Cultivares y zonas de cultivo

Se estudiaron cinco cultivares en dos zonas productoras, una en el Estado de Guerrero y la otra en el estado de Yucatán. En la zona de Guerrero se estudiaron los cultivares: Alto Pacífico-Saladita (APS-G), Enano verde (EV-G) y un cultivar Híbrido (H-G). En el estado de Yucatán, Alto Pacífico 2 (AP2-Y) y Enano Verde de Brasil (EV-Y). El estado de desarrollo de todos los cocos en cada cultivar fue el mismo, de 12 a 14 meses del mismo año de cosecha.

Análisis fisicoquímico en los cultivares de coco

Se caracterizó el coco entero o semilla, con base a diferentes variables las que fueron: Peso (g) y grosor del endospermo sólido (mm). Los parámetros físico-químicos de calidad del endospermo sólido incluyeron pH, sólidos solubles totales expresados como (Brix y porcentaje de humedad; los sólidos solubles además se evaluaron en el endospermo sólido. Los parámetros analizados fueron basados en las técnicas de la A.O.A.C. (2002). El color aparente, se midió por reflectancia utilizando un colorímetro Minolta modelo CR-300 (Metrolab International). Se utilizó el sistema CIE Lab para medir los parámetros L*, a* y b*, el instrumento se calibró con un mosaico blanco como estándar de color, donde L*, representa los valores desde 0 a 100 significando tonalidades desde el negro (0) hasta blanco (100). El parámetro a* en tonalidades desde negativas (verde) hasta rojo (+) cercanas a 50 y el b* desde azules (-) a amarillos (+). A partir de estos parámetros de color se determinó además, el ángulo de matíz Hue* (h) y cromaticidad, dada por C*, utilizados estos dos últimos parámetros para ubicar en el diagrama de cromaticidad, el rago de color obtenido. Se obtienen mediante las siguientes ecuaciones:

Donde:

L*, a*, b*= Coordenadas de cromaticidad en el espacio de color L* a* b*.

Compuestos bioactivos

Fenoles totales. La determinación se realizó en el aceite de cada cultivar estudiado. La extracción del aceite fue a partir del endospermo liofilizado para ello se congeló a -80 ºC y una presión de 20 Pascales para el liofilizado. Las muestras liofilizadas se prensaron en una prensa vertical, de donde se colectó el aceite. Para la determinación de fenoles totales se realizó una curva de calibración, utilizando una solución madre de Ácido Gálico 0.1 mg/mL, la cual fue diluida a diferentes concentraciones (0.00031, 0.0062, 0.01, 0.02, 0.05 y 0.1 mg/ mL). A partir de las concentraciones ya establecidas, se tomaron 100 μL de cada una y 600 μL de agua, posteriormente se agregó 50 μL de Folin Ciocalteu (^{Singleton & Rossi, 1965}), seguido a ello, se dejó reposar por 5 min, para después añadir 150 μl de carbonato de sodio al 20% y aforar a 1 mL. Después de 2 h a temperatura ambiente (25 (C), se midió la absorbancia a 760 nm en el espectrofotómetro Cary 50 Bio UV-Visible Spectrophotometer (Agilent Technologies, Santa Clara, CA, USA), obteniéndose de esta forma la línea base de calibración. Para obtener cuantitativamente los fenoles totales en cada una de las muestras de aceite de coco, se tomaron 5 g del aceite, se adicionó 1 mL de metanol al 80 % . La mezcla se homogeneizó durante 2 min; se dejó reposar durante 1 min y se homogeneizó de nuevo por 2 min. Posteriormente, fue centrifugada a 1100 x g durante 15 min a temperatura ambiente. El sobrenadante obtenido fue recolectado. Al residuo, se le añadió 1 mL de metanol al 80% y fue centrifugado nuevamente a las condiciones mencionadas con anterioridad. Se utilizaron 100 μL del sobrenadante obtenido para las mediciones espectrofotométricas; cada muestra se midió por triplicado.

