los derivados de antraceno, flavonoides y triterpenos). Al residuo del proceso anterior se le hizo una segunda extracción con 1.5 mL de n-hexano y se obtuvo un nuevo sobrenadante (extracto hexánico para el análisis de aceites esenciales). Por separado, se hicieron extractos acuosos (para el análisis de esteroides) y etanólicos (para el análisis de saponinas) usando la misma cantidad de tejido vegetal y 1.5 mL de agua destilada o de etanol al 70% según fue el caso. Para la detección de alcaloides, se utilizaron 50 mg con 60 μL de solución de Na₂CO₃ al 10% y 5 mL de metanol, esta mezcla se agitó por 10 min, se centrifugó y se recuperó el sobrenadante (extracto metanólico). Con los extractos obtenidos se hicieron las pruebas para identificación de los fitoquímicos de interés (cuadro 2). Como referencia para alcaloides y compuestos relacionados se utilizaron 100 μg mL^-1 de hordenina y feniletilamina, y para flavonoides quercetina (solución metanólica) (los tres reactivos Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA). El escrutinio fitoquímico se hizo mediante cromatografía en capa fina (CCF) de acuerdo a (^{Wagner & Bladt, 1996}) y utilizando placas de sílica gel 60 F254 con soporte de aluminio (Merck, Germany). Los extractos fueron aplicados en forma de punto a 7 mm de la base de la placa y se usaron diferentes sistemas de disolventes y de revelado para la adecuada identificación de los fitoquímicos (cuadro 2). En todos los casos se usó una distancia de corrida de 36 mm. Se registró el factor de retención en porcentaje (% Rf) para cada patrón de manchas obtenido en todos los extractos.

Establecimiento y propagación in vitro del material vegetal

El 17% de las semillas desinfectadas germinó a los 40 días de iniciado el cultivo. En cuanto a la propagación in vitro a través del cultivo de yemas axilares, se observó que en el tratamiento con 1 g L^-1 de BA generó 5.5 ± 0.4 brotes por explante (fig. 1B) y para el tratamiento con 1 g L^-1 de 2IP fue de 4.9 ± 0.3 (fig. 1C), valores más altos con respecto al tratamiento testigo (3.0 ± 0.3 brotes por explante) (fig. 1A); con una frecuencia de inducción de brotes de 87.5 ± 5.0 para BA y de 95.0 ± 2.5 para 2IP. La BA a concentraciones similares a las trabajadas, promueve el desarrollo de meristemos axilares y de brotes apicales (^{Rout, Samantaray, & Das, 2000}). Con respecto a la morfología de los brotes, la 2IP generó brotes bien diferenciados sin hiperhidratación, con crecimiento de raíces de forma espontánea, mientras que los tratamientos con BA y MT generaron tejido calloso e hiperhidratación en algunos tallos y hojas (figs. 1B y 1D). Finalmente, la 2IP (1 mg L^-1) fue elegida como la mejor citocinina para propagar a B. odorata.

Fig. 1 Respuesta de yemas axilares de Bidens odorata en medios adicionados con diferentes citocininas. Concentración de la citocinina: 1 mg L^-1 A) Medio MS sin citocininas (testigo); B) medio con de benciladenina; C) medio con N⁶-(2-isopentenil)-adenina, y; D) medio con meta-Topolina. 

