SciELO - Scientific Electronic Library Online

 
vol.47 número4Transformación estable y eficiente de Phaseolus vulgaris mediada por Agrobacterium tumefaciens índice de autoresíndice de materiabúsqueda de artículos
Home Pagelista alfabética de revistas  

Servicios Personalizados

Revista

Articulo

Indicadores

Links relacionados

  • No hay artículos similaresSimilares en SciELO

Compartir


Agrociencia

versión On-line ISSN 2521-9766versión impresa ISSN 1405-3195

Agrociencia vol.47 no.4 Texcoco ene./jun. 2013

 

Agua-suelo-clima

 

Influencia de micorrizas arbusculares Glomus spp. En el crecimiento y acumulación de cobre en girasol Helianthus annuus L.

 

Influence of arbuscular mycorrhizal Glomus spp. On growth and accumulation of copper in sunflower Helianthus annuus L.

 

Paulina A. Castañón-Silva1, Michael A. Venegas-Urrutia1, María G. Lobos-Valenzuela2, Hernán J. Gaete-Olivares1,3*

 

1 Depto. Biología y Ciencias Ambientales, Facultad de Ciencias, Universidad de Valparaíso. Av. Gran Bretaña 1111, Playa Ancha, Valparaíso, Chile.

2 Depto. Química y Bioquímica, Facultad de Ciencias, Universidad de Valparaíso. Av. Gran Bretaña 1111, Playa Ancha, Valparaíso, Chile.

3 Centro de Investigación y Gestión de Recursos Naturales CIGREN, Facultad de Ciencias, Universidad de Valparaíso. Av. Gran Bretaña 1111, Playa Ancha, Valparaíso, Chile. *Autor responsable. (castanon.paulina@gmail.com) (mvenegas.mv@gmail.com) (hernan.gaete@uv.cl) (gabriela.lobos@uv.cl).

 

Recibido: enero, 2012.
Aprobado: abril, 2013.

 

Resumen

La actividad minera del cobre (Cu) en Chile genera grandes cantidades de desechos tóxicos que contaminan los suelos; una alternativa para recuperar estos suelos es utilizar micorrizas, microorganismos del suelo adaptados a esta condición para inocular las raíces de las plantas. El objetivo del presente estudio fue determinar la influencia de micorrizas arbusculares (MA) del género Glomus spp. en el crecimiento y la acumulación de Cu de girasol (Helianthus annuus L.). En la cuenca del río Aconcagua, Chile central, se recolectaron muestras de suelo contaminados con Cu; los suelos 1 y 2 del Valle de Catemu y el suelo 3 del Valle de Puchuncaví. En esos suelos, inoculados (M+) y no inoculados (M-) con MA se sembraron semillas de girasol. A los 50 d se midió la biomasa seca, colonización micorrízica y concentración de Cu en los tejidos de las plantas. Los suelos presentaron una textura franco-arenosa, 3.5-12.8 % materia orgánica, pH 6.7-6.9, Cu total 382-7678 mg kg -1, y Cu disponible 72-574 mg kg -1. El mayor crecimiento de las plantas se presentó en los tratamientos M+ (p≤0.05) respecto a sus testigos M- . Hubo una disminución significativa (p≤ 0.05) en la colonización (67, 32 y 58 %) al aumentar el Cu en el suelo y las plantas M+ presentaron mayor capacidad para acumular Cu (285-697 mg kg -1) en los tres suelos respecto a sus testigos M- . La acumulación de Cu fue mayor en la raíz que en el tejido aéreo. Se concluye que las MA (Glomus spp.) contribuyen al crecimiento y la acumulación de Cu en girasol y favoreciendo los procesos de recuperación de suelos.

Palabras clave: colonización micorrízica, fitoestabilización y Helianthus annuus L.