Perfil de ácidos grasos

La extracción de aceite se realizó a partir de 1 g de muestra del endospermo liofilizado, se llevó a cabo mediante el procedimiento de ^{Bligh y Dyer (1959)} , utilizando cloroformo:metanol (2:1 v/v). Después de evaporar el disolvente en un baño de agua a 35 °C bajo una atmósfera de nitrógeno, los extractos lipídicos fueron transmetilados en presencia de tricloruro de boro de acuerdo al método de ^{Park y Goins (1994)} . La composición de los ésteres metílicos de ácidos grasos (FAMEs) se determinó en un cromatógrafo de gases Agilent (Modelo 7890 B, Santa Clara, CA, USA) equipado con un automuestreador (Modelo 7693) y un detector de ionización de llama (FID). Los ácidos grasos se separaron en una columna capilar de sílice fundida de 100 m y 0.25 mm de diámetro interno (SP-2560, Supelco, Bellefonte, PA, USA). La temperatura del horno se programó desde una temperatura inicial de 150 °C (20 min) hasta una temperatura final de 220 °C a una velocidad de 5 °C/min. La temperatura del inyector se fijó a 250 °C y la temperatura del detector a 300 °C. Las muestras se separaron utilizando hidrógeno a 17 psi de presión como gas acarreador. Los cromatogramas resultantes fueron analizados con el programa Chemstation (ChemStation chromatography manager, Agilent Santa Clara, CA, USA). Los ácidos grasos se identificaron comparando los tiempos de retención con los de los estándares (Supelco 37 Component FAME Mix, Bellefonte, PA, USA). Los ácidos grasos se expresaron como porcentaje del total de ácidos grasos. A partir de éstos datos, se calcularon los porcentajes totales de ácidos grasos saturados, monoinsaturados y poliinsaturados.

α-tocoferol. Las mediciones se realizaron en el endospermo sólido, con base en la metodología descrita por Onibi et al. (1998). La obtención α-tocoferol se realizó mediante la saponificación de la muestra, Etanol (1 mL) y KOH 10 M (1 mL) fueron añadidos a la muestra, seguidos de una agitación vigorosa y colocados en un baño de agua a 70 °C por 10 min, después de 10 min de saponificación fueron agitados por 10 s y se colocaron de nuevo en el baño para continuar la saponificación por 20 min. Al final de la saponificación, las muestras fueron colocadas en hielo. Posteriormente se agregó 5 mL de hexano a las muestras, se agitaron por 15 s y se centrifugaron a 1500 rpm a 10 °C por 7 min. Se separó la capa de hexano y se colocó en un tubo de ensayo de 18 x 150 mm. Las muestras se evaporaron a sequedad con un flujo de nitrógeno utilizando un sistema N-EVAP 112 (OA-SYS Heating System) (Berlin, MA USA). Las muestras se reconstituyeron en 200 (L de etanol grado HPLC y se analizaron en un sistema HPLC (1260 Infinity, Agilent Technologies, Santa Clara, CA, USA) equipado con un detector de arreglo de diodos a una longitud de onda de 290 nm. La separación se realizó utilizando una columna analítica C18 Agilent Microsorb (100-3 C18, 100 × 4.6 mm) protegida con una guarda columna zorbax SB-C18 4.6 x 12.5 mm 5 Micron, se utilizó una fase móvil isocrática [metanol: agua (98:2, v/v)] a un flujo de 1.0 mL/min. Para el cálculo de las concentraciones se usó estándar de α-tocoferol (SIGMA-ALDRICH, St. Louis, MO, USA).

Diseño de experimentos y análisis estadístico

El diseño experimental fue completamente al azar, considerando el cultivar de diferentes regiones como factor principal. Se realizó un análisis de varianza a un nivel de significancia α=0.05., seguido por la prueba de Tukey-Kramer, cuando presentaron diferencias. Se utilizó el paquete estadístico NCSS versión 2008, NCSS, LLC (Kaysville, Utah).

Peso y grosor del endospermo sólido

El peso de los cocos enteros del cultivar AP, en las regiones estudiadas, fue diferentes (p≤0.05) (Tabla 1), destaca el mayor peso el coco APS-G, seguido del AP2-Y; considerado como peso alto (^{SAGARPA, 2014}). Los de menor peso fueron los EV y no presentaron diferencia significativa entre ellos, son considerados como peso bajo (^{SAGARPA, 2014}). En el caso del cultivar H-G, éste presentó un peso promedio de 1,308 g correspondiendo a valores intermedio entre los AP y los EV, resultado esperado debido al tipo de cultivar. El peso del coco es dependiente de cada variedad. Es posible además atribuir las diferencias en el peso, a la mineralización del suelo en donde se cultivan, se reporta que la adición de Nitrógeno y Potasio al suelo, en una relación adecuada, tiene efecto positivo sobre el incremento en el peso del fruto en la variedad de coco Anão verde de Jiqui, los que fueron cultivados en Colombia (^{Sammy et al., 2008}). En otros frutos para el incremento en el peso, la fertilización es un factor importante, principalmente la aplicación de N, P, K y Ca (Monroy et al., 2019).

