Ciencia animal

 

Células troncales mesenquimales: biología, caracterización y futuras aplicaciones en salud y producción de especies domésticas y pecuarias. Parte II

 

Mesenchymal stem cells: biology, characterization and future applications to animal health and production of domestic species and livestock. Part II

 

Rosa M. Pérez–Serrano¹, Jesús J. Ramírez–Espinosa¹, Armando Shimada², Anaid Antaramian³, Enrique Piña⁴, Ofelia Mora^2,1*

 

¹ Programa de Posgrado en Ciencias de la Producción y de la Salud Animal, Universidad Nacional Autónoma de México (UNAM). México.

² Laboratorio de Rumiología y Metabolismo Nutricional (RuMeN). Facultad de Estudios Superiores–Cuautitlán, UNAM. Blvd. Juriquilla 3001, Querétaro, estado de Querétaro. 76230, México. *Autor responsable (ofemora66@unam.mx).

³ Instituto de Neurobiologia, UNAM. Blvd. Juriquilla 3001, Querétaro, estado de Querétaro. 76230, México.

⁴ Facultad de Medicina, UNAM. Circuito Interior, Ciudad Universitaria, Av. Universidad 3000, D. F. 0451, México.

 

Recibido: septiembre, 2011.
Aprobado: julio, 2012.

 

Resumen

Las células troncales mesenquimales poseen capacidad proliferativa alta y potencial de diferenciarse a diversos linajes celulares. Estas cualidades las hacen un modelo biológico idóneo en el estudio y desarrollo de herramientas biotecnológicas para su uso en la medicina veterinaria y en la zootecnia. En este artículo se analiza la información disponible sobre las células troncales mesenquimales de especies domésticas y se discuten posibles usos actuales y futuros en la medicina veterinaria y la zootecnia en ingeniería y regeneración de tejidos, tratamiento de enfermedades crónicas, generación de animales con mejores características productivas, reproducción asistida de animales genéticamente superiores o en peligro de extinción y mejor entendimiento de los procesos de desarrollo y metabolismo tisular de las especies domésticas.

Palabras clave: células troncales mesenquimales, médula ósea, diferenciación celular, multipotencialidad, producción animal, terapia celular.

 

Abstract

Mesenchymal stem cells are highly proliferative and have the potential to differentiate into several cell lineages. These qualities make them an ideal biological model in the study and development of biotechnological tools for use in veterinary medicine and animal production. This paper reviews the information available on mesenchymal stem cells in domestic species and their possible uses, present and future, for veterinary medicine and animal production: engineering and tissue regeneration, treatment of chronic diseases, generation of animals with better production characteristics, assisted reproduction of genetically superior animals or of endangered species and better understanding of the processes of tissue development and metabolism of domestic species.

Key words: mesenchymal stem cells, bone marrow, cell differentiation, multipotency, animal production, cell therapy.

 

INTRODUCCIÓN

Desde el descubrimiento de las células troncales en la década de 1950 y la identificación y caracterización posterior de las células troncales mesenquimales (CTM) se ha generado gran cantidad de información e investigación sobre la biología y las posibles aplicaciones de estas células, centrándose a la salud humana, y usando como modelos ratas y ratones o al propio humano. En otras especies domésticas la investigación se ha limitado principalmente en casos en los que alguna especie es un modelo compatible con la fisiología normal o algún padecimiento humano. La existencia de estos modelos ha promovido el estudio, aislamiento y caracterización de células mesenquimales de médula ósea (MO) de las principales especies de interés veterinario y pecuario (Cuadro 1).

Debido a su capacidad proliferativa alta y de diferenciación a diversos tejidos, las CTM se usan experimentalmente para evaluar el efecto de la terapia celular sobre infarto e isquemia de miocardio (Huang et al., 2006; Gandolfi et al., 2011), reconstrucción de válvulas cardiacas, degeneración de discos intervertebrales, reparación de fracturas, reemplazo de cadera, lesiones en médula espinal (Jung et al., 2009) o esclerosis (Bonfield et al., 2010).

Caracterización de células troncales mesenquimales de médula ósea de especies domésticas

Caninos

Csaki et al. (2007) caracterizaron CTM de MO de perro y encontraron una reacción positiva a los marcadores de CTM CD105 y CD90 y negativa para los marcadores de células hematopoyéticas (CH) CD34 y CD45. Además diferenciaron las células aisladas a osteocitos, condrocitos y adipocitos. En ese estudio, las células diferenciadas a condrocitos se observaron ordenadas en nódulos con células redondeadas en el centro y células de morfología fibroblastoide en la periferia, similar a la morfología del cartílago in vivo.

Felinos

Martin et al. (2002) aislaron y caracterizaron CTM de MO felina y la frecuencia de esas células fue 1 en 4.7 × 10⁴ a 1 en 5.9 × 10⁵ células del total de células aisladas. Las células expresaron los marcadores de CTM CD9 y CD44 y fueron negativas para el marcador de CH CD45, además de diferenciar estas células a adipocitos y osteocitos. Quimby et al. (2011) reportan resultados similares con esta especie para la diferenciación a adipocitos y osteocitos, y también a condrocitos.