Inducción de raíces transformadas

Se obtuvieron raíces transformadas con las tres cepas utilizadas de A. rhizogenes y con las dos densidades bacterianas probadas para el cocultivo (cuadro 1). El mayor número de raíces por explante y de frecuencia de inducción, se obtuvo al usar la cepa Arqua1 en explantes de hoja, con un cocultivo de 48 h y a una densidad bacteriana de 10⁹ UFC mL^-1, aunque estadísticamente fue similar a los otros tratamientos empleados. La cepa K599 mostró los valores en la frecuencia de inducción más bajos que las otras cepas bacterianas (cuadro 1) en la densidad de 10⁷ UFC mL^-1. Por otro lado, A4/pESC4 generó las raíces más estables y de crecimiento constante, sobre todo al emplear la densidad bacteriana de 10⁷ UFC mL^-1. De esta combinación se seleccionaron las cuatro líneas de raíces transformadas que se usaron en fases subsecuentes de la investigación. El origen de estas líneas fue: Línea I: Explantes de región internodal cocultivados por 48 h con una densidad de 10⁷ UFC mL^-1, Línea II: Explantes de región internodal cocultivados por 72 h con una densidad de 10⁷ UFC mL^-1, Línea III: Explantes de hoja cocultivados por 48 h con una densidad de 10⁷ UFC mL^-1, y Línea IV: Explantes de hoja cocultivados por 72 h con una densidad de 10⁷ UFC mL^-1. La generación de líneas de raíces transformadas estables y capaces de mantener un crecimiento continuo con la cepa A4 coincide con lo reportado por (^{Carlín et al., 2015}) quienes trabajaron con cactáceas y por (^{Chaudhuri, Ghosh, Tepfer, & Jha, 2005}) quienes trabajaron con Tylophora indica, en ambos casos empleando la misma cepa. Los resultados obtenidos para A4/pESC4 y Arqua1 pueden deberse a la hipervirulencia que en general presentan las cepas de tipo agropina (^{Makhzoum, Sharma, Bernards, & Trémouillaux-Guiller, 2013}). Además, se observaron diferencias en la morfología de las raíces transformadas para las diferentes cepas. Por ejemplo, A4/pESC4 y Arqua1 (fig. 2A y 2B), generaron raíces con una mayor pilosidad que las de la cepa K599 (fig. 2C). Los resultados observados con la cepa K599 pueden deberse a una baja virulencia induciendo un número limitado de raíces con escasa pilosidad, como lo comentan (^{Chabaud, M., Boisson, D.A., Zhang, J., Taylor, C.G., Yu, O., Barker, 2006}), aunque (^{Veena & Taylor, 2007}) la consideran como una cepa hipervirulenta capaz de infectar a diferentes especies de plantas. Por lo tanto, factores como la susceptibilidad de la especie vegetal (^{Chaudhuri et al., 2005}) y la virulencia de la cepa bacteriana (^{Chaudhuri et al., 2005}; ^{Dhakulkar, Ganapathi, Bhargava, & Bapat, 2005}) deben ser considerados en las transformaciones mediante A. rhizogenes. El uso de un medio de selección semisólido y de densidades bacterianas de 10⁹ UFC mL^-1, ocasionaron un crecimiento persistente de A. rhizogenes, aún en presencia de cefotaxima, esto condujo a la necrosis de las raíces. Por este motivo, en los experimentos posteriores se utilizó medio de selección líquido e incubación con agitación a 80 rpm, lo que resolvió el problema.

Fig. 2 Raíces presuntamente transformadas de Bidens odorata a partir de cepas de Agrobacterium rhizogenes. Inducción mediada por: A) A4/pESC4 en explante de región internodal; B) K599 en explante de hoja; y C) Arqua1 en explante de región internodal. 

Verificación de las raíces transformadas mediante análisis histoquímico y molecular

En el caso de las raíces generadas con la cepa A4/pESC4 a partir de los dos tipos de explante utilizados, se realizó la prueba histoquímica para detectar la actividad de GUS a los 30 d del cocultivo bacteriano. El porcentaje de raíces positivas a GUS osciló entre el 7 y el 82 %, dependiendo de las condiciones del co-cultivo (cuadro 1, fig. 3A). En cuanto a la amplificación de los transgenes por medio de la PCR, esta fue positiva en todas las muestras analizadas, mismas que se tomaron de las cuatro líneas de raíces transformadas seleccionadas (fig. 4). La amplificación de los fragmentos de los genes rol B de aproximadamente 780 pb (fig. 4A), gus de aproximadamente 1200 pb (fig. 4B) y nptII de aproximadamente 517 pb (fig. 4C), se llevó a cabo en líneas de raíces transformadas con crecimiento estable y constante, así como en aquellas que ya no presentaban A. rhizogenes. Estos resultados son similares a los obtenidos por (^{Carlín et al., 2015}) en seis especies de cactáceas. Como es sabido, los genes rol (rolA, rolB, rolC y rolD) que se encuentran en el fragmento T_L-DNA de A. rhizogenes de tipo agropina, en este caso, A4/pESC4, son necesarios para el desarrollo del fenotipo de raíz pilosa (^{Pavlova, Matveyeva, & Lutova, 2014}). En nuestro trabajo, las cuatro líneas de raíces transformadas sometidas a PCR (fig. 4) amplificaron el fragmento del gen rolB. El gen nptII proporciona resistencia a la kanamicina y también estuvo presente en estos cultivos. En cuanto al gen gus, este se amplificó solo en tres cultivos de raíces; sin embargo, las pruebas histoquímicas demostraron actividad de GUS en las cuatro líneas de raíces generadas. Para verificar la eliminación de la bacteria empleada en la transformación, se amplificó mediante PCR el gen virD1, mismo que no se transfiere al genoma de la planta, observándose el fragmento de 450 pb solo en el control positivo, indicando de esta manera la ausencia de bacteria en las líneas de raíces transformadas (fig. 4D).