 

Abstract

The copper (Cu) mining activity in Chile generates large amounts of toxic wastes that pollute soils; an alternative to recuperate these soils is to use mycorrhizae, soil microorganisms adapted to this condition, to inoculate plant roots. The objective of this study was to determine the influence of arbuscular mycorrhizae (AM) of the Glomus spp. genus on the growth and accumulation of Cu in sunflower (Helianthus annuus L.). In the Aconcagua River basin, central Chile, soil samples polluted by Cu were collected; soils 1 and 2 of the Catemu Valley and soil 3 of the Puchuncaví Valley. In these soils, inoculated (M+) and not inoculated (M-) with AM sunflower seeds were planted. After 50 d, dry biomass was measured, as well as mycorrhizal colonization and Cu concentration in the plant tissues. The soils presented a sandy-loam texture and were characterized by 3.5 to 12.8 % of organic matter, pH 6.7 to 6.9, total Cu 382 to 7678 mg kg -1, and Cu available 72 to 574 mg kg -1. The greatest growth of plants occurred in M+ treatments (p≤0.05) as compared to their M- witnesses. There was a significant decrease (p≤ 0.05) in colonization (67, 32 and 58 %) when increasing the Cu in the soil and M+ plants presented a higher capacity to accumulate Cu (285-697 mg kg -1) in the three soils as compared to their M witnesses. The Cu accumulation was higher in the root than in the aerial tissue. It is concluded that the AMs (Glomus spp.) contributed to the growth and accumulation of Cu in sunflower, favoring the processes of soil recuperation.

Key words: mycorrhizal colonization, phytostabilization and Helianthus annuus L.

 

INTRODUCCIÓN

Los suelos agrícolas cercanos a las actividades mineras en la cuenca del río Aconcagua, en Chile central, se caracterizan por presentar concentraciones altas de metales entre los que destaca el cobre (Ávila et al., 2010), que proviene de las emisiones de material partículado de la fundición y refinería Ventana, en concentraciones de 104 a 530 mg Cu kg-1 (De Gregori et al. 2003). El cobre (Cu) es un nutriente esencial pero en altas concentraciones puede ser tóxico para la biota animal y vegetal asociada al suelo (Adriano, 2001). Por tanto, hay interés creciente por manejar estos suelos, reducir el riesgo ecológico y recuperar las zonas impactadas. Entre las alternativas de manejo de estos suelos destaca la fitorremediación para lo cual se usa un grupo de plantas metalófilas (Pollard et al., 2002), que pueden crecer en suelos con metales. Estas plantas poseen mecanismos específicos que les permiten acumular más de 1000 mg kg-1 de Cu sin presentar síntomas visibles de toxicidad (Lasat, 2000), por lo que son una alternativa para recuperar suelos contaminados por actividades mineras (Ginocchio y Baker, 2004).

El efecto acumulador de algunas plantas puede ser potenciado con el uso de microorganismos del suelo, como las micorrizas arbusculares (MA), que están estrechamente relacionados con las raíces de las plantas (Novoa et al., 2010). El efecto en la tolerancia y la acumulación de metales que tienen las MA depende de las propiedades físicas y químicas de los suelos y el tipo de planta hospedera (Chen et al., 2007). El girasol (Helianthus annuus L.) es un rizofiltrador potencial de cadmio, níquel, cobre, cinc, cromo, plomo y radioisótopos; además es micotrófica del género Glomus spp. (Davies et al., 2001) y absorbe metales en mayor cantidad en sus raíces que en sus brotes (Christie et al., 2004). Por tanto, el objetivo de este estudio fue determinar la influencia de MA del género Glomus spp. sobre el crecimiento y la acumulación de Cu en plantas de girasol creciendo en suelos agrícolas cercanos a la actividad minera en la cuenca del río Aconcagua.

 

MATERIALES Y MÉTODOS

Para este experimento se recolectaron tres muestras de suelo en zonas agrícolas con actividad minera de cobre en las localidades de Catemu (suelo 1 y suelo 2; Valle Catemu) y Puchuncaví (suelo 3; Valle Puchuncaví), en la cuenca del río Aconcagua, Región de Valparaíso, Chile. Las muestras de suelo fueron compuestas, se tomaron de suelo superficial (hasta 20 cm de profundidad) 20 kg por muestra, y se transportaron en bolsas plásticas al laboratorio de Ecotoxicología y Medio Ambiente de la Universidad de Valparaíso. Las muestras se secaron en estufa (modelo LDO-150N, Labtech Hebro, Santiago, Chile) a 40 °C por 24 h (Sadzawka et al., 2006). Para evitar la presencia de MA nativas u otros microorganismos que pudieran interferir en el experimento y alterar las mediciones, los suelos se esterilizaron 20 min, en autoclave, durante 2 d (Novoa et al; 2010).

