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Introducción
Sonora, un estado ubicado en el noroeste de México, se destaca a nivel mundial por ser un productor y proveedor de granos y forrajes. Con relación a la producción de granos, el estado de Sonora, México resalta a nivel nacional en la producción de trigo, sorgo, maíz, garbanzo, girasol y centeno, principalmente, siguiéndoles en segundo y tercer orden a los estados de Baja California y por Guanajuato, respectivamente. Al mes de septiembre de 2021, Sonora tuvo una superficie sembrada de trigo de 467,319 hectáreas de las cuales se cosecharon 465,997 (99.7 %), con una producción de 2,802,008 toneladas; 16.8 % menos que la obtenida en su homólogo ciclo del año anterior; derivado de una menor superficie sembrada (22 %) (SADER, 2022). En este ciclo en promedio se obtuvo un 95 % de la producción del año agrícola. Sonora con 1.4 millones de toneladas (51.7 % de la producción en el país) junto con Guanajuato, Baja California y Sinaloa, en conjunto aportan el 82.7 % de la producción nacional. La producción obtenida en el ciclo otoño-inverno 2020/21 a nivel nacional, en su mayoría fue del grupo cristalino 56 % y el resto (44 %) fue del tipo panificable (fuerte, medio fuerte, suave y corto, y tenaz). En Sonora el 83 % de la producción de trigo en la entidad es del tipo cristalino y el 17.0 % restante es panificable.
Se puede inferir que la conjunción de las condiciones agroclimáticas y tecnológicas existentes en las regiones donde se siembra trigo en Sonora, son favorables. Sin embargo, hay temporadas y espacios donde las plagas se vuelven un problema y uno de ellos es en el almacenaje ya que, Iturralde (2015), indica que las pérdidas debidas a estos daños oscilan entre un 5 % y un 10 % en países desarrollados y alrededor del 50 % en países en vías de desarrollo, que se traducen en pérdidas económicas que representan unos 300 millones de dólares en países desarrollados. Existen unas 1,000 especies de insectos que infestan los productos almacenados, siendo las de mayor importancia económica las que se encuentran dentro de los órdenes Coleóptera y Lepidóptera (Riudavets et al., 2002). Tradicionalmente, a estas especies se las suele clasificar en plagas primarias o secundarias con base al daño producido sobre el grano (Iturralde, 2015). Las plagas primarias están representadas por insectos altamente especializados con la capacidad de perforar la testa de las semillas (Laskowski et al., 2019). Dentro de este grupo encontramos a coleópteros de las familias Dryophthoridae (Sitophilus granarius Linneo = gorgojo de grano =; Sitophilus oryzae Linneo = gorgojo del arroz= y Sitophilus zea mais Linneo = gorgojo del maíz=), Bostrichidae (Prostephanus truncatus Horn = barrenador grande de granos=; Rhyzopertha dominica Fabricius = capuchino de los granos=), Bruchidae (Callosobruchus maculatus Arora =gorgojo del frijol=) y lepidópteros de la familia Gelechidae (Sitotroga cerealella Olivier = palomilla dorada de los granos, palomita de los cereales=). Las plagas secundarias en cambio son insectos poco especializados que atacan un amplio rango de productos almacenados, procesados y manufacturados. Dentro de éstas se encuentran coleópteros de las familias Cucujidae (Cryptolestes ferrugineus Stephens = gorgojo plano = y Cryptolestes pusillus Schönherr = gorgojo rojizo de los granos=) Silvanidae (Oryzaephilus surinamensis Linneo = carcoma dentada de los granos=) y Tenebrionidae (Tribolium castaneum Herbst = gorgojo castaño de la harina = y Blapstinus interruptum Solier = escarabajo o gorgojo negro=) (Mebarkia et al., 2010).
Sitophilus granarius, catalogado como uno de los escarabajos oscuros, pertenece al orden Coleoptera, es un pequeño insecto perteneciente a la familia Dryophthoridae; esta familia es rica en especies y morfológicamente diversa con aproximadamente 2,300 géneros y 20,000 especies en todo el mundo (Nietupski et al., 2021; Matthews et al., 2010), y muchos más taxones por describir.
