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Agrociencia

versión On-line ISSN 2521-9766versión impresa ISSN 1405-3195

Agrociencia vol.49 no.7 Texcoco oct./nov. 2015

 

Biotecnología

 

Detección de la proteína CP4 EPSPS en plantas arvenses en cultivos de algodón (Gossypium hirsutum) transgénico en la Comarca Lagunera, México

 

Detection of CP4 EPSPS protein in weed flora in transgenic cotton (Gossypium birsutum) crops in Comarca Lagunera, México

 

Cándido Márquez-Hernández1*, C. Omar Puente-Valenzuela1, Gisela Muro-Perez1, J. Luis García-Hernández2, E. Omar Rueda-Puente3, A. Noé Moreno-Hernández2

 

1 Facultad de Ciencias Biológicas. Universidad Juárez del Estado de Durango (UJED). Avenida Universidad s/n. Fraccionamiento Filadelfia. Gómez Palacio, Durango. México. * Autor responsable. (canomh2@yahoo.com.mx).

2 Facultad de Agricultura y Zootecnia. UJED.

3 Domicilio Conocido. Venecia, Durango. México. Universidad de Sonora. Bulevard. Luis Encinas y Rosales s/n. Colonia Centro. Hermosillo, Sonora.

 

Recibido: abril, 2015.
Aprobado: julio, 2015.

 

Resumen

El flujo génico se puede presentar entre especies de plantas silvestres y cultivadas. Las interacciones entre el algodón (Gossypium hirsutum), plantas arvenses y la familia Malvacea no son excepciones. Hay evidencias de flujo génico entre cultivos genéticamente modificados y plantas silvestres. La probabilidad del aumento de flujo de genes en el algodón transgénico ha aumentado porque se ha sembrado en el área durante 18 años. El objetivo de este estudio fue detectar la presencia de la proteína CP4 EPSPS en plantas arvenses en cultivos de algodón transgénico en Coahuila y Durango, México. En Durango y Coahuila se obtuvieron 15 y 20 especies de arvenses de 10 familias botánicas: Amaranthaceae, Asteraceae, Chenopodiaceae, Convolvulaceae, Euphorbiaceae, Fabacea, Malvaceae, Nyctaginaceae, Poaceae y Solanaceae; ocho de ellas se encontraron en ambos estados. Malvastrum coromandelianu, Sphaeralcea angustifolia, Anoda cristata y Sida hederacea son especies de la familia Malvaceae y se identificaron en la Comarca Lagunera. La proteína CP4 EPSPS no se detectó en las plantas arvenses presentes en el agroecosistema de algodón transgénico en la Comarca Lagunera.

Palabras claves: Organismos genéticamente modificados, proteínas transgénicas, biodiversidad, listados florísticos, contaminación cruzada, flujo génico.

 

Abstract

Gene flow can appear among wild and cultivated plant species. The interactions among cotton (Gossypium birsutum), weed flora and the Malvacea family are not exceptions. There are evidences of gene flow among genetically modified crops and wild plants. The probability of greater gene flow in transgenic cotton has increased, given that it has been sown in the area during 18 years. The objective of the present study was to detect the presence of the CP4 EPSPS protein in weed flora in transgenic cotton crops in Coahuila and Durango, Mexico. In Durango and Coahuila 15 and 20 weed species of 10 botanical families were obtained: Amaranthaceae, Asteraceae, Chenopodiaceae, Convolvulaceae, Euphorbiaceae, Fabaceae, Malvaceae, Nyctaginaceae, Poaceae and Solanaceae; eight of these were found in both states. Malvastrum coromandelianu, Sphaeralcea angustifolia, Anoda cristata and Sida hederaceae are species of the Malvaceae family and were identified in the Comarca Lagunera. The CP4 EPSPS protein was not detected in weed plants present in the agrosystem of transgenic cotton in the Comarca Lagunera.

Key words: Genetically modified organisms, transgenic proteins, biodiversity, floristic lists, cross contamination, gene flow.

 

INTRODUCCIÓN

Las arvenses son las plantas de la flora completa de un agroecosistema (Zamorano, 2006) y las malezas son plantas no deseadas presentes en los cultivos, que pueden causar un daño económico. La mayoría de las investigaciones florísticas en agroecosistemas se limitan al análisis de malezas (Molina et al. 2008), pero también se han estudiado las plantas arvenses en diversos agroecosistemas (Masalles, 2004; Blanco y Leyva, 2007; Sánchez y Guevara, 2013), como el cultivo de algodón (Bükün, 2005; Economou et al., 2005).