Las propiedades físicas y químicas de los suelos se determinaron en triplicado: 1) textura por el método del hidrómetro simplificado de acuerdo con Sheldrick y Wang (1993); 2) porcentaje de materia orgánica (MO) por el método de calcinación en mufa a 550 °C y dilución con ácido clorhídrico (HCl) (Sadzawka et al., 2007); 3) concentración de fósforo (P) disponible por el método de Olsen mediante una extracción con una solución de bicarbonato de sodio 0.5 N a pH 8.5; 4) P en el extracto por espectroscopía de absorción molecular con el método de azul de metileno y con ácido ascórbico como reductor (Sadzawka et al., 2006); 5) pH con un potenciómetro digital (modelo Q-400m2, QUIMIS, Diadema, Sao Paulo, Brasil) según la metodología de Jackson (1964); 6) concentración total y disponible de Cu mediante espectroscopía de emisión atómica con plasma acoplado inductivamente (ICP) (modelo AES OPTIMA 2000 DV, Perkin Elmer®, EE.UU.); 7) digestión de suelos para determinar de Cu total se realizó con una mezcla de ácidos y oxidantes (HNO3, HCl, H2O2 y HOO4) (Sadzawka et al., 2005), y esta metodología fue validada con Material de Referencia Certificado (Montana Soil NIST 2710 y San Joaquín Soil NIST 2709, EE.UU.); 8) Cu disponible se determinó luego de la extracción desde el suelo con ácido die-tilentriamín pentacético (0.05M DTPA+0.01MCaCl2+0.1M trietanolamina, a pH 7.3) con 2 h de agitación con movimiento recíproco (Lindsay y Norvell, 1978).

El experimento se realizó entre julio y diciembre del 2010 y en agosto del 2010 se sembraron semillas de girasol desinfectadas (80 % germinación), marca Vilmorin, e inoculadas con MA comerciales (MYCOSYM TRI-TON® de MYCOSYM International Company AG de producción en Málaga, España, con oficinas comerciales en Basilea, Suiza), un producto granular compuesto principalmente de arcilla, como material portador. El diseño experimental fue de bloques al azar con base en los tratamientos M+ y M-. En cada uno de los tres suelos se aplicaron dos tratamientos: inoculados (M+ ) y no inoculados (M-) con MA, con cuatro repeticiones cada uno. Se usaron envases de plástico de 1.5 kg y en cada uno se agregó 1 kg de suelo y tres semillas de girasol; la unidad experimental fue las tres plantas germinadas de cada envase de plástico. En los tratamientos M+ se agregaron 3 g de inóculo de MA alrededor de las semillas. Las condiciones experimentales fueron de invernadero: temperatura ambiente (25 °C±2), 50 % humedad relativa (±2 %) y fotoperiodo 14 h luz y 10 h oscuridad. Los riegos se hicieron cada 2 d con 22 mL de agua potable para cada unidad experimental (Ginocchio y Narváez, 2002). Una vez por semana en cada planta se midió: altura, diámetro del tallo y número de hojas.

Las plantas de girasol se cosecharon en la etapa fenólogica principio de floración (a los 50 d), se lavaron con agua potable, se sumergieron en una solución de HCl 0.1 mol L-1 y se enjuagaron con agua desionizada (Sadzawka et al., 2007). Después fueron secadas 48 h en estufa (modelo LDO-150N, Labtech Hebro, Santiago de Chile) a 60 °C, se pesaron en una balanza analítica (modelo AAA SERIES L, Adam Equipment, EE.UU.) (Ginocchio y Narváez, 2002) y se determinó la biomasa seca aérea (hoja y tallo) y radical. El porcentaje de colonización mico-rrízica se evaluó cortando fragmentos de 1 cm de raíz secundaria de las plantas de girasol M+ (recién cosechadas). Estas raíces se clarificaron en hidróxido de potasio (KOH) al 2.5 % p:v-1, se lavaron con HCl 1 % para eliminar los excesos de KOH y se tiñeron con azul tripano 0.05 % p:v-1 (Phillips y Hayman, 1970). Las raíces teñidas se distribuyeron al azar en una placa petri cuadriculada y el porcentaje de colonización micorrízica se evaluó con un microscopio estereoscópico (modelo StemiDV4, Zeiss, Nueva York, EE.UU.) según el método de intercepción de línea (Giovanetti y Mosse, 1980). La concentración de Cu total en los tejidos aéreos y radicular de las plantas de girasol, M+ y M-, se determinó mediante ICP (modelo AES OPTIMA 2000 DV, Perkin Elmer®, EE.UU.). Para la digestión de los tejidos se usó una mezcla ácida-oxidante (HNO3/H2O2/ HClO4) (Sadzawka et al., 2005). La metodología para determinar Cu total en muestra vegetal fue validada con Material de Referencia Certificado (Virginia Tobacco Leaves CTA-VTL-2 y Spinach Leaves SRM 1570a, EE.UU.).

