Protección vegetal

 

Análisis de componentes de resistencia inductiva a un lento desarrollo de la roya del trigo (Puccinia triticina Eriks.)

 

Analysis of components of slow–rusting resistance to rust (Puccinia triticina Eriks.) in wheat leaves

 

Santos G. Leyva–Mir¹* , Juliana Terrones–Rodríguez¹ , Julio Herrera–Espino² y Héctor E. Villaseñor–Mir

 

¹ Universidad Autónoma Chapingo. Km. 38.5 Carretera México–Texcoco. *(Autor responsable). (lsantos@correo.chapingo.mx)

² Programa de Trigo. Campo Experimental del Valle de México. Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias. 56230. Chapingo, Estado de México

 

Recibido: Abril, 2007.
Aprobado: Abril, 2008.

 

Resumen

En Puccinia triticina la resistencia a un lento desarrollo de la roya del trigo (LDR) es el proceso lento de la infección en campo; así, es importante generar variedades con LDR a la roya de la hoja del trigo para lo cual se debe identificar las formas de herencia y el manejo en el mejoramiento de variedades de trigo. Para determinar los componentes a la resistencia LDR a la roya de la hoja del trigo (Puccinia triticina Eriks.) se evaluaron, en cámara de crecimiento 20 genotipos de trigo harinero (Triticum aestivum L.), en plántula, usando la raza fisiológica MCJ/SP de P. triticina y midiendo el periodo de latencia, tamaño y número de pústulas. Los genotipos Kakatsi, Tarachi F2000, Kuruku, Jupateco+Lr34–Sr2, Criollo harinero de Oaxaca y Rayón F89 presentaron un periodo de latencia más prolongado; los genotipos Kuruku y Kakatsi, un tamaño de pústula más pequeño; Kuruku y Kakatsi, un menor número de pústulas por cm². Se concluye que un genotipo con alto nivel de resistencia de esta naturaleza puede ser identificado al medir cualquiera de los componentes de la resistencia LDR en estado de plántula.

Palabras clave: Puccinia triticina, Triticum aestivum, componentes de la resistencia de enrollamiento lento, plántula, cámara de crecimiento.

 

Abstract

In Puccinia triticina, slow–rusting resistance (SRR) is a slow process of infection in the field; thus, it is important to generate slow–rusting varieties resistant to wheat leaf rust. To do so, forms of inheritance and management of wheat varieties must be identified. To determine the components of slow–rusting resistance to rust (P. triticina Eriks.) in wheat leaf, seedlings of 20 flour wheat (Triticum aestivum L.) genotypes were evaluated in a growing chamber using the P. triticina physiological race MCJ/SP. Dormant period, size and number of pustules were measured. The genotypes Kakatsi, Tarachi F2000, Kuruku, Jupateco+Lr34–Sr2, Oaxaca local flour race, and Rayon F89 exhibited a longer dormant period. The Kuruku and Kakatsi genotypes had smaller and fewer pustules per cm². It is concluded that a genotype with a high level of this type of resistance can be identified by measuring any of the SRR components during the seedling stage.

Key words: Puccinia triticina, Triticum aestivum, slow–rusting resistance components, seedling, growth chamber.

 