El flujo génico es el cambio en la frecuencia de alelos por el movimiento de gametos de una población a otra (Slatkin, 1987; Snow, 2002), y existe evidencia del flujo génico en ecosistemas naturales (Ellstrand et al, 1999; Belanger et al, 2003; Ellstrand 2003) y en distintos agroecosistemas (Hall et al., 2000; Hegde y Waines, 2004; Downey, 2006).

El flujo de genes de cultivos genéticamente modificados a especies silvestres fue estudiado (Rieseberg et al., 2003; Stewart et al., 2003; Warwick et al., 2003), así como la posible persistencia de los transgenes en la naturaleza (Warwick et al., 2008). Bjerknes et al. (2007) realizaron estudios de polinización entre plantas cultivadas y plantas nativas; otros autores estudiaron polinización en especies transgénicas (Rieger et al., 2002; Hoyle y Cresswell, 2007) y en México (Quist y Chapela, 2001).

El algodón y las plantas arvenses pueden ser específicas para uno o varios polinizadores (Gómez, 2002); el polen del algodón debe ser transportado por insectos, presentes en el algodón (Márquez et al., 2014; Santana et al., 2015), hacia las plantas arvenses, fomentando la polinización. Según Freire (2002), es posible la cruza de algodón transgénico con el convencional y con los nativos.

La familia de enzimas 5-enolpiruvil shikimato-3-fosfato sintasa (EPSPS) se encuentra en las plantas y los microorganismos. Las proteínas EPSPS (5-enol-piruvil shikimato-3-fosfato sintasa) catalizan la transferencia del grupo enolpiruvil desde el fosfenol piruvato (PEP) al 5-hidroxil de shikimato-3-fosfato (S3P) y producen fosfato inorgánico y 5-enolpiruvil shikimato-3-fosfato. En las plantas sin tolerancia al glifosato, se une la enzima endógena EPSPS con el glifosato y bloquea la biosíntesis de 5-enolpiruvil-shikimato-3-fosfato y, por ende, priva a las plantas de aminoácidos esenciales y de metabolitos secundarios. La proteína CP4 EPSPS expresada en las plantas GM con tolerancia al glifosato es equivalente funcionalmente a las enzimas EPSPS endógenas, con la excepción de que la CP4 EPSPS presenta afinidad reducida con el glifosato, prefiriendo PEP, por lo que la enzima CP4 EPSPS continua funcionando en presencia del glifosato y produce los aminoácidos aromáticos y demás metabolitos necesarios para el crecimiento y el desarrollo normal de la planta (Steinrucken y Amrhein, 1980; Franz et al. 1997; Alibhai y Stallings, 2001; Center Environmental Risk Assessment, 2010; Zhang, 2015).

Doce países han aprobado la liberación al ambiente de al menos una de 30 líneas de plantas con la proteína CP4 EPSPS de siete especies de plantas. Los mecanismos principales por los cuales se puede introducir a la CP4 EPSPS en un ambiente no agrícola son: movimiento de semillas o propágulos y establecimiento de la planta GM fuera de las áreas cultivadas así como el flujo de genes desde la planta GM hasta una población naturalizada (o asilvestrada) de la misma especie de cultivo o a otros familiares compatibles sexualmente (Center Environmental Risk Assessment, 2010).

Para el agroecosistema algodón en México, se han registrado 118 especies de malezas (Villaseñor y Espinoza, 1998), mientras que en la Comarca Lagunera hay 20 malezas de nueve familias botánicas (Instituto Nacional de Investigaciones Agrícolas, 1970; García y Acosta, 1975; Campo Agrícola Experimental La Laguna, 1984; Castro, 1992). Según Villaseñor y Espinoza (1998), hay una flora de 76 especies asociadas al algodón en Coahuila y85 en Durango.

Lo anterior se agudiza ya que el algodón transgénico se cultiva en México desde en 1996 y al existir cruzamientos entre cultivos y plantas silvestres, es posible que las plantas arvenses contengan la proteína CP4 EPSPS. Por lo tanto, el objetivo del presente estudio fue determinar si las plantas arvenses de la Comarca Lagunera, asociadas al algodón transgénico contienen la proteína CP4 EPSPS.