Equinos

En equinos, Vidal et al. (2006) determinaron la capacidad de proliferación y diferenciación de las CTM y el tiempo de duplicación celular fue 1.4±0.26 d, alcanzando 30 ±2.4 duplicaciones celulares para el décimo pasaje. Asimismo, se diferenciaron las CTM aisladas a los linajes adiposo y óseo.

Porcinos

Las células mesenquimales de MO de los porcinos incrementan su número a un ritmo regular hasta el décimo pasaje y en los pasajes subsecuentes disminuye hasta el décimo quinto pasaje, cuando el crecimiento celular se detiene, alcanzando alrededor de 40 duplicaciones (Colleoni et al., 2005). Las células aisladas mostraron capacidad de diferenciación adiposa y ósea, mientras que cultivos tratados con 5' azacitidina, además de presentar acúmulo de gotas lipídicas formaban multicapas en el cultivo y algunas células presentaron vacuolas en su citoplasma, las cuales indican diferenciación adiposa en estas células. Otras tratadas con el mismo reactivo se observaron bi o multinucleadas, además de expresar el gen para la cadena pesada de miosina, un marcador de la diferenciación muscular (Colleoni et al., 2005).

Las CTM de muestras de MO pre y posnatales poseen una capacidad de proliferación superior a las 30 duplicaciones celulares (Zeng et al., 2006). Un hallazgo importante fue que algunas de las clonas aisladas de muestras prenatales expresan Oct3/4, un factor de transcripción de gran importancia en el mantenimiento de la pluripotencialidad de las células durante la etapa embrionaria (Abu–Remaileh et al., 2010), y dicha expresión se mantiene estable aún después de 90 duplicaciones celulares en estas clonas. Las células aisladas por Zeng et al. (2006) mostraron capacidad de diferenciarse a una amplia gama de linajes celulares: adipocitos, condrocitos, osteocitos, células musculares lisas, células endoteliales, hepatocitos y células del neuroectodermo.

Ovinos y caprinos

En caprinos, Quintavalla et al. (2002) observaron la capacidad de diferenciación condrogénica y osteogénica de células de la MO. Además, Eslaminejad et al. (2007, 2009) evaluaron la capacidad de proliferación y diferenciación de las CTM de MO de ovinos y caprinos. Ellos encontraron que las células aisladas de ambas especies tienen capacidad osteogénica, adipogénica y condrogénica, mientras que el tiempo de duplicación celular fue 24.94±2.67 h para caprinos y 24.9 h para ovinos.

Según McCarty et al. (2009), la abundancia de CTM con muestras obtenidas de ovinos adultos fue 4.6±0.7 células por cada 1 × 10⁵ células mononucleares, que expresan los marcadores de CTM: CD44, CD166 y CD29 y poseen capacidad osteogénica, condrogénica y adipogénica y carecen de la expresión de los marcadores Stro–1, CD146, CD90, y CD105 de CTM, y CD14, CD31 y CD45 de CH.

Bovinos

En bovinos, Colleoni et al. (2005) determinaron que las células aisladas se pueden duplicar 50 veces. Las CTM aisladas tenían capacidad osteogénica, mientras que cultivos tratados con 5' azacitidina mostraron capacidad adipogénica (presencia de gotas lipídicas) y miogénica (expresión de cadena pesada de miosina). Según Bosnakovski et al. (2005), las CTM de bovinos poseen capacidad osteogénica, condrogénica y adipogénica, además de características morfológicas particulares de estos linajes. Los cultivos diferenciados a osteocitos tenían una morfología cuboidal, las células tratadas con medio condrogénico mostraron morfología redondeada y un aumento en la densidad celular con formación de multicapas, y las células diferenciaciadas a adipocitos tenían vacuolas lipídicas.

Aves

Los estudios son escasos y centrados principalmente en pollos. Khatri et al. (2009) caracterizaron CTM aisladas de MO de pollo y mediante PCR encontraron la expresión de los marcadores de superficie CD44, CD90, CD105 y de los factores de transcripción PouV (homólogo a Oct4 de mamíferos), Sox2 y Nanog que controlan el desarrollo y diferenciación de las CTM. Estos investigadores indujeron la diferenciación a los linajes adiposo, cartilaginoso y óseo.

Estos estudios muestran la caracterización parcial de las CTM de MO de diferentes especies. En este sentido, la Sociedad Internacional de Terapia Celular (ISCT) sugiere los criterios mínimos para las células aisladas: 1) capacidad de adherencia al plástico, 2) expresión de marcadores de identidad y 3) potencial de diferenciación a adipocitos, osteocitos y condrocitos (Dominici et al., 2006).

Respecto a la capacidad de adherencia y potencial de diferenciación, todas las especies domésticas estudiadas comparten estas características con los modelos de roedores (rata y ratón) y humano. Sin embargo, respecto a la expresión de marcadores los datos obtenidos de especies pecuarias son inconclusos. La ISCT sugiere que las CTM deben expresar por lo menos los marcadores CD105, CD90 y CD73, pero en especies pecuarias sólo se reportan algunos de estos marcadores y otros más asociados a las CTM.