INTRODUCCIÓN

Puccinia triticina Eriks. es un patógeno muy diseminado y destructivo, tiene un mecanismo eficiente de dispersión aérea a grandes distancias, gran habilidad para mutar (Rajaram y Campos, 1974) y multiplicarse rápidamente (Singh et al., 2001), en relación a otros patógenos causantes de royas. Una severa infección puede detener el desarrollo de la planta e incluso matarla, al reducir la superficie de fotosíntesis y causar pérdidas de agua, debilitando el sistema radical y provocando arrugamiento en los granos (Roelfs, 1978). En México se han usado fuentes de resistencia específica para desarrollar variedades resistentes a P. triticina, pero tales variedades permanecen en explotación comercial extensiva sólo 3 a 5 años, ya que el hongo desarrolla nuevas formas de virulencia (CI–MMYT, 1977). La resistencia específica sólo confiere protección a las plantas por poco tiempo; por tanto, se busca generar variedades con resistencia caracterizadas por permitir LDR (lento desarrollo de la roya) a P. triticina, la cual muestra una incidencia moderada de la enfermedad en estado de plántula y un desarrollo lento en planta adulta, con bajo porcentaje de daño al final del ciclo del cultivo. Este tipo de resistencia se ha tipificado como durable (Roelfs et al., 1992). La variedad Frontana es una de las mejores fuentes de resistencia durable a P. triticina, y las variedades como Penjamo 62, Torim 73, Ka1yan/Bluebird, tuvieron características de enrollamiento lento, posiblemente derivado de Frontana (Roelfs, 1988). El análisis genético de esta variedad indica que la resistencia de planta adulta se basa en los efectos del gen Lr34 y de 2 ó 3 genes de resistencia por inducción de LDR, conocidos como el complejo Lr34 (Singh y Rajaram, 1992). En México, la severidad inducida por P. triticina en algunos cultivares se relaciona con su número de genes de LDR: un cultivar susceptible muestra 100% de severidad, los cultivares con Lr34 muestran 40%, los cultivares con Lr34 y 1 o 2 genes menores aditivos muestran 10–15%, y los cultivares con Lr34 y 2 o 3 genes aditivos muestran 1–5% de severidad y al final la severidad de la roya sería menor a 10% de daño. Singh (1992) reseleccionó el cultivar Jupateco 73 en presencia y ausencia de Lr34, gen que afecta tres componentes del enrollamiento lento, aumenta el período de latencia, disminuye el tamaño y número de pústulas (Singh et al., 1999).

Los genotipos que tienen DR poseen un tipo alto de infección en estado de plántula y la resistencia de LDR se puede caracterizar en experimentos en invernadero evaluando las variables mencionadas bajo una inoculación cuantitativa. Sin embargo, no hay sustitutos para la evaluación de campo, por lo cual su evaluación es difícil (Singh 1992). Para caracterizar los componentes de la resistencia de LDR como el período de latencia (tiempo desde la infección hasta la esporulación), tamaño de pústula (infección) y número de pústulas por unidad de área de la hoja (receptividad, frecuencia de infección), se usan plantas en cámara de crecimiento e invernadero con inoculación cuantitativa (Parlevliet, 1985). Estos componentes se han usado como una medida de la resistencia pudiéndose tipificar desde una alta resistencia a la inmunidad hasta una resistencia intermedia expresada, por ejemplo, por un bajo número de pústulas y un tipo bajo de infección, hacia una susceptibilidad normal expresada en un alto número de pústulas (Eskes, 1983).

Dada la importancia de conocer el proceso de LDR en trigo, el objetivo del presente estudio fue analizar los componentes de la resistencia LDR a la roya de la hoja (Puccinia triticina Eriks.) en 20 genotipos de trigo harinero (Triticum aestivum L.), mediante la determinación del periodo de latencia, tamaño y número de pústulas en estado de plántula en cámara de crecimiento.

 

MATERIALES Y MÉTODOS

El estudio se realizó en cámara de crecimiento del Centro Internacional de Mejoramiento de Maíz y Trigo (CIMMYT) en El Batán, Estado de México. Se seleccionaron 20 genotipos de trigo harinero (Cuadro 1) y la raza fisiológica MCJ/SP de P. triticina (causante del mayor daño en trigos harineros en México) con una presencia de 69% en los Valles Altos de México (Huerta–Espino, 1999). Se recolectaron esporas de un genotipo de trigo harinero muy susceptible a P. triticina en invernaderos del CIMMYT. La raza fue verificada previo a las inoculaciones mediante la formula de avirulencia/virulencia: Lr2a, 2b, 2c, (3), 3Ka, 2bg, 9,16, 18, 19, 21, 22a, 24, 25, 28, 29, 30, 32, 33, 34, 35, 36/Lrl, 10, 11, 12, 13, 14a, 14b, 15, 17, 20, 22b, 23, 26, 27+31, 37 (Singh y Huerta–Espino, 2002).