Para determinar las diferencias significativas entre los tratamientos M+ y M se usó un ANDEVA de una vía con la prueba de Tukey (p≤0.05), y para determinar la relación entre el Cu disponible y el Cu total se realizó una correlación lineal de Pearson. Estos análisis se realizaron con el programa minitab 15 (Minitab, State College, Pennsylvania, EE.UU.). Los resultados se muestran como media ± desviación estándar (DE).

 

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Los suelos presentaron textura franco-arenosa (Cuadro 1) y fueron clasificados como Entisoles (Soil Survey Staff, 1999). Al aumentar la MO la concentración de Cu total y disponible disminuye en los suelos, lo cual se debe a la alta afinidad de la MO por los iones de Cu, disminuyendo su biodisponibilidad (Kabata-Pendias y Pendias, 2000). El pH fue levemente ácido y al disminuir, el Cu total y disponible aumentó en el suelo. La concentración de P disponible fue mayor en los suelos 2 y 3 (66 y 48 mg kg-1) comparados con el suelo 1 (17 mg kg -1). De acuerdo con estos valores el suelo 1 presentaría la mayor limitación para el crecimiento de las plantas ya que el P es un factor limitante (Sánchez, 1976), pero según la clasificación de Vásquez (1997) todos los suelos corresponderían a clase alta (>11 mg kg -1). El Cu total en los suelos varió de 382 a 7678 mg kg-1, superando lo reportado por De Gregori et al. (2003) en el mismo sector (104530 mg kg -1), lo cual sugiere una acumulación de Cu en el tiempo. Las concentraciones de Cu disponible variaron de 72 a 578 mg kg -1, correlacionándose significativamente con el Cu total (r = 0.95).

El inóculo de MA colonizó el sistema radicular de las plantas en los tres suelos (Figura 1). La colonización micorrízica disminuyó a medida que aumentó la concentración de Cu en los suelos, lo cual podría deberse a un efecto inhibitorio del Cu que puede reducir el número de esporas y la colonización de las raíces de las plantas (Leyval et al., 2002). Estos resultados indican que las MA son tolerantes a concentraciones de 382 a 7678 mg kg -1.

Las plantas de girasol de los tratamientos M+ de los tres suelos presentaron mayor crecimiento (p≤0.05) comparado con sus testigos; estos resultados son similares a los observados por Davies et al. (2001), quienes reportan mayores alturas, diámetros de tallos y número de hojas en plantas de girasol M+ . Las alturas y los diámetros de los tallos fueron menores en los suelos 2 y 3, lo cual se podría deber a que estos suelos presentaron las mayores concentraciones de Cu (Cuadro 2), ya que según Peralta et al. (2004), el Cu afecta el metabolismo de las plantas causando menor crecimiento. La bio-masa seca aérea y radical fue mayor (p≤0.05) en los tratamientos M+ (Cuadro 2), lo cual es similar a lo encontrado por Novoa et al. (2010) quienes indican que la biomasa seca aérea y radical fue mayor en alfalfa con MA del género Glomus spp. Las plantas de girasol del suelo 1 presentaron el crecimiento mayor y la concentración menor de P (17.1 mg kg -1) (Cuadro 1), lo que pudo ayudar al crecimiento porque la adición de cantidades bajas de P es compatible e incluso complementaria con las MA en la estimulación del crecimiento de las plantas (Saggin y Siqueria, 1996).