Fig. 3 Transformación de Bidens odorata mediante Agrobacterium rhizogenes A4/pESC4. A) prueba positiva para la detección del producto de la β-glucuronidasa (prueba de GUS) en raíces transformadas; B) desarrollo de raíces transformadas en medio MS líquido, y; C) crecimiento abundante de raíces en medio MS líquido a los 30 días. 

Fig. 4 Amplificación por PCR de los genes rolB, gus, nptII y virD1 usando ADN de raíces transformadas de Bidens odorata generadas mediante la cepa A4/pESC4 en explante de región internodal. (A) rolB (780 pb); (B) gus (1200 pb); nptII (517 pb); (D) virD1 (450 pb). Carriles; 1: Marcador de peso molecular; 2: ADN de raíces no transformadas de B. odorata (control negativo); 3: ADN de raíces transformadas de Turbinicarpus lophophoroides (control positivo); 4: cultivo 10; 5: cultivo 13; 6: cultivo 4; y 7: cultivo 6. 

Crecimiento en cultivo de las raíces transformadas

Se analizó el comportamiento de las raíces transformadas durante un ciclo de cultivo. Las raíces provenientes de A4/pESC4 no mostraron una fase lag y se observó un crecimiento activo desde la primera semana (figs. 3B y 3C), alcanzando su mayor biomasa a las tres semanas, con una acumulación de biomasa promedio de 4.8 veces mayor que el inóculo inicial (fig. 5). Sin embargo, la generación de biomasa en las raíces obtenidas con K599 fue considerablemente menor, con una acumulación de biomasa promedio de 1.5 (fig. 5), mientras que en raíces provenientes de Arqua1 no se detectó un aumento en la biomasa (fig. 5). Las raíces obtenidas de A4/pESC4 obtuvieron su mayor crecimiento una semana antes que lo reportado para raíces transformadas de Solanum khasianum, aunque con valores menores de FGI (^{Jacob & Malpathak, 2005}). Por otro lado, ya han sido reportadas diferencias en el crecimiento de raíces transformadas entre diferentes líneas de raíces provenientes de una misma cepa bacteriana inductora (^{Murthy et al., 2008}).

Fig. 5 Cinética de crecimiento de raíces transformadas de Bidens odorata. Se muestra la media ± DE (n = 8). Inóculo: 500 mg peso fresco en 15 mL MS líquido. FGI = (Peso fresco final de biomasa - Peso fresco inicial del inóculo) /Peso fresco inicial del inóculo. 

El escrutinio fitoquímico de los extractos de raíces transformadas de B. odorata reveló la capacidad que tienen estas para sintetizar metabolitos similares a los que se encuentran tanto en raíz como en la parte aérea de la planta. Se sabe que las raíces pilosas pueden sintetizar, almacenar y secretar compuestos de la misma raíz y de la planta, así como compuestos nuevos, en cantidades comparables o mayores a las plantas intactas (^{Roychowdhury, Majumder, & Jha, 2013}). En el presente trabajo se identificaron bandas cromatográficas que sugieren la presencia de diversos compuestos bioactivos en las raíces transformadas obtenidas con la cepa A4/pESC4, (cuadro 3; fig. 6). Los extractos metanólicos contenian flavonoides, alcaloides, derivados del antraceno, y triterpenos. En cuanto a los flavonoides (fig. 6A), la cromatografía en capa fina mostró cuatro bandas en los extractos de raíz transformada, tres en los de raíz no transformada y cuatro en los de la parte aérea, esto al visualizarse con radiación UV de 254 nm. Bajo luz UV de 365 nm se observaron cuatro bandas en raíces transformadas, dos en raíces no transformadas y cuatro en parte aérea. En los extractos de raíz transformada se encontraron bandas que coinciden en su migración con la quercitina, flavonoide utilizado como referencia en esta prueba. Ya ha sido reportada la presencia del flavonoide quercetina y su contribución a las propiedades medicinales de la especie Bidens biternata (^{Zahara et al., 2015}). Los flavonoides han sido asociados, entre otras cosas, con actividades antibacterial y antidiarreica (junto con los taninos), y B. odorata se emplea en México para el tratamiento de desórdenes gastrointestinales, tales como la diarrea (^{Zavala-Mendoza et al., 2013}). En cuanto a los alcaloides, los reactivos de iodoplatinato (fig. 6B) y Dragendorff, revelaron la presencia de un compuesto presente en los tres tipos de extracto, esta banda fue visible también bajo luz UV. Los alcaloides son conocidos por sus propiedades antimicobacteriales (^{Bisht, Owais, & Venkatesan, 2006}) y antimicrobianas (^{Palombo, 2006}). En cuanto a los derivados del antraceno (fig. 6C), el reactivo de Bornträger reveló la presencia de una banda en raíces transformadas, misma que está también presente en raíces no transformadas y parte aérea. Estos dos tejidos presentan bandas adicionales no presentes en las raíces transformadas, por lo que en este caso la capacidad biosintética de estas es menor a la que mostraron los tejidos no transformados. Los derivados del antraceno son importantes ya que se han empleado como agentes antican-cerígenos (^{Somashekar, 2016}). Los extractos metanólicos también mostraron la presencia de triterpenos, estos revelados con el reactivo de anisaldehído-H₂SO₄ (fig. 6D). La visualización bajo luz visible mostró tres bandas en las raíces transformadas, cuatro en las raíces no transformadas y seis en la parte aérea. Este grupo de compuestos son conocidos por su actividad antibacterial (^{Palombo, 2006}) y antimicobacterial (^{Bisht et al., 2006}).

