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Introducción
La familia Lauraceae cuenta con aproximadamente 50 géneros con una distribución tropical y subtropical de todo el mundo (Van Der Werff et al., 1997), el género Litsea engloba aproximadamente a 400 especies (Azhar et al., 2022), dentro de las cuales se incluye el laurel aromático (Litsea glaucescens). En México se encuentran 10 géneros y 13 especies de esta familia. Desde el siglo XVI se habla del uso de Litsea glaucescens para el tratamiento de varios padecimientos. Francisco Hernández en su publicación “La Historia de las plantas de la Nueva España” describe a una planta llamada “ecapatli” con características similares al laurel de Europa, a diferencia en el tamaño de sus hojas (Valdés y Flores, 1984). Antiguamente esta planta se usaba para el tratamiento de enfermedades como epilepsia y la parálisis, las cuales están relacionados con problemas del sistema nervioso (Guzmán-Gutiérrez et al., 2012). En el libro “Florilegio Medicinal” escrito por Juan de Esteyneffer describe una combinación entre la medicina tradicional de Europa y la del nuevo Mundo, en dicho documento se hace mención del uso de los vapores de las hojas de laurel (aceites esenciales) para curar enfermedades frías, dolores de cabeza y también la parálisis. Asimismo, se documenta que las hojas de laurel se utilizaban en diversas recetas para el tratamiento de otras enfermedades (de Esteyneffer, 1978; Jiménez-Pérez et al., 2011). Actualmente esta especie es utilizada ampliamente en México como condimento para la elaboración de platillos y en las industrias de alimentos, perfumería y farmacéutica (Montañez-Armenta et al., 2011).
Los aceites esenciales se han definido como sustancias volátiles presentes en ciertas familias de plantas y son obtenidos por diferentes técnicas como la destilación por arrastre de vapor, prensado del epicarpio de frutas (Leite de Souza, 2021), extracción con disolventes no polares, extracción con fluidos supercríticos e hidrodestilación. Recientemente, los procesos asistidos por ultrasonido y microondas se han vuelto atractivos (Božović et al., 2017). Los aceites esenciales son mezclas complejas y muy variables de constituyentes que pertenecen, de manera casi exclusiva, a dos grupos caracterizados por orígenes biogenéticos distintos: el grupo de los terpenoides por una parte y el grupo de los compuestos aromáticos derivados del fenilpropano, mucho menos frecuentes (Bruneton, 2001). En general, los aceites esenciales solos o en combinación se utilizan para garantizar el control microbiano en los alimentos. El uso de aceites esenciales en combinación con otras tecnologías tradicionales o emergentes ha encontrado una aplicación práctica en la industria (Leite de Souza, 2021).
Estudios más recientes se han enfocado a conocer las propiedades fitoquímicas de los aceites esenciales, con el fin de lograr la identificación y posterior aislamiento de sus componentes químicos para evaluar sus propiedades farmacológicas como: antibacterianas, antifúngicas, antinflamatoria, antiespasmódica y antioxidante (Osunaet al., 2005; Jiménez-Pérez et al., 2011). Se ha descrito que los monoterpenoides β-pineno y linalool, componentes mayoritarios del aceite esencial de Litsea glaucescens tienen actividad antidepresiva y sedante a las dosis de 100 y 300 mg/kg, respectivamente (Calvo-Irabien, 2018). El extracto metanólico de las hojas de esta especie colectada en Xico, Veracruz, México exhibió actividad antioxidante cuya naturaleza química correspondió a compuestos fenólicos (López-Romero et al., 2018). Por otro lado, la aplicación de diversos ensayos como FRAP, DPPH y ABTS ha demostrado la actividad antioxidante de los aceites esenciales de L. glutinosa, L. coreana y L. akoensis (Azhar & Salleh, 2020).
Con base en la importancia que representa el laurel aromático a nivel cultural y a los escasos estudios de los aceites esenciales de esta especie en México, el objetivo del presente trabajo fue obtener el aceite esencial de varias muestras de laurel aromático (Litsea glaucescens) por hidrodestilación para evaluar sus propiedades antioxidantes y citotóxicas.