En contraste, Rozemuller et al. (2010) con un panel de 43 anticuerpos probados en mono, caprinos, ovinos, porcinos y caninos determinaron que todos ellos reaccionan positivamente a los anticuerpos CD271, W8B2, W4A5, CD56, W3C4 (CD349), W5C4 y 58B1, pero McCarty et al. (2009) no encontraron expresión de CD90 y CD105 en ovinos. En estos experimentos se usaron anticuerpos diseñados para reaccionar a los antígenos de humanos o roedores, lo cual puede explicar la falta de reactividad en otras especies. Es necesario diseñar anticuerpos específicos para cada especie, así como una caracterización más completa de la expresión de diferentes marcadores asociados a las CTM para determinar los patrones de expresión de las especies estudiadas. La expresión de factores de transcripción (Oct3/4, Nanog o Sox2) indica multipotencialidad en las células aisladas y es una característica que se debe determinar en estas especies porque permitiría una mejor identificacón de las CTM de MO. Esto se ha determinado en aves (Khatri et al., 2009) y equinos (Violini et al., 2009), pero está pendiente en otras especies pecuarias.

Aplicaciones de las CTM de MO en medicina veterinaria y zootecnia

La información generada en los estudios de las CTM de las especies domésticas respecto a su capacidad de proliferación y diferenciación, abre posibilidades para el tratamiento de traumatismos, enfermedades inflamatorias y crónico degenerativas, la generación de animales más eficientes o resistentes a enfermedades, una mayor comprensión del desarrollo y diferenciación de los tejidos muscular y adiposo, así como la conservación y preservación de especies silvestres y razas de especies domésticas en peligro de extinción.

Terapéutica

Las principales aplicaciones de estas células en el área veterinaria son el tratamiento de lesiones del aparato locomotor, en particular en los tejidos óseo, cartilaginoso y tendinoso en equinos y caninos. En los equinos las CTM de MO se usan para el tratamiento de lesiones ocasionadas por carreras o saltos: tendinopatias, lesiones en ligamentos, fracturas, laminitis y enfermedades articulares (Smith et al., 2003; Borjesson y Peroni, 2011). In vitro se ha comprobado su capacidad de diferenciarse a los linajes óseo, cartilaginoso, adiposo y tendinoso (Violini et al., 2009; Lettry et al., 2010). In vivo se utilizan en modelos experimentales de tendinitis (Crovace et al., 2010) y en estudios clínicos los resultados son favorables; Smith (2008) reporta reincidencia de 18 % en lesiones del tendón flexor digital superficial después de un año de seguimiento (n = 168), comparado con 56 % de reincidencia para animales que siguieron el programa de rehabilitación común para este tipo de lesiones.

En caninos hay estudios sobre el uso de CTM de MO y tejido adiposo en casos clínicos de osteoartritis del codo y de la articulación coxofemoral (Black et al., 2007, 2008). En el primer estudio se trataron 14 perros de diferentes razas con CTM de tejido adiposo en la articulación del codo. Un seguimiento de seis meses de la evolución de la discapacidad para desplazarse mostró una mejora de 34 ± 4.7 %.

Además de estas aplicaciones de la terapia con células mesenquimales y dado que los animales de compañía padecen enfermedades similares a las del ser humano, se investiga su uso en diabetes, cardiomiopatías (Minguell et al., 2010), lesiones en médula espinal (Olby, 2010), enfermedades inmunológicas, lesiones en piel y mucosas (El–Menoufy et al., 2010; Hall et al., 2010) y enfermedad renal crónica (Quimby et al., 2011). Las investigaciones sobre el uso terapeútico de las CTM en animales de compañía y equinos es escasa pero sus resultados son positivos. Al igual que en la caracterización de las CTM, se requiere desarrollar y usar modelos específicos para desarrollar las estrategias adecuadas del uso de CTM en la medicina veterinaria.

Producción pecuaria

Desarrollo y metabolismo de músculo y tejido adiposo

Hoy se conocen los mecanismos básicos del desarrollo de ambos tejidos en modelos murinos y humanos (Buckingham et al., 2003; Chargé y Rudnicki, 2004; Rosen y MacDougald, 2006). Los estudios del desarrollo y diferenciación de células musculares y adiposas en especies pecuarias se enfocan principalmente a sus precursores celulares inmediatos, las células satélite y los preadipocitos (Hausman et al., 2009; Dodson et al., 2010) o bien al desarrollo y expresión génica de estos tejidos durante el periodo fetal (Davoli et al., 2011) y posnatal (Ropka–Molik et al., 2011).

El estudio in vitro de la capacidad de diferenciación de CTM provenientes de especies pecuarias hacia células musculares y adiposas permitirá conocer los mecanismos y factores implicados en el desarrollo de estos tejidos, usando como modelo células multipotentes como las CTM que se encuentran en un estado indiferenciado y no comprometidas a un linaje celular definido como es el caso de las células satélite y los preadipocitos.

El conocimiento de los eventos que conducen a la diferenciación muscular o adiposa en las CTM permitirá desarrollar técnicas y compuestos para manipular la diferenciación de estos tejidos desde etapas tempranas del desarrollo, o estimular la diferenciación de células quiescentes presentes en los tejidos. El uso de las CTM como modelo de adipogénesis y miogénesis permitirá la evaluación de componentes no nutricionales (fitoquímicos) de las dietas de los animales y de sustancias sintéticas, como los fibratos y las tiazolidinedionas (Nakano et al., 2007; Sato et al., 2009) que puedan modificar el metabolismo y expresión génica de estos tejidos y por tanto la respuesta productiva.