Sitophilus granarius es un pequeño coleóptero, de mucha movilidad, de aproximadamente 4.5 a 6.5 mm de largo y 2.5 mm de ancho. Los adultos presentan élitros de color marrón negruzco, con diferentes tonos claros u oscuros (Mebarkia et al., 2010). El pronoto está punteado, como los élitros; estos tienen una puntuación localizada en surcos longitudinales. Tiene una tribuna larga, más larga en las hembras que en los machos, y antenas geniculadas rojizas. Las alas traseras están ausentes, por lo que no puede volar. Las patas son de color marrón rojizo. Las larvas tienen una forma típica de “C” de color blanco amarillento, con una cabeza de color marrón oscuro (Fornal et al., 2007).
Para el control de las plagas de los granos almacenados y otros productos agrícolas, la utilización de insecticidas sintéticos se ha convertido en la herramienta empleada con mayor frecuencia (Acevedo et al., 2018). El uso reiterado de estos ha ocasionado resistencia, eliminación de organismos benéficos, contaminación de agua, suelo y aire (Zehler, 2000), la eficacia de los productos químicos contra las plagas de granos almacenados varía después del tratamiento (Singh y Kaur, 2018). De igual manera, el uso indiscriminado de estos insecticidas sintéticos causa gran riesgo para el medio ambiente y sus residuos pueden afectar a los consumidores. Sobre esta base la necesidad de desarrollar nuevas alternativas que sean seguras y convenientes para el ecosistema, además de eficaces en el control de plagas. En este sentido, los esfuerzos investigativos están siendo orientados hacia el desarrollo de bioproductos a base de hongos o bacterias con acción entomopatógena, con utilidad potencial como bioinsecticidas (Tamez et al., 2001), en particular dada la baja predisposición de este tipo de bioproductos a generar fenómenos de resistencia en los organismos plaga (Anderson, 1998; Porcuna, 2019).
La exploración de los hongos para el control de plagas implica una amplia investigación multidisciplinar: genética, fisiología, ecología, patología, producción masiva, etc. (Vega, 2008). Entre los microorganismos que se destacan en el control de plagas y enfermedades figuran Trichoderma spp., Bacillus thuringiensis - kurstaki, Bacillus thuringiensis - tenebrionis, Bacillus subtilis, Verticilium lecanii, Beauveria bassiana, Paecilomyces fumosoroseus, Spinosad, Coniothyrium minitans y Nematodos entomopatógenos, entre otros (Ortiz-Urquiza et al., 2010). Estas especies han sido investigadas como agentes de control biológico de plagas y enfermedades por cerca de 70 años (Kumar et al., 1996), pero es sólo recientemente que las cepas han comenzado a ser comercialmente aprovechables. Las cepas de Trichoderma se les ha denominado Agentes de Control Biológico (ACB), debido a su alta capacidad reproductiva, habilidad para sobrevivir bajo condiciones ambientales desfavorables, eficiencia en la utilización de nutrientes, capacidad para modificar la rizosfera, fuerte agresividad contra agentes de enfermedades e insectiles fitopatógenos y eficiencia en promoción de crecimiento de plantas e inducción de mecanismos defensa (Cañedo y Ames et al., 2004). Estas propiedades han hecho, sean entre otras, altamente demandado para ser utilizada en el biocontrol de plagas y enfermedades.