En cuanto al grosor o espesor del endospermo (Tabla 1), se observó la misma tendencia que con el peso, fue diferente entre los cultivares (p ≤ 0.05) y presentaron valores de mayor magnitud los cultivares cosechados en Guerrero. En estudio realizado por ^{Alejo (2015)} , en la misma región de Guerrero y en cocos criollos Alto Pacífico, se resportaron con un espesor de 11.7 a 15.2 mm. Este parámetro se evalúa como un indicador en el rendimiento de aceite, es decir, los cocos de mayor espesor son con los que se obtiene mayores rendimientos de aceite y caso contrario los de menor espesor mayor contenido de agua en el coco. En otras semillas, las condiciones precosecha son otro factor que pueden influír en las propiedades fisicoquímicas; en semillas de girasol, un estrés por déficit de agua a corto plazo puede causar cambio sustancial en las propiedades físicas y la composición bioquímica, la sequía en la fase de llenado de semillas, afecta el rendimiento del mismo o es causante de un llenado incompleto en la semilla, lo que a su vez el rendimiento del aceite es menor, debido a menor contenido de proteínas en el endospermo (^{Mustafa et al., 2015}).

Por otro lado, ^{Leorna e Israel (2018)} reportan que el espesor del endospermo se emplea además como un indicador de madurez y varía de 12 a 15 mm para cocos maduros según ^{Banzon (1990)} . Según la guía técnica de ^{SAGARPA (2014)}, el espesor de endospermo, depende del tipo de cultivar; se puede considerar delgado para H-G, medio para EV y grueso para los AP. Según la edad de los frutos, estudiados (12-14 meses) y de acuerdo a lo anterior, se pueden considerar como frutos maduros.

pH, sólidos solubles totales y humedad

El pH se encontró diferente (p ≤ 0.05) entre los cultivares (Tabla 1), con valores desde 5.9 a 6.3, siendo el endospermo sólido del cultivar EV el que presentó menor pH. El pH encontrado es mayor a los reportados Ghosh y Bandopadhyay (2015), para diferentes cultivares e híbridos (4.8-5.20). El pH para otros frutos como uva, puede ser afectado por las prácticas pre-cosecha, como la fertilización (^{Chadha and Shikhamany, 1999}).

Los sólidos solubles totales fueron bajos en el endospermo sólido principalmente en H-G y para el cultivar EV-Y y EV-G, en las dos regiones de estudio. En los APS-G y AP2-Y, son los mayores encontrados (7 ºBrix). Los cultivares fueron diferentes entre ellos (p ≤ 0.05), solo los APS-G y AP2-Y son iguales. Al analizar los sólidos solubles en el endospermo líquido, se encontraron contenidos mas altos que en el endospermo sólido, así en EV-Y y EV-G fueron en promedio de 9.0 ±0.2 y 13.2 ±0.7 (Brix, respectivamente, superiores a 2.3 ±0.4 y 2.8 ±0.6 (Brix respectivamente. Por su parte, en APS-G y AP2-Y, fueron de 10.1 ± 0.2 y 12 ± 0.4 ºBrix, respectivamente; mientras que en H-G son menos dulces (6.6 ± 0.3 ºBrix). El valor de este parámetro puede depender de las características de cada cultivar. Los sólidos solubles además, dependen de las concentraciones de iones como fosfato, sulfato, cloruro y fluoruro, que se requieren en el transcurso a la madurez de los cocos (^{Jackson et al., 2004}); por lo que la fertilización podría ser factor clave para favorecer el contenido de los sólidos solubles. La fertilización con nitrógeno (N) se reporta como limitante para la calidad poscosecha, altas dosis de nitrógeno reducen el contenido de sólidos solubles totales en los frutos, mientras que altas dosis de potasio aumentan los sólidos solubles, por lo anterior, es importante considerar una adecuada relación de nitrógeno y potasio para la calidad de los frutos (^{Sammy et al., 2008}).