Pruebas de resistencia de genotipos

Se hicieron dos siembras (5 de junio y 17 de agosto, 2001), cada genotipo se sembró en 10 macetas de plástico con suelo desinfectado (1 kg), dos semillas por maceta y se usaron las mismas repeticiones para ambos experimentos. La inoculación se realizó 8 d después de la siembra, usando una suspensión de uredosporas de la raza MCJ/SP en aceite mineral de peso ligero (Soltrol® 170). La concentración del inóculo se obtuvo al diluir 0.5 g esporas + 20 mL Soltrol®, y de esta suspensión se tomaron 2.5 mL + 15 mL de aceite mineral. El conteo de uredosporas se hizo con un hematocitómetro Neubauer (American Optical Co.), y la concentración fue 6.5X106 esporas mL^–1 . Las plántulas se inocularon cuando apareció la primer hoja extendida. La suspensión se asperjó uniformemente como un rocío leve (10 mL suspensión por cada cinco macetas) usando un atomizador conectado a un compresor de aire a una presión de 2 L. Después las macetas se colocaron en charolas y estuvieron 16 h en un humificador ajustado a una humedad relativa (HR) de 100% las primeras 4 h y luego 15 min de neblina por hora (HR 100%). Estas condiciones son óptimas para inducir la germinación de las uredosporas y la formación de estructuras infectivas (Browder 1971). Las macetas se trasladaron a una cámara de crecimiento, la cual se ajustó a 15 °C (día y noche) y 16 h luz (06:00 a 22:00). Con las plantas inoculadas se usó un diseño experimental completamente al azar con cinco repeticiones; la parcela experimental fue dos macetas.

Período de latencia

Se consideró el periodo de latencia (PL) como el tiempo desde la inoculación hasta la apertura esporulante de 50% de pústulas (Parlevliet, 1985). Se contó cada día la cantidad total de pústulas que emergen para determinar el 50% y se hizo un ajuste estimativo con MS Excel y la fórmula de Singh et al. (2000): PL = t1 + ((F/(2 – t1)) (t2 – t1) / (nt2 – nt1), donde PL = periodo de latencia en días; F = total de pústulas; tl = número acumulado de días previos al 50% de pústulas erupcionadas; t2 = número de días posterior al 50% de pústulas erupcionadas; ntl = número de pústulas erupcionadas sobre tl; nt2 = número de pústulas erupcionadas sobre t2.

Tamaño de pústula

Se obtuvo del promedio de la medición de la longitud por la anchura de 20 pústulas por repetición, tomadas al azar en el área de conteo. A los 21 d de la inoculación se hizo 21 conteos de pústulas para calcular su promedio (cuando y a no aparecieron más pústulas). Se uso un micrómetro (Finescale® Inc. Orange, California), con el programa MS Excel y TP = (largoXancho) (π / 4), donde TP= tamaño de pústula en mm2 (Lee y Shaner, 1985).

Número de pústulas

Se marcaron 3 cm de longitud por el ancho de la hoja (área de conteo), por planta por repetición. Los conteos diarios, usando una lupa cuando empezaron a aparecer pústulas erupcionadas (12 d después de inocular) continuaron hasta que ya no aparecieron pústulas (21 d de la inoculación). Con el total de pústulas se calculó el número de pústula cm2 , así como el periodo de latencia.

Análisis de los datos

Se hizo un análisis de varianza (SAS 1989) para las variables PL (periodo de latencia), TP (tamaño de pústulas) y NP (número de pústulas por cm ). Se hizo un análisis combinado de los dos experimentos y una comparación de medias de los genotipos (DMS; p<0.05). La variedad susceptible Jupateco 73S fue el testigo y las medias de los otros 19 genotipos se compararon contra la de esta variedad.

 

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Hubo diferencia significativa (p<0.05), tamaño y número de pústulas por cm²; al comparar con la media de Jupateco 73S (p<0.05) se formaron tres grupos para las mismas variables. Aunque para periodo de latencia no hubo diferencias estadísticas los genotipos se agruparon por los resultados biológicos: 1) los genotipos 10, 15, 7, 3, 5, 20 y 16 tuvieron un periodo de latencia más largo, es decir retardaron el desarrollo de P. triticina; 2) los genotipos 5, 18, 11, 14, 4, 13, 8, 17 y 9 mostraron un periodo de latencia similar (p>0.05) al de Jupateco 73S, ya que presentaron sólo un gen de efecto aditivo que les confiere un bajo nivel de resistencia LDR a P. triticina (Singh y Rajaram, 1922); 3) los genotipos 19, 12, 1 y 6 tuvieron un periodo de latencia más corto, en estos P. triticina se desarrolló rápidamente aunque poseen el gen Lr34 (Singh 1992), alcanzando una severa intensidad de enfermedad al final del ciclo vegetativo (Cuadro 2). En esta variable los genotipos más sobresalientes fueron Kakatsi, excediendo 2 d al periodo de latencia de Jupateco 73S, seguidos de Karachi F200, Kururu y Jupateco+LR34–RS2, con 1 d de diferencia.