 

MATERIALES Y MÉTODOS

Área de estudio

Este estudio se realizó en la Comarca Lagunera que incluye partes de los estados de Coahuila y Durango. En el estado de Durango, la parcela experimental se ubicó en el municipio de Gómez Palacio, el ejido Gregorio García (25° 45' 51.65" N y 103° 20' 34.68" O); para el estado de Coahuila, la parcela experimental se estableció en el ejido La Fe (25° 49' 1.74" N y 103° 12' 36.25" O) (Figura 1).

Dos hectáreas en cada ejido se cultivaron durante el ciclo agrícola 2011 y se utilizó el genotipo de algodón transgénico Bollgard II® con resistencia a insectos y tolerante a herbicidas.

Listado de plantas arvenses

La recolecta consistió en tomar un ejemplar de cada una de las especies de plantas presentes en la parcela experimental de algodón transgénico en cada uno de los ejidos de la Comarca Lagunera. Los ejemplares se trasladaron al Laboratorio de Biología Agrícola de la Facultad de Ciencias Biológicas de la Universidad Juárez del Estado de Durango, donde se realizó la identificación botánica usando claves especializadas (Villareal, 1983; Lot y Chiang, 1986; Villaseñor y Espinosa, 1998; Elpel, 2000).

Prueba inmunológica

En cada especie recolectada en la parcela experimental de cada estado, se realizó la prueba para detectar la proteína CP4 EPSPS, y el genotipo de algodón que sirvió como testigo.

La prueba tuvo tres pasos: obtener la muestra del tejido vegetal; aplicar la técnica DAS-ELISA con tiras de flujo lateral con el QuickStix TM Combo Kit for Bollgard ll R / Roundup Ready Rr. Leaff y sedd (EnviroLogix, Portland, ME, USA) usadas por Huang et al. (2007) y Yue et al. (2008); y lectura de los resultados.

Para obtener la muestra de tejido vegetal, se cortó una sección del tejido con el tubo eppendorf, se coloco el tejido entre la boca del tubo eppendorf y el broche de presión. Al cerrarlo el tejido quedó en el tubo eppendorf, y se empujó hacia la parte inferior cónica con un agitador.

La prueba inmunológica consistió en verter 0.5 mL de solución amortiguador a un tubo eppendorf que contenía la muestra, se insertó el agitador en el tubo eppendorf y se maceró el tejido hasta quedar completamente triturado. Después se aplicó la prueba DAS-ELISA con el QuickStix TM Combo Kit for Bollgard ll R / Roundup Ready Rr. Leaff y sedd: introducir la tira que detecta la presencia de la proteína CP4 EPSPS, al tubo eppendorf. La presencia de la proteína CP4 EPSPS en las muestras fue positiva solo si la tira presentara dos franjas reveladas; la primera como testigo de la reacción antígeno — anticuerpo, y la segunda como detección de la proteína CP4 EPSPS.

 

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Listado de plantas arvenses

El listado florístico obtenido fue de 22 plantas arvenses pertenecientes a 10 familias botánicas. Las plantas arvenses presentes en el estado de Durango fueron 15 especies, y en el estado de Coahuila fueron 20 especies de plantas arvenses, pertenecientes a ocho y diez familias botánicas, respectivamente (Cuadro 1 y 2). Esta cantidad de plantas arvenses presentes supera al número de malezas mencionadas para la Comarca Lagunera (Instituto Nacional de Investigaciones Agrícolas, 1970; García y Acosta, 1975; Campo Agrícola Experimental La Laguna, 1984; Castro, 1992). Pero Villaseñor y Espinoza (1998) señalan un número mayor de especies vegetales asociadas al algodón en los estados de Coahuila y Durango.

Las especies de plantas arvenses similares en ambos estados fueron 14; mientras que una y seis especies, respectivamente, para Durango y Coahuila no se encontraron en el otro estado (Cuadro 1 y 2). Las diferencias se deben a la variabilidad espacial y temporal de las comunidades, así como a la labranza, la rotación de cultivos y otras perturbaciones (Booth y Swanton, 2002; Perdomo et al., 2004). Según Dauber et al. (2003), la composición florística está estrechamente correlacionada con las condiciones ambientales, prácticas de cultivo y riqueza florística del entorno, es decir, las características del hábitat son un factor importante que determina la presencia de especies en un sitio.