Reproducción, transferencia nuclear, tecnologías de ADN recombinante y transgénesis

La transferencia nuclear (remoción del núcleo de un ovocito y su sustitución por el núcleo de una célula somática) es una técnica que requiere una fuente de células donantes, una fuente de ovocitos adecuada y hembras receptoras para llevar a cabo la gestación (Tecirlioglu et al., 2006). Esta técnica se puede usar para preservar especies en peligro de extinción como el lobo (Oh et al., 2008) o el borrego cimarrón (Williams et al., 2006). En las especies domésticas puede utilizar para clonar animales genéticamente superiores, rescatar razas con poblaciones escasas (Jang et al., 2009) y mascotas (Vanderwall et al., 2006; Oh et al., 2011).

Las técnicas de ADN recombinante y transgénesis permiten introducir genes foráneos al genoma del organismo, y resulta en la expresión de caracteres deseados como resistencia a enfermedades, síntesis de productos farmacéuticos o la sobreexpresión de genes que modifiquen positivamente la producción (mejor conversión alimenticia, rápido crecimiento, producción de proteínas específicas en la leche) (Ahmed y Khosa, 2010).

La utilización de las CTM en las técnicas de transferencia nuclear, aprovechando sus características de proliferación y su estado indiferenciado, permitiría obtener una gran cantidad de células donadoras de núcleo para transferencia; mientras que su uso en técnicas de ADN recombinante y transgénesis permitiría emplearlo en técnicas de transferencia nuclear para generar animales transgénicos. Por ejemplo, pollos transgénicos que expresan proteína verde fluorescente (Green Fluorescent Protein, eGFP) a partir de la cruza de padres a los que se transplantaron directamente a los testículos CTM de MO transfectadas con eGFP y que se diferenciaron a células germinales capaces de producir espermatozoides. Después, con semen obtenido de estos animales se inseminó artificialmente a gallinas normales y de estas cruzas se obtuvieron tres aves eGFP, de un total de 309, a partir de cuatro machos con semen eGFP (Heo et al., 2011). La eficiencia para producir este tipo de animales es baja, pero ya hay medios para generarlos. El perfeccionamiento de las técnicas necesarias (uso de CTM como células donadoras), permitirá en un futuro cercano su uso para generar animales con características deseables.

Producción de carne in vitro

La producción de carne in vitro se ha propuesto como una alternativa para reducir los riesgos y costos de la producción industrial de carne: bienestar animal, diseminación de enfermedades, contaminación ambiental, competencia por alimentos con el hombre y eficiencia de la producción (Langelaan et al., 2010). El desarrollo de esta tecnología permitirá la producción de carne diseñada con una composición especifica para las necesidades y preferencias del consumidor (mediante tecnología de ADN recombinante y transgénesis), disminuir el número de animales, el tiempo de producción y el riesgo de enfermedades de origen alimentario; además, producir esta carne en espacios menores a los utilizados por la producción industrial de animales (Bhat y Fayaz, 2011). Pero aún están en desarrollo los métodos y tecnologías necesarios para su implantación, como obtener células adecuadas para el cultivo continuo y la estandarización de las condiciones ambientales para el crecimiento y diferenciación de las células utilizadas (Mironov et al., 2009; Langelaan et al., 2010).

El modelo ideal para esta tecnología son las células troncales embrionarias (CTE); sin embargo, las únicas líneas celulares de este tipo provienen de roedores y primates. En el caso de animales para producción de carne no hay líneas celulares bien establecidas (Telugu et al., 2010). No obstante, Brevini et al. (2010) reportan la obtención de líneas de CTE en cerdos. Además, el uso de células troncales pluripotenciales inducidas (Induced Pluripotent Stem Cells, iPSC) es otra alternativa, pero la generación de estas células desde células somáticas requiere la transfección de los factores de transcripción Oct4, Sox–2 y de los factores relacionados a tumores Klf4 y c–Myc (Takahashi, 2006) para recuperar la pluripotencialidad. La transfección con estos factores se realiza uno a la vez, por lo cual la técnica es riesgosa y lenta. Por ello, para los estudios de esta nueva tecnología se usan células satélite provenientes del tejido muscular, cuya desventaja es un número reducido de duplicaciones celulares (Langelaan et al., 2010). En este caso, el uso de CTM de MO ofrece una alternativa interesante para continuar el desarrollo de esta tecnología, porque posee una mayor capacidad de duplicación que las células satélite usadas ahora, así como la capacidad de diferenciación para dar origen a diferentes linajes celulares.

 

CONCLUSIONES

El uso y aplicación de las CTM es importante en producción animal y medicina veterinaria debido a su estado indiferenciado, alta capacidad proliferativa y capacidad de diferenciación a diferentes linajes celulares. En la terapia celular se pueden usar en el tratamiento de lesiones del aparato locomotor, insuficiencia renal, infarto de miocardio o lesiones de la médula espinal. Asimismo son un modelo útil para investigar los mecanismos que controlan la diferenciación y el metabolismo de los tejidos muscular y adiposo, así como en el desarrollo y estudio de nuevos fármacos o sustancias naturales. En técnicas de reproducción y transgénesis permitirá obtener de una muestra una gran cantidad de células para transferencia nuclear, clonación y generación de animales transgénicos.