En relación a la humedad contenida en el endospermo sólidos de los cocos, ésta varió desde 44 a 51% (Tabla 1). Leon y Delores (2005), reportan para cocos de 12 meses un porcentaje de humedad de 51%, por lo que se considera en el rango para cocos maduros. Es importante considerar que el estado de madurez en el coco, determina la composición y el contenido de los diferentes ácidos grasos saturados de cadena media y larga, excepto los ácidos mirístico y palmítico (Balleza y Sierra ,1972; ^{Ángeles et al., 2018}; Kumar y Balakrishna, 2008).

Color del endospermo sólido

Se considera al endospermo sólido representado por la pulpa blanca, carnosa y aceitosa de la semilla (^{Lamdande et al., 2018}). Los valores que se obtuvieron a partir de las mediciones de color en el endospermo, se presentan en la Tabla 2; para el valor L* o luminosidad, los cultivares se encuentran en un rango de 69 a 76. En el valor a*, de -0.7 a -1 y de 1 a 3.4 en el caso de valor b*; por su parte en C*, se encontró entre un rango entre 1.87 a 3.4. En todas estas variables se observaron diferencias significativas (p (0.05), por efecto del cultivar. En cuanto al ángulo de matíz (Hue*), los valores para el cultivar APS-G fueron de 122 y para el de AP2-Y de 110. En valores menores se encuentran EV-G y EV-Y, fueron de 103 y 104 respectivamente. El cultivar H-G, mostró los mismos rangos de valores de: L* = 74, a*= -1.0, b*=2.4, C*=2.6 y ángulo Hue*=112. Todos estos valores en el diagrama de cromaticidad, se encuentran en el rangos de las diferentes tonalidades color blanco. El color característico en el endospermo sólido debe de ser blanco (Chavan y Jadhav, 1995). Los valores encontrados son mayores al ser comparados con la variedad de coco Makapuno, cultivado en Thailandia, para el que se reporta un valor L*= 67. La variedad Makapuno de acuerdo a lo reportado por ^{Luengwilai et al. (2014)} , son cocos menos blancos, lo que el color puede ser dependiente del tipo de cultivar. Esta característica de los cultivares evaluados, podría aprovecharse para diferentes productos, en los cuales los índices de calidad requieridos son de un color blanco; como puede ser la materia prima para la obtención de la copra para la elaboración de aceite de calidad, elaboración de harina y botanas.

Fenoles totales

Los compuestos fenólicos contribuyen al color y sabor de las frutas y muestran efectos beneficiosos para la salud, siendo un buen índice de la capacidad antioxidante (^{Padilha et al., 2015}). En la Tabla 3, se logra visualizar una amplia diferencia en el contenido de fenoles totales, esto por efecto del cultivar (p( 0.05). Se observa que el cultivar EV en cualquier región, presenta mayor contenido de fenoles totales, en comparación a los cultivares APS-G y AP2-Y. Las concentraciones encontradas para el cultivar EV-Y y EV-G fueron de 767.44±0.1 y de 343.02±0.06 mg EAG/100 g, respectivamente; superiores además a las encontradas para los cultivares APS-G y AP2-Y. En el caso del coco H-G, éste presenta un contenido de 260 (mg EAG/100 g coco). ^{Adekola et al. (2017)} , en sus resultados del contenido de fenoles totales en testa de coco, es decir, la porción de color café que rodea al endospermo sólido; reportan en promedio 440 mg EAG/100 g coco: Esta cantidad es mayor a los cultivares H-G, APS-G, AP2-Y y EV-G de este estudio; no siendo así para EV-Y. Cabe mencionar que los análisis realizados en este estudio, fueron en el aceite extraído del endospermo eliminando la testa; de la que se reporta una fuente natural de múltiples ácidos fenólicos y flavonoides con una potente capacidad antioxidante (^{Arivalagan et al., 2018}). Las diferencias encontradas es posible atribuirlas al tipo de cultivar, parte analizada en el cultivar y a las condiciones a las que se desarrollan las plantas en los diferentes ambientes. Es conocido que la cantidad y composición de estos metabolitos secundarios, como son los compuestos fenólicos, varían dependiendo de factores como condiciones climáticas, cultivar, estado de madurez, época de cosecha, sistemas de cultivo, tipos de suelo, prácticas post cosecha y métodos de procesamiento (^{Lee y Kader, 2000}). La presencia de algunos de estos metabolitos también puede variar dependiendo de estímulos bióticos y abióticos (^{Wahyuni et al., 2013}). En coco, los estudios a la fecha que reportan dicho comportamiento son escasos. En otros cultivos como papa, se reportan incrementos en el contenido de compuestos fenólicos, cuando se aplica en niveles apropiados Nitrógeno y Potasio (Michalska et al., 2013); al igual en plantas con diferentes regímenes de fertilización ( ^{Petropoulos et al., 2018}; Petropoulos et al. 2019; ^{Finimundy et al., 2020}).