Las concentraciones de Cu total en los tejidos de girasol variaron de 174 a 697 mg kg -1 (Cuadro 3), lo que corresponde a concentraciones excesivas y tóxicas para cultivos agrícolas porque los intervalos permitidos de Cu en tejido vegetal para su normal crecimiento y desarrollo son 5 a 20 mg kg -1 (Adriano, 2001). Las plantas de girasol M+ presentaron la acumulación mayor de Cu y es similar a lo reportado por Novoa et al. (2010), quienes indican absorciones mayores de Cu en plantas de alfalfa inoculadas con MA del género Glomus spp. El análisis de los resultados sugiere que las MA favorecen la absorción de Cu por el girasol y además disminuyen su paso al tejido aéreo fitoestabilizando el metal. Esta respuesta se puede atribuir a la función de la simbiosis micorrízica, porque las MA tienen como primera barrera dos mecanismos para hacer frente a las concentraciones altas de Cu: 1) su exudado denominado glomalina (proteína producida por las MA) relacionada directamente con la concentración de Cu en el suelo porque esta proteína se acumula en mayor cantidad en ambientes con concentraciones de Cu altas y, además, ayudaría a atrapar los metales en la raíz en 28 %; y 2) su pared celular (quitina) cargada negativamente, la cual adsorbe los metales en su superficie por diferencia de carga, restringiendo el movimiento del metal al tejido aéreo (Cornejo et al., 2008).

 

CONCLUSIONES

El crecimiento mayor, en términos de altura y biomasa, y la acumulación de cobre hacen al girasol, en asociación con MA del género Glomus spp., una especie potencial para la recuperación de suelos contaminados con Cu.

 

AGRADECIMIENTOS

A Patricia Díaz G. del Laboratorio de Química Ambiental del Departamento de Química y Bioquímica por el apoyo analítico. Al Centro de Investigación y Gestión de Recursos Naturales CI-GREN de la Universidad de Valparaíso y al Proyecto FONDECYT N° 11080235.

 

LITERATURA CITADA

Adriano, D. C. 2001. Trace Elements in Terrestrial Environments: Biogeochemistry, Bioavailability, and Risks of Metals. 2nd ed. New York: Springer-Verlag. 866 p.         [ Links ]

Ávila, G., H. Gaete, M. E. Hidalgo, y A. Neaman. 2010. Evaluación de la toxicidad de cobre en suelos a través de biomarcadores de estrés oxidativo en eisenia foetida. Quim. Nova 33 (3): 566-570.         [ Links ]

Chen, B., Y. Zhu, J. Duan, X. Xiao, and S. Smith. 2007. Effects of the arbuscular mycorrhizal fungus Glomus mosseae on growth and metal uptake by four plant species in copper mine tailings. Environ. Poll. 147: 374-380.         [ Links ]

Christie, P., X. Li, and B. Chen. 2004. Arbuscular mycohrriza can depress translocation of zinc to shoots of host plants in soils moderately polluted with zinc. Plant Soil 261: 209-217.         [ Links ]

Cornejo, P., S. Meier, y F. Borie. 2008. Utilización de hongos micorrízicos arbusculares comoalternativapara la recuperación de suelos contaminados por actividad minera. Gestión Ambiental 16: 13-26.         [ Links ]

Davies, F. T., R. Puryear, D. Jeffrey, J. Newton, N. Egilla, and G. Saraiva. 2001. Mycorrhizal fungi enhance accumulation and tolerance of chromium in sunflower (Helianthus annuus L.). Plant Physiol. 158 (6): 777-786.         [ Links ]

De Gregori, I., E. Fuentes, M. Rojas, H. Pinochet, and M. Potin-Gautier. 2003. Monitoring of copper, arsenic and antimony levels in agricultural soils impacted and non-impacted by mining activities, from three regions in Chile. J. Environ. Monitor. 5: 287-295.         [ Links ]

Ginocchio, R., and A. Baker. 2004. Metallophytes in Latin America: A remarkable biological and genetic resource scarcely known and studied in the region. Rev. Chil. Hist. Nat. 77: 185-194.         [ Links ]

Ginocchio, R., y J. Narváez. 2002. Importancia de la forma química y la matriz del sustrato en la toxicidadpor el cobre en Noticastrumsericeum (Less.) Less. ex Phil. Rev. Chil. Hist. Nat. 75 (3): 603-612.         [ Links ]

Giovanetti, M., and B. Mosse. 1980. An evaluation of techniques for measuring vesicular-arbuscular mycorrhizal infection in roots. New Phytol. 84: 489-500.         [ Links ]