Materiales y métodos
Recolecta de la planta
Las muestras de laurel se colectaron en el ejido “El Nopalillo”, Epazoyucan, estado de Hidalgo (20º 03′48′′O, 98º35’06’’N a 2800 m.s.n.m.), Chignahuapan, Puebla, (19°50′00″N 98°02′00″O A 2300 m.s.n.m.) y Zongolica Veracruz (18°39′51″N 97°00′04″O a 1200 m.s.n.m.), durante los meses de junio a octubre de 2021. Las plantas fueron herborizadas e identificadas por el Dr. Antonio Cortés Jiménez y depositadas en el Herbario-Hortorio “Jorge Espinoza Salas” del departamento de Preparatoria Agrícola de la Universidad Autónoma Chapingo con los números de registro 36205, 36206 y 36207 respectivamente. De igual forma se adquirieron cuatro muestras comerciales para su estudio y comparación.
Aceite esencial de laurel aromático
El aceite esencial de las hojas de laurel fue obtenido por hidrodestilación, empleando un equipo tipo Clevenger (Sundararajan et al., 2018). Las hojas secas de laurel (100 g), previamente trituradas, se colocaron en un matraz bola de 1L, se agregaron aproximadamente 300 mL de agua destilada y se calentó a ebullición durante 60 min. Finalmente, el aceite fue separado y se guardó en un frasco ámbar bajo refrigeración a 4 ºC hasta su uso. Esta operación se hizo por triplicado para todas las muestras.
Una vez obtenido el aceite esencial se calculó el rendimiento, en base seca, utilizando la siguiente ecuación.
Capacidad antioxidante
Para el análisis de las muestras se preparó una dilución del aceite esencial con propanol a diferentes concentraciones desde 0.003 a 0.01 µL/mL, de tal manera que las lecturas de absorbancia estuvieran dentro de la curva de calibración. El ensayo de ABTS se llevó a cabo aplicando el método descrito por Re et al. (1999) adaptado a microplacas. La disolución stock del radical ABTS•+ fue preparada mezclando 10 mL de solución ABTS (7.4 mmol) con 10 mL de la solución de persulfato de potasio y se dejó incubar a temperatura ambiente durante 16 horas en un lugar obscuro. La disolución stock del radical ABTS•+ fue diluida con metanol puro y se verificó en un lector de microplacas que la absorbancia estuviera en un rango de 0.7 a 1.2. El ensayo se hizo en una microplaca de 96 pozos colocando 20 μL de muestra a probar y 180 μL de la disolución ABTS•+ (diluida) en cada pozo. Como control se utilizaron 200 μL de la dilución ABTS•+. La disminución de la absorbancia se registró después de 10 minutos de incubación y se leyó en un lector de microplacas a 734 nm. La actividad antioxidante de las muestras fue determinada con base a una curva de calibración de Trolox, cada aceite se analizó por triplicado y se tomaron cuatro lecturas para cada determinación. Finalmente, los resultados se expresaron como micromoles equivalentes de Trolox por microlitro de aceite esencial (µmol ET/µL).
Evaluación citotóxica: Prueba con Artemia salina
La prueba de citotoxicidad se llevó a cabo por el método de Meyer et al. (1982) y Michael et al. (1956), con algunas modificaciones. Se evaluaron los aceites obtenidos de hojas de Litsea glaucescens a concentraciones de 1, 10, 100, 1,000 y 10,000 μg/mL, de cada tratamiento se preparó una solución madre a una concentración de 10,000 μg/mL de cada uno de los aceites esenciales, disolviendo 50mg de aceite en 5 mL de acetona. De cada tratamiento se tomaron 0.5 mL y se depositaron en un frasco vial, considerando tres repeticiones por cada concentración. El disolvente se evaporó a temperatura ambiente durante un periodo de 24 horas. Como tratamiento testigo se usó 0.5 mL de acetona con la ayuda de una pipeta pasteur se depositaron 10 larvas en cada uno de los frascos viales que contenían cada concentración de prueba. Se aforó a un volumen de 5 mL con agua salada a concentración de 28 g/L. Posteriormente los viales se colocaron en una incubadora donde se controló la temperatura, la aireación y el calor con un foco de 60 watts. Al cabo de 24 horas se contabilizó el número de larvas muertas en cada vial, lo que permitió estimar la concentración letal media (CL50), el análisis se llevó a cabo empelando la función Probit en el programa estadístico SAS y R Studios. Para la clasificación de toxicidad se empleó lo descrito por Meyer et al. (1982) y las recomendaciones de Ciencia y Tecnología para el Desarrollo (2014) como se indica en la Tabla 1.