En la producción de carne in vitro el uso de las CTM de MO es una de las mejores opciones debido a sus características de proliferación y multipo–tencialidad en comparación con las células satélite. Estas células están limitadas por su baja capacidad de proliferación, lo cual obliga a un aporte constante y en mayor frecuencia de nuevas células aisladas para sustituir a las células que han detenido su proliferación.

 

AGRADECIMIENTOS

Este estudio fue financiado por el Proyecto PAPIIT IN200910 (UNAM, México) y es parte de la tesis doctoral (UNAM) de los dos primeros autores, los cuales contribuyeron de igual forma a su realización. Ambos agradecen al CONACYT la beca otorgada en la Facultad de Estudios Superiores–Cuautitlán, UNAM, México.

 

LITERATURA CITADA

Abu–Remaileh, M., A. Gerson, M. Farago, G. Nathan, I. Alkalay, S. Zins Rousso, M. Gur, A. Fainsod, and Y. Bergman Y. 2010. Oct–3/4 regulates stem cell identity and cell fate decisions by modulating Wnt/b–catenin signaling. EMBO J. 29: 3236–3248.         [ Links ]

Ahmed, S., and A. N. Khosa. 2010. An introduction to DNA technologies and their role in livestock production: a review. J. Anim. Plant Sci. 20: 305–314.         [ Links ]

Bhat, Z. F., and H. Fayaz. 2011. Prospectus of cultured meat — advancing meat alternatives. J. Food Sci. Technol. 48: 125–140.         [ Links ]

Black, L. L., J. Gaynor, D. Gahring, C. Adams, D. Aron, S. Harman, D. Gingerich, and R. Harman. 2007. Effect of adipose–derived mesenchymal stem and regenerative cells on lameness in dogs with chronic osteoarthritis of the coxofemoral joint: a randomized, double–blinded, multicenter, controlled trial. Vet. Ther. 8: 272–284.         [ Links ]

Black, L. L., J. Gaynor, C. Adams, S. Dhupa, A. E. Sams, R. Taylor, S. Harman, D. A. Gingerich, and R. Harman. 2008. Effect of interarticular injection of autologous adipose–derived mesenchymal stem and regenerative cells on clinical signs of chronic osteoarthritis of the elbow joint in dogs. Vet. Ther. 9: 192–200.         [ Links ]

Bonfield, T. L., M. T. Nolan Koloze, D. P. Lennon, and A. I. Caplan. 2010. Defining human mesenchymal stem cell efficacy in vivo. J. Inflammation (London, UK) 7: 51.         [ Links ]

Borjesson, D. L., and J. F. Peroni. 2011. The regenerative medicine laboratory: facilitating stem cell therapy for equine disease. Clin. Lab. Med. 31: 109–123.         [ Links ]

Bosnakovski, D., M. Mizuno, G. Kim, S. Takagi, M. Okumura, and T. Fujinaga. 2005. Isolation and multilineage differentiation of bovine bone marrow mesenchymal stem cells. Cell Tissue Res. 319: 243–253.         [ Links ]

Brevini, T. A. L., G. Pennarosa, L. Atanasio, A. Vanelli, B. Gasparrini, and F. Gandolfi. 2010. Culture conditions and signaling networks promoting the establishment of cell lines from parthenogenetic and biparental pig embryos. Stem Cell Rev. 6: 484–495.         [ Links ]

Buckingham, M., L. Bajard, T. Chang, P. Daubas, J. Hadchouel, S. Meilhac, D. Montarras, D. Rocancourt, and F. Relaix. 2003. The formation of skeletal muscle: from somite to limb. J. Anat. 202: 59–68.         [ Links ]

Chargé, S. B., and M. A. Rudnicki. 2004. Cellular and molecular regulation of muscle regeneration. Physiol. Rev. 84: 209–238.         [ Links ]

Csaki, C., U. Matis, A. Mobasheri, H. Ye, and M. Shakibaei. 2007. Chondrogenesis, osteogenesis and adipogenesis of canine mesenchymal stem cells: a biochemical, morphological and ultrastructural study. Histochem. Cell Biol. 128: 507–520.         [ Links ]

Colleoni, S., G. Donofrio, I. Lagutina, R. Duchi, C. Galli, and G. Lazzari. 2005. Establishment, differentiation, electroporation, viral transduction, and nuclear transfer of bovine and porcine mesenchymal stem cells. Cloning Stem Cells 3: 154–166.         [ Links ]

Crovace, A., L. Lacitignola, G. Rossi, and E. Francioso. 2010. Histological and immunohistochemical evaluation of autologous cultured bone marrow mesenchymal stem cells and bone marrow mononucleated cells in collagenase–induced tendinitis of equine superficial digital flexor tendon. Vet. Med. Int. doi 10.4061/2010/250978.         [ Links ]

Davoli, R., S. Braglia, V. Russo, L. Varona, and M. F. Pas. 2011. Expression profiling of functional genes in prenatal skeletal muscle tissue in duroc and pietrain pigs. J. Anim. Breed. Genet. 128: 15–27.         [ Links ]