En los genotipos 1, 2, 3, 6, 8, 9, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 17, 18, los tamaños de pústula fueron más grande (5 mm) aunque no estadísticamente diferentes (p>0.05) al testigo susceptible Jupateco 73S, pero fueron los más susceptibles a P. triticina. Los genotipos 5 y 4 fueron intermedios, y los genotipos 7 y 10 presentaron un tamaño de pústula más pequeño (2 mm), lo cual es congruente en que dichas líneas tienen cuatro a cinco genes de efecto aditivo que trae como consecuencia altos niveles de LDR (Singh y Gupta, 1992) (Cuadro 2). Los genotipos susceptibles con el mayor número de pústulas por cm² fueron el testigo Jupateco 73S (29 pústulas) seguido por los genotipos 16 15 y 12 y 6 (25 pústulas). Los genotipos 20, 3, 1, 9, 8, 17, 13, 19, 4, 5, 18 y 11 fueron moderadamente susceptibles y los genotipos 14, 7 y 10 presentaron 15 pústulas por cm², y así la expresión de la roya de la hoja fue menor. Singh (1992) indica que la variedad Jupateco 73S (testigo en este trabajo) se comporta como un cultivar que posee el proceso de LDR contra la infección de P. triticina con un aumento en el periodo de latencia y un decremento en el número de pústulas. Según Singh y Gupta (1992), LDR es muy marcado en estados posteriores de plántula y que la expresión de la resistencia conferida por el Lr34 es influenciada por la temperatura (20 °C). En este trabajo el tamaño de pústula de los cultivares Jupateco 73R y 73S no presentaron diferencias, pero sí en el periodo de latencia y número de pústulas. En los demás genotipos (10, 15, 7, 3, 20, 14 y 16) que fueron resistentes se observó el mayor periodo de latencia (32 y 33 d), menor tamaño y número de pústulas (de 3 a 4 mm); pero en los genotipos susceptibles hubo valores diferentes a éstos. Dyck y Samborski (1968) y Sharp et al. (1976) indican que temperaturas de 26 °C pueden modificar los genes de resistencia a P. triticina; ésta puede ser la razón para Jupateco 73R donde el período de latencia fue más corto que para Jupateco 73S y también tuvo mayor daño de pústula. Asimismo, es interesante observar que la susceptibilidad de Jupateco 73S fue aparentemente superada por los genotipos 6, 11 y 15; sólo en NP el Jupateco 73S superó a todos los genotipos. En cambio, Johnson y Wilcoxson (1978) observaron variación en cada uno de los componentes analizados de la resistencia LDR. Cabe mencionar que las reacciones de infección de la interacción hospedante–patógeno se modifican con las condiciones ambientales, edad, nutrición, tejido del hospedante, densidad de inóculo y tiempo (Roelfs, 1988).

 

CONCLUSIONES

Los componentes de la resistencia de LDR a P. triticina se pueden determinar en cámara de crecimiento por medio del periodo de latencia prolongado, menor tamaño y menor número de pústulas luego de una inoculación uniforme. El componente que define mejor el LDR es el número de pústulas, seguido por el periodo de latencia. La variación observada en los componentes de la resistencia LDR indica que son diferentes los genes que la confieren. Los genotipos identificados con alto nivel de resistencia de enrollamiento lento se pueden usar como fuentes de resistencia en cualquier programa de mejoramiento, precisando que este tipo de resistencia se confiere en plántula y planta adulta.

 

LITERATURA CITADA

Browder, L. E. 1971. Pathogenic specialization in cereal rust fungi, especially Puccinia recondite f. sp. tritici: Concepts, methods of study and application. Tech. Bull. USDA. pp: 51.        [ Links ]

CIMMYT. 1977. Pathology. In: CIMMYT report of wheat improvement 1977. México, Annual report. pp: 79–105.        [ Links ]

Dyck, P. L., and D. J. Samborski. 1968. Host–parasite interactions involving two genes for leaf rust resistance in wheat. Proc. 3rd Int. Wheat Genet. Symp. Australian Academy of Science, Canberra. pp: 245–250.        [ Links ]