Cromatografía de gases acoplado a espectrometría de masas
Una muestra de 5 μl de aceite esencial de las hojas de Litsea glaucescens colectada de Chignahuapan, Puebla, se diluyó en 995 μL de hexano grado HPLC, de esta disolución se inyectaron 5 μL en un cromatógrafo de gases (7890 A, Agilent Technologies, Palo Alto, CA, USA) acoplado a un espectrómetro de masas de trampa de iones (Agilent 240, Agilent Technologies, Palo Alto, CA, USA). La temperatura del inyector se mantuvo a 250 °C, con un modo de inyección split/splitless (1:20), se utilizó una columna VF-5 MS (30 m x 250 μm x 0.25 μm) utilizando helio como gas acarreador, con un flujo de 0.5 mL/min y una presión de 0.5 atm. El horno se operó con una rampa de calentamiento de 70 °C a 120 °C, a una velocidad de calentamiento de 2 °C/min y de 120 °C a 230 °C a 15 °C/min. En el sistema de detección los espectros de masas se registraron en un rango de 41-350 m/z a velocidad de 1.0 scan/s, usando un voltaje de ionización de 70 eV. El espectro de masas fue calibrado con una disolución FC-43. Los espectros experimentales de los componentes de los aceites esenciales fueron comparados con los patrones de fragmentación de los espectros de la librería del National Institute of Standard and Technology (NIST, 2022) del equipo versión 2.0. Se tomaron en cuenta sólo aquellos componentes cuya señal del pico presentara un R. Match mayor de 800 y una probabilidad mayor del 10% en el cromatograma (NIST, 2022). También se utilizaron los índices de Kovats para la confirmación de los componentes; se compararon los índices de retención lineal para una columna VF-5 o similares reportados en la librería NIST Chemistry WebBook, relativos a los estándares de n-alcanos (C8-C20). Finalmente, el área bajo la curva del pico cromatográfico se usó para determinar el porcentaje relativo de los principales compuestos.
Resultados
Rendimiento del aceite esencial
En la Tabla 2, se muestra la información del rendimiento en mililitros de aceite esencial por cada 100 gramos de hoja seca, obtenidos en el proceso de hidrodestilación.
Tabla 2 Rendimiento del aceite esencial de laurel aromático (Litsea glaucescens).
| Muestra | Cantidad (mL/100g) |
|---|---|
| Muestras colectadas | |
| El Nopalillo Hgo. Oyamel | 1.43±0.40a |
| El Nopalillo Hgo. Pino-Encino | 1.37±0.29a |
| El Nopalillo Hgo. Bosque Mixto | 1.32±0.16a |
| Chignahuapan, Puebla | 1.02±0.23a |
| Zongolica, Veracruz. | 0.63±0.15b |
| Muestras comerciales | |
| 1 | 1.32±0.35a |
| 2 | 0.78±0.03a |
| 3 | 1.20±0.20a |
| 4 | 1.13±0.15a |
Medias con una letra común no son significativamente diferentes (Tukey, p> 0.05)
El rendimiento obtenido de las muestras de laurel oscila entre 0.63-1.43 mL/100g, el más bajo se presentó en las hojas de laurel obtenidas en la región de Zongolica Veracruz y el más alto lo presenta la muestra del ejido “El Nopalillo” Hgo., bosque de oyamel, con 1.43 mL/100g.