Cuatro especies de la familia Malvaceae fueron encontradas: Malvastrum coromandelianu, Sphaeralcea angustifolia, Anoda cristata y Sida hederacea; y potencialmente son más susceptibles de presentar flujo génico con algodón CERA (2010).

Detección de la proteína CP4 EPSPS

Las pruebas con las tiras de flujo lateral detectaron la proteína CP4 EPSPS. Ninguna planta arvense fue positiva a la presencia de la proteína CP4 EPSPS, y solo fue positiva a la proteína el algodón transgénico. Esto indicó que aún no se ha presentado flujo de genes entre el algodón y las plantas arvenses, ya que las plantas arvenses no presentan la proteína CP4 EPSPS (Cuadro 1 y 2).

La no detección de la proteína CP4 EPSPS en plantas arvenses de la Comarca Lagunera probablemente se debe a un deficiente transporte de polen por los insectos (Gómez, 2002; Guzmán et al., 2008), o tal vez fue eficiente pero existió incompatibilidad sexual (Center Environmental Risk Assessment, 2010). Otras causas probables son: los dos tipos parentales no son sexualmente compatibles o bien, sus complementos cromosómicos; la no coincidencia entre las especies en cuanto a sus periodos de fertilidad; la descendencia no es fértil o ecológicamente no es apta para las condiciones ambientales en las cuales se encuentran (CERA, 2010; RASM, 2010; Mallory et al., 2015).

No se encontró la introgresión de la tolerancia al glifosato en poblaciones de plantas arvenses (Warwick et al., 2008; Mallory y Zapiola, 2008; CERA, 2010,) en las plantas arvenses asociadas al algodón transgénico en la Comarca lagunera.

 

CONCLUSIONES

El número de especies vegetales asociadas al algodón fue mayor a las antes reportadas para la Comarca Lagunera; además hubo un número mayor de familias botánicas. La proteína CP4 EPSPS no se detectó en las plantas arvenses, a pesar de la presencia de las cuatro especies de la familia Malvaceae en la Comarca Lagunera.

 

LITERATURA CITADA

Belanger, F., C., R. Meagher T., R. Day P., K. Plumley, and A. Meyer W. 2003. Interspecific hybridization between Agrostis stolonifera and related Agrostis species under field conditions. Crop Sci. 43: 240—246.         [ Links ]

Alibhai, M., F., and C. Stallings W. 2001. Closing down on glyphosate inhibition — with a new structure for drug discovery. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 98: 2944-2946.         [ Links ]

Bjerknes, A., L., Ø. Totland, J. Hegland S., and A. Nielsen. 2007. Do alien plant invasions really affect pollination success in native plant species? Biol. Conserv. 138: 1-12.         [ Links ]

Blanco, Y. y A. Leyva. 2007. Revisión bibliográfica. Las arvenses en el agroecosistema y sus beneficios agroecológicos como hospedadores de enemigos naturales. Cultivos Trop. 28: 21-28.         [ Links ]

Booth, D., B., and C. J. Swanton. 2002. Assembly theory applied to weed communities. Weed Sci. 50: 2-13.         [ Links ]

Bükün, B. 2005. Weed flora changes in cotton growing areas during the last decade after irrigation of Harran plain in Sanliurfa, Turkey. Pakistan J. Bot. 37: 667-672.         [ Links ]

Campo Agrícola Experimental La Laguna. 1984. Guía para la asistencia técnica agrícola para la Comarca Lagunera. CIAN. Matamoros, Coahuila, México.         [ Links ]

Castro, M. E. 1992. Levantamiento ecológico de malas hierbas en algodonero en la Región Lagunera. In: Avances de investigaciones forestal y agropecuaria. SARH. INIFAP. CRNC. CAELALA. Matamoros, Coahuila, México. pp: 13-14.         [ Links ]

Center Environmental Risk Assessment. 2010. A review of the environmental safety of the CP4 EPSPS protein. Center Environmental Risk Assessment, ILSI Research Foundation. Washignton D.C. 16 p.         [ Links ]

Dauber, J., M. Hirsch, D. Simmerring, R. Waldhardt, A. Otte, and V. Wolters. 2003. Landscape structure as an indicator of biodiversity: matrix effects on species richness. Agric. Ecosyst. Environ. 98: 321- 329.         [ Links ]

Downey, P. O. 2006. The weed impact to native species (WINS) assessment tool—results from a trial for bridal creeper (Asparagus asparagoides (L.) Druce) and ground asparagus (Asparagus aethiopicus L.) in southern New South Wales. Plant Prot. Q. 21: 109-116.         [ Links ]