Dodson, M. V., G. J. Hausman, L. Guan, M. Du, T. P. Rasmussen, S. P. Poulos, P. Mir, W. G. Bergen, M. E. Fernyhough, D. C. McFarland, R. P. Rhoads, B. Soret, J. M. Reecy, S. G. Velleman, and Z. Jiang. 2010. Skeletal muscle stem cells from animals I. Basic cell biology. Int. J. Biol. Sci. 6: 465–474.         [ Links ]

Dominici, M., K. Le Blanc, I. Mueller, I. Slaper–Cortenbach, F. Marini, D. Krause, R. Deans, A. Keating, D. J. Prockop, and E. Horwitz. 2006. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The international society for cellular therapy position statement. Cytotherapy 8: 315–317.         [ Links ]

El–Menoufy, H., L. A. Aly, M. T. Aziz, H. M. Atta, N. K. Roshdy, L. A. Rashed, and D. Sabry D. 2010. The role of bone marrow–derived mesenchymal stem cells in treating formocresol induced oral ulcers in dogs. J. Oral Pathol. Med. 39: 281–289.         [ Links ]

Eslaminejad, M. B., F. Falahi, H. Nazarian, L. Taghiyar, and M. T. Daneshzadeh. 2007. Differentiation potential and culture requirements of mesenchymal stem cells from ovine bone marrow for tissue regeneration applications. Iran. J. Vet. Surg. 2: 53–65.         [ Links ]

Eslaminejad, M. B., M. Jafarian, A. Khojasteh, F. M. Abbas, M. M. Dehgahn, and R. Hassanizadeh. 2008. In vivo bone formation by canine mesenchymal stem cells loaded onto ha/ tcp scaffolds: Qualitative and quantitative analysis. Yakhteh Medical J. 10: 205–212.         [ Links ]

Eslaminejad, M. B., H. Nazarian, F. Falahi, L. Taghiyar, and M. T. Daneshzadeh. 2009. Ex vivo expansion and differentiation of mesenchymal stem cells from goat bone marrow. Iran. J. Basic Med. Sci. 12: 70–79.         [ Links ]

Gandolfi, F., A. Vanelli, G. Pennarossa, M. Rahaman, F. Acocella, and T. A. Brevini. 2011. Large animal models for cardiac stem cell therapies. Theriogenology 75: 1416–1425.         [ Links ]

Hall, M. N., W. S. Rosenkrantz, J. H. Hong, C. E. Griffin, and C. M. Mendelsohn. 2010. Evaluation of the potential use of adipose–derived mesenchymal stromal cells in the treatment of canine atopic dermatitis: a pilot study. Vet. Ther. 11: E1–4.         [ Links ]

Hausman, G. J., M. V. Dodson, K. Ajuwon, M. Azain, K. M. Barnes, L. L. Guan, Z. Jiang, S. P. Poulos, R. D. Sainz, S. Smith, M. Spurlock, J. Novakofski, M. E. Fernyhough, and W. G. Bergen. 2009. Board–invited review: the biology and regulation of preadipocytes and adipocytes in meat animals. J. Anim. Sci. 87: 1218–1846.         [ Links ]

Heo, Y. T., S. H. Lee, J. H. Yang, T. Kim, and H. T. Lee. 2011. Bone marrow cell–mediated production of transgenic chickens. Lab. Invest. Apr 25 [Epub ahead of print]         [ Links ].

Huang, S. D., F. L. Lu, X. Y. Xu, X. H. Liu, X. X. Zhao, B. Z. Zhao, L. Wang, D. J. Gong, Y. Yuan, and Z. Y. Xu. 2006. Transplantation of angiogenin–overexpressing mesenchymal stem cells synergistically augments cardiac function in a porcine model of chronic ischemia. J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 132: 1329–1338.         [ Links ]

Jang, G., S. Hong, J. Kang, J. Park, H. Oh, C. Park, J. Ha, D. Kim, M. Kim, and B. Lee. 2009. Conservation of the sapsaree (Canis familiaris), a korean natural monument, using somatic cell nuclear transfer. J. Vet. Med. Sci. 71: 1217–1220.         [ Links ]

Jung, D. I., J. Ha, B. T. Kang, J. W. Kim, F. S. Quan, J. H. Lee, E. J. Woo, and H. M. Park. 2009. A comparison of autologous and allogenic bone marrow–derived mesenchymal stem cell transplantation in canine spinal cord injury. J. Neurol. Sci. 285: 67–77.         [ Links ]

Kato, Y., H. Imabayashi, T. Mori, T. Tani, M. Taniguchi, M. Higashi, M. Matsumoto, A. Umezawa, and Y. Tsunoda. 2004. Nuclear transfer of adult bone marrow mesenchymal stem cells: developmental totipotency of tissue–specific stem cells from an adult mammal. Biol. Reprod. 70: 415–418.         [ Links ]

Khatri, M., T. D. O'Brien, and J. M. Sharma. 2009. Isolation and differentiation of chicken mesenchymal stem cells from bone marrow. Stem Cells Dev. 18: 1485–1494.         [ Links ]

Kim, H. S., K. H. Kim, S. H. Kim, Y. S. Kim, K. T. Koo, T. I. Kim, Y. J. Seol, Y. Ku, I. C. Rhyu, C. P. Chung, and Y. M. Lee. 2010. Immunomodulatory effect of canine periodontal ligament stem cells on allogenic and xenogenic peripheral blood mononuclear cells. J. Periodontal Implant. Sci. 40: 265–270.         [ Links ]