Contenido de α-tocoferol

El α-tocoferol es la forma más abundante y biológicamente activa de vitamina E (^{Yin et al., 2020}). El contenido de α-tocoferol, en los cultivares evaluados se observa en la Tabla 3, mostrando diferencia significativa (p ≤ 0.05) entre ellos. En el H-G no se detectó este compuesto. Según el estándar de calidad del ^{CODEX (1999)} para aceite de coco, establece un rango de 0 a 1,700 (g (-tocoferol/100g de coco; sin embargo, autores como ^{Marina et al. (2009)} consideran que el contenido de α-tocoferol es propio de la testa o parte café del endospermo sólido del coco, debido a que esta parte del coco se elimina para los análisis y de α-tocoferol de este estudio; es probable que debido a ello sea bajo en los resultados encontrados, o bien, sea dependiente del tipo de cultivar como se observa la diferencia entre ellos en la Tabla 3. Sin embargo, se encuentran dentro del rango reportado por el ^{CODEX (1999)}; el mayor encontrado fue en APS-G (151.0 µg α-tocoferol /100g). En otras semillas, Condiciones como programas de riego y fertilización del suelo, se reportan para incrementar tocoferol en la almendra de Prunus dulcis, cv. Nonpareil (^{Zhu et al., 2017}).

Perfil de ácidos grasos

Los ácidos grasos de cadena media como ácido láurico, ácido mirístico y ácido palmítico, determinados directamente del aceite extraído del coco, muestran un efecto significativo (p≤0.05) entre los cultivares como se observa en la Tabla 4. Sin embargo para el ácido láurico, las diferencias encontradas son pequeñas y solo al cultivar EV-Y. Con respecto al ácido palmítico, son diferentes al AP2-Y. Todos ellos oscilan en el rango de 39 a 45% para ácido laurico, de 18 a 20% para mirístico y 8 a 12% en palmítico.

El porcentaje de ácidos grasos saturados, ácidos grasos monosaturados y poliinsaturados, al igual que los ácidos grasos de cadena media, los porcentajes en los cultivares, son diferentes (p ≤ 0.05), en pequeñas proporciones. La química del aceite en diferentes cultivos de semillas oleaginosas se ve afectada por la temperatura que prevalece en la maduración (^{Hilditch y Williams, 1964}; ^{Mustafa et al., 2015}). Las condiciones ecológicas inconsistentes pueden resultar en una amplia variación en la cantidad y composición del aceite. La temperatura en la cual se desarrollan los frutos, es un factor ambiental importante que afecta la composición de ácidos grasos de diferentes porciones en plantas y semillas (Tremolieres et al., 1978). Un diferencial de temperatura tiene una fuerte influencia en las proporciones de diferentes ácidos grasos. Las temperaturas máxima promedio para el año 2019, en el cual se cosecharon los cultivares estudiados fue la siguiente: 32 ºC para Guerrero, mientras que para Yucatán fue ligeramente menor, de 36 ºC (INEGI, 2019), la diferencia en ellos es solo 4 ºC, es posible que las diferencias mínimas encontradas en los porcentajes sean debidas a este factor. Condiciones climáticas, agua y disponibilidad de nitrógeno principalmente durante la etapa de llenado de semillas y el genotipo, podrían explicar además la mayoría de las variaciones o diferencias encontradas (^{Mustafa et al., 2015}). De acuerdo a los estándares reportados de la ^{USDA (2020)}, para un coco de calidad en base a las concentraciones de ácidos grasos de cadena media: Láurico, mirístico, palmítico son 50%, 19% y 9.5%, respectivamente; por lo que los cocos de este estudio están en el rango. Estos rangos encontrados también se encuentran en el rango reportado por el ^{CODEX (1999)}, ácido láurico (45.1-53%), mirístico (16.8-21%) y palmítico (7.5-10.2%).