Jackson, M. L. 1964. Análisis Químico de Suelos. Ediciones Omega, Barcelona, España. 633 p.         [ Links ]

Kabata-Pendias, A. S., and H. Pendais. 2000. Trace Elements in Soils and Plants. CRC Press, Ann Arbor, Michigan. 432 p.         [ Links ]

Lasat, M. 2000. The use of plants for the removal of toxic metals from contaminated soil. American Association for the Advancement of Science, Environmental Science and Engineering Fellow, Washington, D.C., USA. 33 p.         [ Links ]

Leyval, C., E. Joner, and C. K. Del Val. 2002. Potencial of arbuscular mycorrhiza for bioremediation. Mycorrhiza 7 (2):175-186.         [ Links ]

Lindsay, W. L., and W. A. Norvell. 1978. Development of a DTPA soil test for zinc, iron, manganese and copper. Soil Sci. Soc. Amer. J. 42: 421-428.         [ Links ]

Novoa, D., S. Palma, and H. Gaete. 2010. Effect of arbuscular mycorrhizal fungi glomus spp. inoculation on alfalfa growth in soils with copper. Chilean J. Agric. Res.70 (2): 259-265.         [ Links ]

Peralta, J., G. De la Rosa, J. González, and J. Gardea. 2004. Effects of the growth stage on the heavy metal tolerance of alfalfa plants. Adv. Environ. Res. 8: 679-685.         [ Links ]

Phillips, J. M., and D. S. Hayman. 1970. Improved procedures for clearing roots and staining parasitic and vesicular-arbuscular mycorrizal fungi for rapid assessment of infection. Trans. Br. Mycol. Soc. 55: 58-161.         [ Links ]

Pollard, J. A., K. D. Powell, F. A. Harper, and J. A. C. Smith. 2002. The genetic basis of metal hyperaccumulation in plants. Critical Rev. Plant Sci. 21: 539-566.         [ Links ]

Sadzawka, A., M. A. Carrasco, R. Demanet, H. Flores, R. Grez, M. L. Mora, y A. Neaman. 2007. Métodos de análisis de tejidos vegetales. Segunda Edición. Instituto de Investigaciones Agropecuarias, Serie Acta N° 40, Santiago de Chile. 13 p.         [ Links ]

Sadzawka, A., M. A. Carrasco, R. Grez, M. L Mora, H. Flores, y A. Neaman. 2006. Métodos de Análisis de Suelos Recomendados para los Suelos de Chile. Santiago: Instituto Nacional de Investigaciones Agropecuarias. (INIA. Serie actas, 34). 164 p.         [ Links ]

Sadzawka, A., M. Carrasco, R. Grez, y M.L. Mora. 2005. Métodos de análisis de compost. Santiago Chile: Instituto de Investigaciones Agropecuarias Centro Regional de Investigación La Platina. Vol. Serie Actas INIA N° 30. 142 p.         [ Links ]

Saggin Júnior, O. J., y J. O. Siqueira. 1996. Micorrizas arbusculares emcafeeiro. In: Siqueira, J. O. (ed). Avançosem Fundamentos e Aplicação de Micorrizas. Lavras: Universidade Federal de Lavras. pp: 203-254.         [ Links ]

Sánchez, P. 1976. Properties and Management of Soil in the Tropic. John Wiley and Sons. New York. 220 p.         [ Links ]

Sheldrick, B. H., and C. Wang. 1993. Soil sampling and methods of analysis. In: Carter, M. (ed). Particle Size Distribution. Canadian Society of Soil Science, Lewis Publishers, Boca Raton, Florida, USA. pp: 499-511.         [ Links ]

Soil Survey Staff (Washington, USA). 1999. Soil Taxonomy: A Basic System of Soil Classification for Making and Interpreting Soil Surveys. Washington: U.S. Dept. of Agriculture, Natural Resources Conservation Service. 869 p.         [ Links ]

Vázquez, A. A. 1997. Guía para interpretar el análisis químico del agua y suelo. Segunda edición. Departamento de Suelos. Universidad Autónoma de Chapingo. México. 29 p.         [ Links ]

Creative Commons License Todo el contenido de esta revista, excepto dónde está identificado, está bajo una Licencia Creative Commons