Eskes, A. B. 1983. Expression of incomplete resistance to pathogens. Food and Agriculture Organization of the United Nations. Institute Agronomic of Campinas Campinas, SP, Brazil. In: Lamberti, F., J. M. Waller and N. A. Van der Graaff (eds). Durable Resistance in Crops. Plenum Press. Published in cooperation with NATO Scientific Affairs Division. New York and London Series A: Life Sciences (55): 169–195.        [ Links ]

Huerta–Espino, J. 1999. Identificación de razas fisiológicas de la roya de la hoja del trigo durante el verano de 1998 en trigo de temporal. In: Villaseñor–Mir, H. E., E. Espitia–Rangel y J. Huerta–Espino (eds). CEVAMEX–INIFAP, informe de avances de investigación 1998 (Programa de trigo). INIFAP. Chapingo, México. pp: 29–32.        [ Links ]

Johnson, D. A., and R. D. Wilcoxson. 1978. Components of slow–rusting in barley infected with Puccinia hordei. Phytopathology 68: 1470–1474.        [ Links ]

Lee, T. S., and G. Shaner. 1985. Oligogenic inheritance of length of latent period in six slow leaf–rusting wheat cultivars. Phytopathology 75: 636–643.        [ Links ]

Parlevliet, J. E. 1985. Resistance of the nonrace–specific type. In: Roelfs A. P., and W. R. Bushnell (eds).The Cereal Rusts Vol. II; Diseases, Distribution, Epidemiology and Control. Academic Press, Orlando, Florida. pp: 501–525.         [ Links ]

Rajaram, S., and A. Campos. 1974. Epidemiology of wheat rust in the Western Hemisphere. CIMMYT. Res. Bull. 27: 1–27.         [ Links ]

Roelfs, A. P. 1978. Estimated losses caused by rust in small grain cereals in the United States. 1918–1976. Misc. Publ. U. S. Dept. Agric. 1363. pp: 1–85.         [ Links ]

Roelfs, A.P. 1988. Resistance to leaf and stem rusts in wheat. Cereal Rust Laboratory, U.S. Department of Agriculture. Research Service and the University of Minnesota, St. Paul, Minnesota. In: Simmonds, N. W., and S. Rajaram (eds). Breeding Strategies for Resistance to the Rusts of Wheat. CYMMYT. México. pp: 10–22.        [ Links ]

Roelfs, A. P., R. P. Singh, y E. E. Saari. 1992. Las royas del trigo. CIMMYT. México, D. F. 81 p.         [ Links ]

SAS Institute Inc. 1989. SAS/STAT User's Guide. Version 6. 4th ed. Vols. I and 2. SAS Institute Inc., Cary. NC.         [ Links ]

Sharp, E. L., B. K. Sally, and G. A. Taylor. 1976. Incorporation of additive genes for stripe rust resistance in winter wheat. Phytopathology 66: 794–797.         [ Links ]

Singh, R. P. 1992. Association between gene Lr34 for leaf rust resistance and leaf tip necrosis in wheat. Crop Sci. 32: 874– 878.         [ Links ]

Singh, R. P., and A. K. Gupta. 1992. Expression of wheat leaf rust resistance gene Lr34 in seedlings and adult plants. Plant Dis. 76: 489–491.         [ Links ]

Singh, R. P., and S. Rajaram. 1992. Genetics of adult–plant resistance to leaf rust in Frontana and three CIMMYT wheats. Genome 35: 24–31.         [ Links ]

Singh, R. P., S. Rajaram, and J. Huerta–Espino. 1999. Combining additive genes for slow rusting type of resistance to leaf and stripe rusting in wheat. In: The Tenth Regional Wheat Workshop for Eastern, Central and Southern Africa. Addis Ababa, Ethiopia CIMMYT. pp: 394–403.         [ Links ]

Singh, R. P., J. Huerta–Espino, and S. Rajaram. 2000. Achieving near–immunity to leaf and stripe rusts in wheat by combining slow rusting resistance genes. Acta Phytopathologica et Entomologica Hungarica 35: 133–139.         [ Links ]

Singh, R. P., J. Huerta–Espino, y M. William. 2001. Resistencia durable a roya de la hoja y roya amarilla: genética y mejoramiento en el CIMMYT. In: Seminario Internacional: Estrategias y metodologías utilizadas en el mejoramiento de trigo. INIA CIMMYT. INIA La Estanzuela, Colonia Uruguay. pp: 80.        [ Links ]