El género Trichoderma un ACB, posee buenas cualidades para el control de enfermedades en plantas causadas por fitopatógenos (Hernández y Orozco, 2019). Estos agentes causantes de enfermedades actúan por medio de una combinación de competencia por nutrientes, producción de metabolitos antifúngicos, enzimas hidrolíticas y micoparasitismo, además de producir sustancias promotoras del crecimiento vegetal (De Oliveira et al., 2014). De igual forma, las especies de Trichoderma se caracterizan por tener un crecimiento micelial rápido y una abundante producción de esporas que ayuda a la colonización de diversos sustratos y del suelo. Asimismo, pueden producir enzimas extracelulares, antibióticos antifungicos, ser competidores contra hongos fitopatógenos y nematodos del género Meloidogyne spp. y promover el crecimiento en plantas (Cedeño, 2005; Nenaah et al., 2015; Puertas et al., 2006); con relación a plagas insectiles, específicamente con larvas de Tenebrio molitor, estudios demuestran que Trichoderma harzianum e investigada para la producción de serina proteasa, quitinasa y actividad antibiótica en relación con la entomopatogenia, la cepa produjo serina proteasa con un kDa; la enzima se produjo durante la fase de crecimiento y presentaba peptidos activos con acción insecticida cuando se alimentaron a las larvas de Tenebrio molitor (Shakeri y Howard, 2007).
Otro bioproducto potencial en el control de insectos plaga, destaca la espinosina de origen natural producido por la fermentación del actinomiceto Saccharopolyspora spinosa Mertz (Cisneros et al., 2002). La espinosina es una neurotoxina compuesta por una mezcla de las spinosinas A y D (de ahí spinosAD), las cuales son compuestos tetracíclicos de macrolidos que actúan sobre los receptores post-sinápticos de la acetilcolina nicotínica y los receptores GABA (Ruiz et al., 2008). Su modo de acción no es sistémico, presenta actividad por ingestión y contacto, mientras que su mecanismo de acción es actuar sobre los receptores nicotínicos de la acetilcolina, excitando el sistema nervioso por alteraciones en la función nicotínica y los canales iónicos del GABA (Marina et al., 2014). Los estudios demuestran la capacidad de ser efectivo en el control de lepidópteros (Mendez et al., 2002), dípteros (Bond et al., 2004) y homópteros (Pérez et al., 2007), entre otros.
Estudios relacionados con Trichoderma y espinosina en el control del coleópteros- plaga de granos almacenados son mínimos y es en este contexto, que el objetivo del presente trabajo consistió en evaluar el efecto de Trichoderma y la espinosina en el control de Sitophilus granarius en trigo almacenado.
Materiales y métodos
Cepa de Trichoderma harzianum y la espinosina
Se adquirió una cepa de Trichoderma harzianum de la Empresa “Fertilizantes de la Costa Atlantica” en sustrato sólido a base de arroz. Para su posterior propagación, la cepa fue aislada en medio agar papa dextrosa (20 g de dextrosa, 22 g de extracto de papa, 15 g de agar), fue incubada durante siete días a una temperatura de 25 - 28 °C. Siguiendo la técnica de Arévalo et al. (2017), se incrementó la producción de conidios a partir de cascarilla de arroz entera + semilla de arroz quebrada (1/4 de tamaño las piezas de arroz) en una proporción de 60 g y 40 g, respectivamente, enriquecida con Carbonato de Calcio al 0,5 mL g-1 sustrato; el sustrato se depositó en bolsas de plástico de 1 kg. El mismo fue esterilizado en autoclave durante 30 min a 15 psi. En condiciones asépticas se agregó una suspensión de conidios/mL (1 x 103) a los sustratos a razón de 0.04 mL.g-1 de sustrato, una vez inoculado los sustratos se removió las bolsas para lograr una buena homogenización, finalmente se cerró las bolsas para evitar contaminación. La incubación del hongo consistió en ubicar las bolsas en oscuridad a temperatura de 25 °C y humedad relativa del 80 % por 3 d, con la finalidad de propiciar el desarrollo de micelio; transcurrido el tiempo, las bolsas fueron removidas ligeramente con el propósito de brindar oxigenación a los hogos para facilitar el desarrollo (Arévalo et al., 2017). A los siete días de incubación, se abrieron las bolsas para favorecer aireación y deshumedecer el sustrato, generando una mayor esporulación hasta los 14 d. Los últimos cuatro días del proceso de esporulación los sustratos con los hongos, las bolsas se sometieron a temperatura de 16 °C para facilitar la desecación del sustrato. Finalmente, la cosecha de conidios del hongo biocontrolador fue realizada envasando y sellando el producto según Kamaly et al. (2016).