Fig. 6 Cromatografía en capa fina para la detección de fitoquímicos en extractos de Bidens odorata (n = 3). Se muestran diferentes patrones de manchas. A) Detección de flavonoides bajo luz UV a 365 nm; B) detección de alcaloides; C) detección de derivados del antraceno; D) detección de triterpenos; E) detección de aceites esenciales; y F) detección de glicósidos de diterpenos dulces o esteroides. a, b, c) extractos de raíces transformadas; d, e, f) extractos de raíces no transformadas; g, h, i) extractos de la parte aérea; I) quercetina; II) feniletilamina; y III) hordenina. 

El número mayor de compuestos se observó en los extractos hexánicos (fig. 6E), en donde el reactivo de anisaldehído-H₂SO₄ reveló la presencia de siete bandas en raíces transformadas y nueve en raíces normales y parte aérea, esto al visualizar bajo luz visible. Estos compuestos podrían corresponder a aceites esenciales y su presencia sugiere una actividad antioxidante (^{Zahara et al., 2015}), lo que abre la posibilidad de realizar una evaluación para su uso en enfermedades relacionadas con el género Mycobacterium (^{Aqil, Ahmad, & Owais, 2006}). En los extractos acuosos, el reactivo de Liebermann-Burchard reveló solo una banda, misma que se presentó en los tres tipos de tejido analizados (fig. 6F). Este compuesto podría corresponder a un esteroide. Estos compuestos poseen actividad antimicobacterial (^{Bisht et al., 2006}). En el género Bidens ya se han identificado esteroides, además de diterpenos (^{Zahara et al., 2015}). Por otro lado, las saponinas son fitoquímicos glucosilados a los cuales se les han encontrado propiedades como expectorantes y antiinflamatorios (monodesmósidos), y en el tratamiento de tumores (bidesmósidos). Algunas ya se han identificado en B. odorata (^{Astudillo-Vázquez, Dávalos Valle, De Jesús, Herrera, & Navarrete, 2008}). En este estudio, los extractos etanólicos sometidos a cromatografía en capa fina y revelados con anisaldehído-H₂SO₄, revelaron la presencia de dos posibles compuestos de este tipo en raíces transformadas, seis en raíces normales y tres en parte aérea.

Si bien las pruebas hechas fueron preliminares y la identificación con certeza de los compuestos encontrados requeriría de metodologías más complejas, los resultados observados destacan la capacidad biosintética de las raíces transformadas, confirmando así su utilidad desde el punto de vista biotecnológico. Debe considerarse también que variables como la composición del medio de cultivo, los sistemas de cultivo utilizados, la presencia de reguladores del crecimiento o de diversos factores o agentes inductores, pueden alterar cuantitativa o cualitativamente la capacidad biosintética de las raíces transformadas (^{Georgiev, M.I., Pavlov, A.I., Bley, 2007}).

Todo lo anterior debe ser estudiado para que la producción de un metabolito en particular en cultivos de raíces transformadas sea viable. Por último, se ha reportado también que las raíces transformadas pueden producir algunos metabolitos no detectables en la planta en condiciones naturales. También se ha visto que las raíces transformadas cultivadas bajo condiciones de luz se pueden tornar de color verde y adquirir la capacidad de sintetizar metabolitos propios de la parte aérea de la planta. Todos estos son factores que hacen que las raíces transformadas sean sistemas de gran interés para la producción de fitoquímicos de alto valor.