Capacidad Antioxidante de laurel aromático
Los resultados de la capacidad antioxidante de los aceites esenciales de Litsea glaucescens exhibieron diferencias estadísticamente significativas (p>0.05). Como se observa en el Tabla 3, de las muestras colectadas, la de Zongolica, Veracruz tuvo los valores más altos en el ensayo ABTS. Por otro lado, una de las muestras comerciales presentó la mayor capacidad antioxidante (10.95 µmol ET/µL).
Tabla 3 Capacidad antioxidante del aceite esencial de laurel aromático (Litsea glaucescens).
| Nombre de la muestra | ABTS. + (µmol ET/µL) | ||
|---|---|---|---|
| Muestras colectadas | |||
| Zongolica, Veracruz. | 10.72 ± 0.37 a b | ||
| Chignahuapan, Puebla | 10.11 ± 0.01 c | ||
| El Nopalillo Hgo. (Oyamel) | 3.72 ± 0.19 f | ||
| El Nopalillo Hgo. (Bosque Mixto) | 3.58 ± 0.07 f | ||
| El Nopalillo Hgo. (Pino-Encino) | 3.45 ± 0.22 f | ||
| Muestras comerciales | |||
| 1 | 10.95 ± 0.23 a | ||
| 2 | 10.67 ± 0.35 b | ||
| 3 | 7.58 ± 0.10 d | ||
| 4 | 4.99 ± 0.03 e | ||
Medias con una letra común no son significativamente diferentes (Tukey, p> 0.05)
Determinación de la citotoxicidad del aceite esencial
El resultado de la evaluación de la concentración letal media (CL50) para las muestras de aceite esencial de Litsea glaucescens empleando el bioensayo de Artemia salina exhibió una citotoxicidad CL50 en el intervalo de 53.8-451.6 µg/mL, con categoría de alta y moderada toxicidad, datos que están concentrados en la Tabla 4.
Tabla 4 Evaluación de la toxicidad (CL50) de los aceites esenciales de Litsea glaucescens mediante el modelo de Artemia salina.
| Aceites esenciales | % de Artemias muertas a las 24 horas, en las concentraciones evaluadas en μg/mL |
Límites al 95% | Grado de toxicidad |
||||||
|---|---|---|---|---|---|---|---|---|---|
| 10000 | 1000 | 100 | 10 | 1 | CL50 (μg/mL) | LI | LS | ||
| Muestras colectadas | |||||||||
| Zongolica, Ver. | 100 | 56 | 50 | 36 | 23 | 59.0 | 5.7 | 123.6 | Alta |
| Nopalillo, Hgo. (Mixto) | 100 | 50 | 46 | 33 | 23 | 94.8 | 27.4 | 216.9 | Alta |
| Chignahuapan, Pue. | 100 | 46 | 36 | 33 | 26 | 175.5 | 66.9 | 418.0 | Moderada |
| Nopalillo, Hgo. (Pino-Encino) | 100 | 46 | 36 | 33 | 16 | 223.9 | 36.7 | 484.4 | Moderada |
| Nopalillo, Hgo. (Oyamel) | 100 | 43 | 26 | 23 | 23 | 451.6 | 95.0 | 998.2 | Moderada |
| Muestras comerciales | |||||||||
| 1 | 100 | 60 | 50 | 36 | 30 | 53.8 | 2.4 | 110.0 | Alta |
| 2 | 100 | 46 | 36 | 30 | 26 | 198.9 | 61.6 | 459.3 | Moderada |
| 3 | 100 | 46 | 36 | 30 | 26 | 198.9 | 61.6 | 459.3 | Moderada |
| 4 | 100 | 46 | 33 | 30 | 16 | 283.1 | 26.4 | 592.5 | Moderada |
LI.- Límite inferior
LS. - límite superior
Análisis por Cromatografía de gases acoplado a espectrometría de masas
El aceite esencial colectado en Chignahuapan, Puebla, demostró la presencia de los siguientes compuestos: 34.99% de eucaliptol (1,8-cineol), 7.31% de 1R-α-pineno, 6.01% de L-limoneno, 4.62% de L-β-pineno, 4.46 % de acetato de bornilo, 4.12% de 4-terpineol, 3.85% de canfeno, 3.06% de γ-terpineno y 2.92% de cariofileno (Tabla 5).