Langelaan, M. L. P., K. J. M. Boonen, R. B. Polar, F. P. T. Baaijens, M. J. Post, and D. W. J. Van der Schaft. 2010. Meet the new meat: tissue engineered skeletal muscle. Trends Food Sci. Tech. 21: 59–66.         [ Links ]

Lettry, V., K. Hosoya, S. Takagi, and M. Okumura. 2010. Coculture of equine mesenchymal stem cells and mature equine articular chondrocytes results in improved chondrogenic differentiation of the stem cells. Jpn. J. Vet. Res. 58: 5–15.         [ Links ]

Li, H., F. Yan, L. Lei, Y. Li, and Y. Xiao. 2009. Application of autologous cryopreserved bone marrow mesenchymal stem cells for periodontal regeneration in dogs. Cells Tissues Organs 190: 94–101.         [ Links ]

Liu, X., X. Li, Y. Fan, G. Zhang, D. Li, W. Dong, Z. Sha, X. Yu, Q. Feng, F. Cui, and F. Watari. 2010. Repairing goat tibia segmental bone defect using scaffold cultured with mesenchymal stem cells. J. Biomed. Mater. Res. B Appl. Biomater. 94: 44–52.         [ Links ]

Martin, D. R., N. R. Cox, T. L. Hatchcock, G. P. Niemeyer, and H. J. Baker. 2002. Isolation and characterization of multipotential mesenchymal stem cells from feline bone marrow. Exp. Hematol. 30: 879–886.         [ Links ]

McCarty, R. C., S. Gronthos, A. C. Zannettino, B. K. Foster, and C. J. Xian. 2009. Characterization and developmental potential of ovine bone marrow derived mesenchymal stem cells. J. Cell. Physiol. 2: 324–333.         [ Links ]

Minguell, J. J., F. M. Florenzano, M. R. Ramírez, R. F. Martínez, and G. P. Lasala. 2010. Intracoronary infusion of a combination of bone marrow derived stem cells in dogs. Exp. Clin. Cardiol. 15: 17–20.         [ Links ]

Mironov, V., T. Trusk, V. Kasyanov, S. Little, R. Swaja, and R. Markwald. 2009. Biofabrication: a 21st century manufacturing paradigm. Biofabrication 1 022001.         [ Links ]

Nakano, S., Y. Inada, H. Masuzaki, T. Tanaka, S. Yasue, T. Ishii, K. Ebihara, K. Hosoda, K. Maruyama, Y. Yamazaki, N. Shibata, and K. Nakao. 2007. Bezafibrate regulates the expression and enzyme activity of 11beta–hydroxysteroid dehydrogenase type 1 in murine adipose tissue and 3T3–L1 adipocytes. Am. J. Physiol. Endocrinol Metab. 292: E1213–E1222.         [ Links ]

Oh, H. J., M. K. Kim, G. Jang, H. J. Kim, S. G. Hong, J. E. Park, K. Park, S. H. Sohn, D. Y. Kim, N. S. Shin, and B. C. Lee. 2008. Cloning endangered gray wolves (Canis lupus) from somatic cells collected postmortem. Theriogenology 70: 638–647.         [ Links ]

Oh, H. J., J. E. Park, M. J. Kim, S. G. Hong, J. C. Ra, J. Y. Jo, S. K. Kang, G. Jang, and B. C. Lee. 2011. Recloned dogs derived from adipose stem cells of a transgenic cloned beagle. Theriogenology 75: 1221–1231.         [ Links ]

Olby, N. 2010. The pathogenesis and treatment of acute spinal cord injuries in dogs. Vet. Clin. North Am. Small Anim. Pract. 40: 791–807.         [ Links ]

Plánka, L., D. Stary, J. Hlučilová, J. Klima, J. Jančáĭ, L. Křen, J. Lorenzová, L. Urbanová, M. Chra, R. Srnec, M. Dvořák, P. Gál, and A. Nečas. 2009. Comparison of preventive and therapeutic transplantations of allogenic mesenchymal stem cells in healing of distal femoral growth plate cartilage defects in miniature pigs. Acta Vet. Brno 78: 293–302.         [ Links ]

Quimby, J., T. L. Webb, D. S. Gibbons, and S. W. Dow. 2011. Evaluation of intrarenal mesenchymal stem cell injection for treatment of chronic kidney disease in cats: a pilot study. J. Feline Med. Surg. Feb 17 in press [Epub ahead of print]         [ Links ].