La espinosina fue obtenida del producto comercial Spintor 12 Sc (Dow Agro Sciences); Spinosad: (Spinosyn A y Spinosyn D) 11.60 %, equivalente a 120 g de ingrediente activo por litro. Se preparó la espinosina a razón de 0.4 ppm (según EPA/LMRs), colocando 5 mL.L agua-1.
Obtención de Sitophilus granarius
Los individuos insectiles de Sitophilus granarius procedieron de un asentamiento colonial del laboratorio de la Empresa “Fertilizantes de la Costa Atlantica”. Durante seis días para generar una oviposición, los ejemplares progenitores se desarrollaron bajo condiciones controladas de temperatura (29 ± 2 °C), humedad relativa (73 ± 5 %) y fotoperiodo (12 luz: 12 oscuridad), posteriormente fueron eliminados y la nueva generación se mantuvo por 35 d y así generar nueva descendencia de nuevos individuos, los cuales infestaron nuevas muestras de grano estéril y ser utilizados en las pruebas biológicas.
Biotratamientos de mortalidad de Sitophilus granarius
Para el desarrollo del estudio, el grano de todos los tratamientos fue impregnado primeramente con espinosina (15 mL.caja Petri); los 15 mL fueron impregnados al grano apoyándose de una pizeta con punta de spray y después de 180 minutos, tres concentraciones (tres tratamientos) de conidias de T. harzianum fueron asperjadas (T1:103, T2:106 y T3:109 conidias.mL-1), con cinco repeticiones cada tratamiento utilizando placas de Petri de 50 mL con diez gramos de trigo e infestándose con 20 ejemplares no sexados de S. granarius. Una placa Petri con trigo infestado sin someterse a ningún tratamiento de los bioproductos en estudio, fue empleado como control. Asimismo, otro tratamiento con espinosina sin T. harzianum fue considerado. Las cajas Petri con los respectivos tratamientos se sellaron con parafilm para impedir pérdidas y desecación de conidias, volatización de la espinosina y de organismos insectiles; después se colocaron en una cámara de incubación (MLR-352-PE PHC Europe B.V. / PHCbi) a 29 ± 2 °C y 80 ± 5 % HR. Los tiempos de exposición del insecto a los tratamientos fueron de 72, 144 y 216 h. El experimento se realizó por quintuplicado. Al final de cada tiempo de exposición, los insectos fueron removidos y la tasa de mortalidad fue calculada según la siguiente ecuación de Wong et al. (2017) y Abbott (1925) :
Análisis estadístico
Un diseño completamente al azar fue desarrollado en el experimento con cinco
repeticiones y como fuentes de variación las concentraciones conidiales de
T. harzianum (103, 106 y 109 conidias.mL-1;
control sin ACB y control únicamente con espinosina) y, un tiempo de exposición
con tres niveles (72, 144 y 216 h). La variable de estudio fue la del porcentaje
de mortalidad. Para establecer las diferencias entre los tratamientos y los
testigos, se realizaron análisis de varianza con un nivel de significancia p =
0.05 y comparación de medias por Tukey Kramer, mediante el paquete estadístico
JMP versión 5.1. Los valores porcentuales fueron transformados al arco-seno
Resultados y discusion
Los tratamientos fueron efectivos contra S. granarius, con diferencias significativas respecto al control para P < 0,005. Asimismo, los análisis arrojan que no hubo diferencias significativas de mortalidad al evaluar diferentes concentraciones de conidias de T. harzianum (Tabla 1) considerando los distintos tiempos de exposición; sin embargo, numéricamente, se manifiesta que a una concentración de 109 conidias/mL es superior en comparación de las demás concentraciones al cabo de 216 h. Es importante hacer notar que la inoculación de T. harzianum sin la espinosina se comportó numéricamente superior a las 72 h, pero sin diferencia significativas con los tratamientos conidiales a base de T. harzianum. A las 144 h, se pudo visualizar que el tratamiento con espinosina + T. harzianum, a las 144 h, en concentraciones de 109 conidias/ mL-1 superó su efectividad en 5 unidades adicionales vs el tratamiento único con T. harzianum (109 conidias/mL-1) sin la adición de espinosina. Un incremento en la mortalidad de S. granarius a las 216 h, se ve manifiestado (6.2 %), con aquel mismo tratamiento a base de espinosina + T. harzianum (109 conidias/mL-1), en comparación con el de Esp S/T (Tabla 1), y en un 16.5 % con los tratamientos a base de espinosina + T. harzianum (103 y 106 conidias/mL-1).