Economou, G., D. Bilalis, and C. Avgoulas. 2005. Weed flora distribution in greek cotton fields and its possible nfluence by herbicides. Weed Sci. 33: 406—419.         [ Links ]

Elpel, T. 2000. Botany in a Day. 5th Edition. HOPS Press. 221p.         [ Links ]

Ellstrand, N. C. 2003. Current knowledge of gene flow in plants: implications for transgene flow. Philos Trans. Royal Soc.Lond. Ser B. 358: 1163—1170.         [ Links ]

Ellstrand, N. C, C. Prentice H., and F. Hancock J. 1999. Gene flow and introgression from domesticated plants into their wild relatives. Annu. Rev. Ecol. Syst. 30: 539—563.         [ Links ]

Freire, E. 2002. Viabilidade de cruzamentos entre algodoeiros transgênicos e comerciais e silvestres do Brasil. Rev. Bras. Ol. Fibros 6: 465-470.         [ Links ]

Franz, J., E., K. Mao M., and A. Sikorski J. 1997. Glyphosate: A Unique Global Herbicide. Monografía ACS 189. American Chemical Society, Washington D.C. pp. 27-64.         [ Links ]

García A., J. L., y S. Acosta N. 1975. Levantamiento ecológico de malezas en el cultivo del algodonero en la Comarca Lagunera. Información de investigaciones agrícolas. CIANE-INIA. SARH. Matamoros, Coahuila, México. 4: 58-88.         [ Links ]

Gómez J., M. 2002. Generalización en las interacciones entre plantas y polinizadores. Revista Chilena Historia Natural 75:105—116.         [ Links ]

Guzmán M., F. San Vicente, y D. Díaz M. 2008. Flujo de polen entre híbrido tropicales de maíz de diferentes color de endospermo. Bioagro 20: 159—166.         [ Links ]

Hall, L., K. Topinka, J. Huffman, L. Davis, and A. Good. 2000. Pollen flow between herbicide-resistant Brassica napus is the cause of multiple resistant B. napus volunteers. Weed Sci. 48: 688—694.         [ Links ]

Hegde, S. G., and G. Waines J. 2004. Hybridization and introgression between bread wheat and wild and weedy relatives in NorthAmerica. Crop Sci. 44: 1145—1155.         [ Links ]

Hoyle, M., and E. Cresswell J. 2007. The effect of wind direction on cross-pollination in wind-pollinated GM crops. Ecol. Appl. 14: 1234—1243.         [ Links ]

Huang, F., R. Leonard B., R. Cook D., R. Lee D., A. Andow D., L. Baldwin J., V. Tindall K., and X. Wu. 2007. Frequency of alleles conferring resistance to Bacillus thuringiensis maize in Louisiana populations of the southwestern corn borer. Entomol. Exp. Appl. 122: 53-58.         [ Links ]

Instituto Nacional de Investigaciones Agrícolas. 1970. Determinación del periodo crítico de competencia entre las malezas y el algodonero de la Comarca Lagunera. Secretaria de Agricultura y Ganadería. Matamoros, Coahuila, México.         [ Links ]

Lot ,A., y F. Chiang. 1986. Manual del Herbario. Consejo Nacional de la Flora de México. México. 142 p.         [ Links ]

Mallory, S. C., A., and M. Zapiola. 2008. Gene flow from glyphosate-resistant crops. Pest Manag. Sci 64: 428-440.         [ Links ]

Mallory, S. C, L. Hall, N. Burgos. 2015. Experimental methods to study gene flow. Weed Sci. 63:12—22        [ Links ]

Márquez, H. C., S. Santana, V. Ávila, J. L. García, P. Preciado, and A. Moreno. Entomofaunistic diversity in a transgenic cotton (Gossypium hirsutum L) agroecosystem in Coahuila, México. Southwest. Entomol. 39:317-326.         [ Links ]

Masalles R., M. 2004. Respuestas de la vegetación arvense a los tratamientos agrícolas. Lazaroa 25: 35-41.         [ Links ]

Molina F., F., F. Espinosa G., y J. Sarukhán K. 2008. Weed population dynamics in a rain-fed maize field from the valley of México. Agrociencia 42: 655-667.         [ Links ]