Tabla 5 Composición del aceite esencial de la muestra Chignahuapan, Puebla.
| Compuesto* | tr (min) | % A/At** | IRL *** calculado | IRL**** reportado | M+ (m/z) | % prob | R. Match | |
|---|---|---|---|---|---|---|---|---|
| tujeno | 5.503 | 0.96 | 925.75 | 925 | 136 | 53.3 | 898 | |
| 1R-α-pineno | 5.749 | 7.31 | 934.69 | 922 | 136 | 17.6 | 886 | |
| canfeno | 6.226 | 3.85 | 952.04 | 967 | 136 | 31.7 | 917 | |
| sabineno | 6.829 | 1.23 | 973.96 | 967 | 136 | 16.7 | 897 | |
| L-β-pineno | 7.048 | 4.62 | 981.93 | 965 | 136 | 11.6 | 863 | |
| β-pineno | 7.226 | 1.49 | 988.40 | 980 | 136 | 27.5 | 870 | |
| borneno | 8.304 | 1.53 | 1018.44 | 932 | 136 | 10 | 875 | |
| o-cimeno | 8.59 | 2.25 | 1025.39 | 1042 | 134 | 32.9 | 905 | |
| L-limoneno | 8.784 | 6.01 | 1030.11 | 1018 | 136 | 15.1 | 870 | |
| eucaliptol | 8.955 | 34.99 | 1034.26 | 1059 | 154 | 55.9 | 847 | |
| cis-β-o-cimeno | 9.337 | 0.78 | 1043.55 | 1053 | 136 | 22.9 | 910 | |
| γ-terpineno | 9.927 | 3.06 | 1057.89 | 1051 | 136 | 24.7 | 898 | |
| terpinoleno | 11.135 | 0.71 | 1087.24 | 1081 | 136 | 26.7 | 910 | |
| α-o-cimeno | 11.696 | 0.48 | 1100.69 | 1041 | 136 | 11.3 | 879 | |
| β-terpineno | 13.008 | 0.22 | 1125.66 | 1051 | 136 | 11 | 850 | |
| cetona limona | 13.339 | 0.14 | 1131.96 | 1131 | 138 | 71 | 877 | |
| α-terpineol | 15.399 | 0.07 | 1171.16 | 1193 | 154 | 32 | 900 | |
| borneol | 15.535 | 0.04 | 1173.75 | 1199 | 154 | 31.9 | 834 | |
| 4-terpineol | 15.978 | 4.12 | 1182.19 | 1075 | 154 | 23.3 | 823 | |
| L-α-terpineol | 16.763 | 0.35 | 1197.13 | 1143 | 154 | 15.75 | 810 | |
| trans- dihidrocarvona | 16.947 | 2.76 | 1200.56 | 1200 | 152 | 24.4 | 854 | |
| d-dihidrocarvona | 17.315 | 2.50 | 1206.84 | 1200 | 152 | 32.1 | 893 | |
| isocarveol | 18.095 | 0.45 | 1220.13 | 1206 | 152 | 12.1 | 840 | |
| carveol | 18.851 | 0.52 | 1233.02 | 1206 | 152 | 22.8 | 856 | |
| L- carvona | 19.552 | 0.15 | 1244.97 | 1190 | 150 | 55.5 | 876 | |
| acetato de bornilo | 21.872 | 4.46 | 1284.52 | 1269 | 196 | 36.6 | 891 | |
| acetato 4-terpinenol | 22.558 | 0.38 | 1296.22 | 1332 | 196 | 10.44 | 824 | |
| acetato mirtenilo | 24.751 | 0.62 | 1343.46 | 1314 | 194 | 10.7 | 845 | |
| acetato de exo-2-hidroxicineol | 25.101 | 0.14 | 1351.18 | 1386 | 212 | 14 | 834 | |
| acetato de terpineol | 25.504 | 1.24 | 1360.07 | 1348 | 196 | 2.96 | 856 | |
| acetato de carvilo | 26.03 | 0.83 | 1371.66 | 1314 | 194 | 6.97 | 758 | |
| cariofileno | 27.806 | 2.92 | 1425.51 | 1493 | 204 | 22.3 | 889 | |
| α-bergamoteno | 28.081 | 0.34 | 1439.79 | 1407 | 204 | 27 | 897 | |
| humuleno | 28.55 | 0.38 | 1464.16 | 1579 | 204 | 60.2 | 846 | |
| d-germacreno | 29.009 | 0.19 | 1488.00 | 1515 | 204 | 31.2 | 846 | |
| γ-gurjuneno | 29.257 | 0.30 | 1501.31 | 1469 | 204 | 10.66 | 823 | |
| γ -muuroleno | 29.461 | 1.51 | 1517.03 | 1471 | 204 | 7.76 | 864 | |
| γ-cadineno | 29.578 | 0.25 | 1526.04 | 1514 | 204 | 25.2 | 834 | |
| γ -hemuleno | 29.854 | 0.77 | 1547.30 | 1579 | 204 | 10.8 | 852 | |
| óxido de cariofileno | 30.482 | 0.20 | 1595.69 | 1507 | 220 | 17.4 | 823 | |
| β-vatireneno | 30.695 | 0.18 | 1615.48 | 1554 | 202 | 10.6 | 867 | |
| (Z)-α-trans-bergamotol | 31.12 | 0.53 | 1657.40 | 1673 | 220 | 6.38 | 800 | |
| Porcentaje total de los componentes del aceite esencial | 95.83 | |||||||