Quintavalla, J., S. Uziel–Fusi, J. Yin, E. Boehnlein, G. Pastor, V. Blancuzzi, H. N. Sigh, K. H. Kraus, E. O'Byrne, and T. C. Pellas. 2002. Fluorescently labeled mesenchymal stem cells (mscs) maintain multilineage potential and can be detected following implantation into articular cartilage defects. Biomaterials 23: 109–119.         [ Links ]

Rhodes, N. P., and J. K. Srivastava. 2004. Metabolic and histological analysis of mesenchymal stem cells grown in 3–d hyaluronan–based scaffolds. J. Mater. Sci Mater. Med. 15: 391–395.         [ Links ]

Ropka–Molik, K., R. Eckert, and K. Piórkovska. 2011. The expression pattern of myogenic regulatory factors MyoD, Myf6 and Pax7 in postnatal skeletal muscles. Gene Expr. Patterns 11: 79–83.         [ Links ]

Rosen, E. D., and O. A. MacDougald. 2006. Adipocyte differentiation from the inside out. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 7: 885–896.         [ Links ]

Rozemuller, H., H. J. Prins, B. Naaijkens, J. Staal, H. J. Bühring, and A. C. Martens. 2010. Prospective isolation of mesenchymal stem cells from multiple mammalian species using cross–reacting anti–human monoclonal antibodies. Stem Cells Dev. 19: 1911–1921.         [ Links ]

Sato, K., T. Yonemura, H. Ishii, M. Toyomizu, T. Kamada, and Y. Akiba. 2009. Role of peroxisome proliferator–activated receptor beta/delta in chicken adipogenesis. Comp. Biochem. Physiol. Mol. Integr. Physiol. 154: 370–375.         [ Links ]

Shake, J. G., P. J. Gruber, W. A. Baumgartner, G. Senechal, J. Mayers, M. Redmond, M. F. Pittenger, and B. J. Martin. 2002. Mesenchymal stem cell implantation in a swine myocardial infarct model: engraftment and functional effects. Ann. Thorac. Surg. 73: 1919–1926.         [ Links ]

Silva, G. V., S. Litovski, J. A. Assad, A. L. Sousa, B. J. Martin, D. Vela, S. C. Coulter, J. Lin, J. Ober, W. K. Vaughn, R. V. Branco, E. M. Oliveira, R. He, Y. J. Geng, J. T. Willerson, and E. C. Perin. 2005. Mesenchymal stem cells diferentiate into an endothelial phenotype, enhance vascular density, and improve heart function in a canine chronic ischemia model. Circulation 111: 150–156.         [ Links ]

Smith, R. K., M. Korda, G. W. Blunn, and A. E. Goodship. 2003. Isolation and implantation of autologous equine mesenchymal stem cells from bone marrow into superficial digital flexor tendon as a potential novel treatment. Equine Vet. J. 35: 99–102.         [ Links ]

Smith, R. K. 2008. Mesenchymal stem cell therapy for equine tendinopathy. Disabil. Rehabil. 30: 1752–1758.         [ Links ]

Takahashi, K., and S. Yamanaka. 2006. Induction of pluripotent stem cells from mouse embryonic and adult fibroblast cultures by defined factors. Cell 126: 663–676.         [ Links ]

Tecirlioglu, R. T., J. Guo, and A. O. Trounson. 2006. Interspecies somatic cell nuclear transfer and preliminary data for horse–cow/mouse iSCNT. Stem Cell Rev. 2: 277–287.         [ Links ]

Telugu, B. P. V. L., T. Ezashi, and R. M. Roberts. 2010. The promise of stem cell research in pigs and other ungulates species. Stem Cell Rev. 6: 31–41.         [ Links ]

Vanderwall, D. K., G. Woods, J. F. Roser, D. Schlafer, D. C. Sellon, D. F. Tester, and K. L. White. 2006. Equine cloning: applications and outcomes. Reprod. Fertil. Dev. 18: 91–98.         [ Links ]

Vidal, M., G. Kilroy, J. Johnson, M. Lopez, R. Moore, and J. Gimble. 2006. Cell growth characteristics and differentiation frequency of adherent equine bone marrow—derived mesenchymal stromal cells: adipogenic and osteogenic capacity. Vet. Surg. 35: 601–610.         [ Links ]

Vincentelli, A., F. Wautot, F. Juthier, O. Fouquet, D. Corseaux, S. Marechaux, T. Le Touneau, O. Fabre, S. Susen, E. Van Belle, F. Mouquet, C. Decoene, A. Prat, and B. Jude. 2007. In vivo autologous recellularization of a tissue–engineered valve: are bone marrow mesenchymal stem cells the best candidates? J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 134: 424–432.         [ Links ]

Violini, S., P. Ramelli, L. F. Pisani, C. Gorni, and P. Mariani P. 2009. Horse bone marrow mesenchymal stem cells express embryo stem cell markers and show the ability for tenogenic differentiation by in vitro exposure to BMP–12. BMC Cell Biol. 10: 29.         [ Links ]

Williams, J. B., T. Shin, L. Liu, G. Flores–Foxworth, J. Romano, A. Blue–McClendon, D. Kraemer, M. E. Westhusin. 2006. Cloning of exotic/endangered species: desert bighorn sheep. Methods Mol. Biol. 348: 169–182.         [ Links ]

Zeng, L., E. Rahrman, Q. Hu, T. Lund, L. Sanquist, M. Felten, T. D. O'Brien, J. Zhang, and C. Verfaillie. 2006. Multipotent adult progenitor cells from swine bone marrow. Stem Cells 24: 2355–2366.         [ Links ]

Zhu, H. B., D. Z. Guo, S. J. Yang, Y. H. Zhang, H. Wang, H. T. Guo, Y. Zhang, and D. C. Cheng. 2008. Osteogenic action of the osteogenic growth peptide on bovine bone marrow mesenchymal stromal cells in culture. Veterinarni medicina 53: 501–509.         [ Links ]