Risk assessment search mechanism (RASM). 2010. Monsanto MON531xMON1445. http://rasm.icgeb.org/users_home/sql_queries/catalog_query_02/703/rasm_record/?searchterm=None (Consulta: noviembre 2010).         [ Links ]

Perdomo R., F., H. Vibrans L., A. Romero M., A. Domínguez V., y J. L. Medina P. 2004. Análisis de SHE, una herramienta para estudiar la diversidad de malezas. Rev. Fitotec. Mex. 27:57-61.         [ Links ]

Rieger M., A., M. Lamond, C. Preston, B. Powles S., and T. Roush R. 2002. Pollen-mediated movement of herbicide resistance between commercial canola fields. Science 296:2386-2388.         [ Links ]

Rieseberg, L. H., O. Raymond, M. Rosenthal D., Z. Lai, K. Livingstone, T. Nakazato, L. Durphy J., E. Schwarzbach A., A. Donovan L., and C. Lexer. 2003. Major ecological transitions in wild sunflowers facilitated by hybridization. Science 301: 1211—1216.         [ Links ]

Quist, D., and Chapela, I. H. 2001. Transgenic DNA introgressed into traditional maize landraces in Oaxaca, México. Nature 414: 541-543.         [ Links ]

Sánchez B., J., y F. Guevara F. 2013. Plantas arvenses asociadas a cultivos de maíz de temporal en suelos salinos de la ribera del lago de Cuitzeo, Michoacán, México. Acta Bot. Mex. 105:107-129.         [ Links ]

Santana E., S., R. V. Ávila, G. G. Castañeda, L. E. De la Cruz, C. Garcia De La P., M. U. Romero, y H. C. Márquez. 2015. Entomofauna presente en algodonero (Gossypium hirsutum) genéticamente modificado en zonas productoras de México. Southwest. Entomol. 40: 151-160.         [ Links ]

Slatkin, M. 1987. Gene flow at the geographic structure of natural populations. Science 236: 787—792.         [ Links ]

Snow, A. A. 2002 Transgenic crops — why gene flow matters. Nat. Biotechnol. 20: 542.         [ Links ]

Stewart C. N., Jr., D. Halfhill M., and I. Warwick S. 2003. Transgene introgression from genetically modified crops to their wild relatives. Nat. Rev. Genet. 4: 806—817.         [ Links ]

Steinrücken, H. C., and N. Amrhein. 1980. The herbicide glyphosate is a potent inhibitor of 5-enolpyruvyl-shikimic acid -3-phosphate synthase. Biochem. Biophy. Res. Comm. 94: 1207-1212.         [ Links ]

Villareal Q., J. A. 1983. Malezas de Buenavista Coahuila. Universidad Autónoma Agraria Antonio Narro. Saltillo, Coahuila. 269 p.         [ Links ]

Villaseñor, R., y G. Espinosa. 1998. Catálogo de malezas de México. Universidad Nacional Autónoma de México. Fondo de Cultura Económica. 448 p.         [ Links ]

Warwick, S. I., A. Legere, J. Simard M., and T. James. 2008. Do escaped transgenes persist in nature? The case of an herbicide resistance transgene in a weedy Brassica rapa population. Mol. Ecol. 17: 1387-1395.         [ Links ]

Warwick, S. I., J. Simard M., A. Légère, H. J. Beckie, L. Braun, B. Zhu, P. Mason, G. Séguin-Swartz, and C. N. Stewart. 2003. Hybridization between transgenic Brassica napus L. and its wild relatives: B. rapa L., Raphanus raphanistrum L., Sinapis arvensis L. and Erucastrum gallicum (Willd.) O.E. Schulz. Theor. Appl. Genet. 107: 528—539.         [ Links ]

Yue, B., F. Huang, R. Leonard B., S. Moore, R. Parker, A. Andow D., D. Cook, K. Emfinger, and R. Lee D. 2008. Verifying an F1 screen for identification and quantification of rare Bacillus thuringiensis resistance alleles in field populations of the sugarcane borer, Diatraea saccharalis. Entomol. Exp. Appl. 129: 172-180.         [ Links ]

Zamorano, C. 2006. Alelopatía : un nuevo reto en la ciencia de las arvenses en el trópico. Agronomía (Manizales) 14: 7—15.         [ Links ]

Zhang, J. 2015. Transgenic cotton breeding. In: Zhang, J. (ed). Cotton. Agronomy monograph 57. American Society of Agronomie Inc. Madison WI.         [ Links ]

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