| tr: tiempo de retención * Compuesto por comparación con base de datos NIST ** Área relativa= área total pico-background/ área total pico ***IRL índice de retención lineal experimental | ||||||||
| **** IRL índice de retención lineal recopilado de literatura M+: ion molecular del compuesto observado en el espectro | ||||||||
| R-match: coincidencia de espectros en fase reversa con base de datos NIST | ||||||||
Discusión
Aunque el análisis del porcentaje de aceites esenciales no resultó con diferencias estadísticamente significativas, con excepción de la muestra colectada en Zongolica, Veracruz, el rendimiento del aceite esencial obtenido de la muestra de “El Nopalillo” Hgo, colectada en bosque de oyamel a 2,962 m.s.n.m., fue de 1.43 mL/100g y resultó más alto (0.1- 1.15%) que el reportado por Jiménez-Pérez et al. (2011), esta diferencia puede ser explicada por las distintas altitudes de ubicación geográfica del laurel colectado en el estado de Veracruz cuya altitud es menor a los 2000 m.s.n.m., lo que está de acuerdo con lo publicado respecto a la variación de la composición y cantidad de metabolitos secundarios, con los sitios de colecta (Andrade-Andrade et al., 2018). Esto es además corroborable con el rendimiento menor del aceite esencial obtenido de la muestra de Zongolica, Veracruz que se encuentra a una altitud de 1200 msnm y presenta un rendimiento de 0.63 mL/100g. Cabe resaltar que entre las muestras evaluadas existe una diferencia entre rendimientos, esto se debe a que las hojas de laurel fueron obtenidas de lugares con condiciones ambientales diferentes, como la altitud, clima, suelo, temperatura, precipitación, época de recolección, etapas fenológicas de la planta, el manejo en cosecha y postcosecha, así como, como técnicas de cultivo (Stashenko et al., 1997; Vásquez et al., 2001).
La capacidad antioxidante del aceite esencial de laurel, correspondiente a las muestras comerciales fue variable, lo cual puede estar relacionado con su procedencia. De acuerdo con la literatura, la capacidad antioxidante de los aceites esenciales en las hojas de laurel está asociada a su contenido fenólico (Arango et al., 2012), así en un estudio previo dicha capacidad se atribuye al metil-eugenol (Politeo et al., 2006). En el presente estudio, para medir la capacidad antioxidante del aceite de laurel se aplicó ensayo ABTS debido a que el radical ABTS•+ puede solubilizarse en medios hidrofílicos y lipofílicos (Shahidi & Zhong, 2015; Yañez et al., 2021). En este ensayo, la reacción entre los antioxidantes y el ABTS•+, para producir ABTS, sigue predominantemente el mecanismo de transferencia de electrones (Londoño-Londoño, 2012). Como se observa en la Tabla 5, el aceite esencial obtenido de las hojas colectadas en Chignahuapan, Puebla tuvo una capacidad antioxidante de 10.11µmol ET/µL, esta propiedad podría estar asociada a la presencia de monoterpenos y sesquiterpenos no oxigenados, presentes en un 44.39 % (ver Tabla 5), los cuales tienen la capacidad de atrapar radicales libres debido a la reactividad de los hidrógenos vinílicos y alílicos (Smith & March, 2007), esto coincide con lo descrito por Yañez et al., 2021, quienes establecen que los componentes terpénicos también contribuyen a la capacidad antioxidante.
Un bioensayo general de amplio uso que determina el efecto letal de extractos o sustancias puras en larvas es la prueba con Artemia salina, predice y correlaciona su habilidad para producir la muerte de células cancerígenas en cultivo de tejidos, matar insectos y/o ejercer un amplio rango de efectos farmacológicos. Se ha empleado, además para la preevaluación de extractos vegetales en el descubrimiento de compuestos antitumorales. Inicialmente, se determinó que existe una correlación positiva entre la mortalidad de las larvas de Artemia y la citotoxicidad frente a las células 9KB (carcinoma nasofaríngeo humano) y la línea celular 3PS(P388) (leucemia in vivo) (Pino & Lazo, 2010). De acuerdo con la clasificación descrita por Meyer et al. (1982) y la clasificación de toxicidad según CYTED (2014), los resultados obtenidos de la CL50 de los aceites esenciales de laurel aromático se encuentran con un valor II altamente tóxico (10-100 µg/mL) y III moderadamente tóxico (100-500 µg/mL), las muestras de aceite esencial de laurel aromático que presentaron una moderada toxicidad se encuentran en un rango de 175.5-451.6 µg/mL, mientras que los de una alta toxicidad se encuentran entre 53.8-94.8 µg/mL. El potencial citotóxico de los aceites esenciales obtenidos, también se observa en otras especies de la familia Lauraceae, además se han hecho estudios de los posibles beneficios que poseen este grupo de plantas (Silva et al., 2009). El ensayo de Artemia Salina ha sido empleado para evaluar la citotoxicidad de extractos alcohólicos de varias especies del género Litsea, por ejemplo, de L. glutinosa, exhibió una CL50=114.71 μg/mL, siendo moderadamente tóxica estableciéndose una correlación contra las líneas celulares humanas de cáncer de colon y piel (Khatun et al., 2014). Así mismo las hojas de L. salicifolia y las raíces de L. acuminata, también han mostrado citotoxicidad en este bioensayo (Goh et al., 2022).
El análisis del aceite esencial de laurel aromático por cromatografía de gases, de la colecta de Chignahuapan, Puebla, demostró que su componente predominante fue el monoterpeno oxigenado eucaliptol (34.99%). En otras especies del mismo género este compuesto también es el mayoritario, pero se encuentra en menor porcentaje, por ejemplo, en L. muelleri (19.4%), L. schaffeneri (23.7%) y L. guatemalensis (26.8%) (Azhar et al., 2022).
Conclusiones
Los aceites esenciales de todas las colectas deLitsea glaucescenspresentaron capacidad antioxidante entre 3.45-10.72 µmol ET/µL empleando el ensayo de ABTS, por lo que esta especie forestal no maderable proporciona una opción de aprovechamiento como aditivo con propiedades antioxidantes para enriquecer alimentos.
La actividad tóxica del aceite esencial empleando el bioensayo deArtemia salinafue alta en las muestras de Zongolica, Veracruz (59.0 μg/mL) y Nopalillo, Hgo. (Mixto) (94.8 μg/mL), sin embargo, se requieren más estudios para correlacionar su posible actividad anticancerígena.
El análisis del aceite esencial por cromatografía de gases acoplada a espectrometría de masas de la muestra de Chignahuapan, Puebla, reveló que su contenido de mono y sesquiterpenos (44.37%) podría estar relacionado con su capacidad antioxidante.