Tabla 1 Porcentaje de mortalidad de S. granarius en trigo expuesto a espinosina y Trichoderma harzianum.
| Trichoderma harzianum | |||
|---|---|---|---|
| conidias/mL-1 | 72 h | 144 h | 216 h |
| 103 | 65(a)A | 73(a)A | 82(a)A |
| 106 | 68(a)A | 75(a)A | 85(a)A |
| 109 | 68(a)A | 82(a)A | 97(a)A |
| Esp S/T | 69(a)A | 77(a)A | 92(a)A |
| control | 0(a)B | 0(a)B | 0(a)B |
Literales minúsculas diferentes en una fila dentro de una misma fuente de conidias son diferentes de acuerdo con la prueba de Tukey a una P<0,05. Literales mayúsculas diferentes en una columna dentro de una misma fuente de conidias son diferentes de acuerdo con la prueba de Tukey a una P < 0,05. Los valores son el promedio de cinco réplicas. ESP S/T: espinosina sin T. harzianum; Control: sin los agentes de control biológico (Espinosina y T. harzianum).
Son diversos los resultados que se han obtenido por parte de los ACB. Las observaciones experimentales y de campo, arrojan por ejemplo que Bacillus thuringiensis, se caracteriza por formar una espora central o terminal en el esporangio y también por la presencia de un cristal proteico; produce tres exotoxinas: la beta, alfa y gama y una endotoxina llamada delta endotoxina, que es la responsable principal del efecto insecticida; su modo de entrada es las esporas o los cristales de endotoxinas, entran por la boca conforme el insecto se alimenta del follaje, para luego alcanzar el intestino el cual tiene un pH alcalino (Kumar et al., 1996). Otro ACB que figura, es el Bacillus popilliae, el cual es causante de la enfermedad lechosa en los escarabajos; las esporas son elípticas o cilíndricas y están ubicadas en la porción central o distal del esporangio; las esporas son ingeridas con suelo y material de las raíces por las larvas mientras se alimentan; en el interior del insecto las esporas germinan y las células vegetativas invaden la hemolinfa; se ha observado que las esporas actúan a nivel de membrana o cutícula, y/o degradando pared celular principalmente en las regiones frágiles de la cutícula de larvas de la familia Scarabaeidae (Coleóptera) y generando una bacterimia (replicación interna de la bacteria). Beauveria bassiana por su parte, su micelio es de color blanco y las conidias presentan una coloración blanca a crema. Produce la enfermedad conocida como: Muscardina blanca; el micelio invade los órganos y tejidos, comenzando por el tejido graso generando intranquilidad y pérdida de coordinación del insecto y posteriormente cese de la alimentación, aunado a un cambio en la coloración del tegumento principalmente en escarabajos como Cosmopolites sordidus. El ACB, Trichoderma spp., se caracteriza por ser saprofito. Es un hongo competitivo, ya que crece muy rápido, y esporula abundantemente. Son antagónicos: producen antibióticos como gliotoxinas, viridinas y enzimas líticas (Alamri et al., 2016).
Los resultados obtenidos en el presente estudio, concuerdan con Mukherjee et al. (2012) , Kamali et al. (2016) y Alamri et al. (2016) , al indicar que la inoculación de Trichoderma con complejos enzimáticos pueden potencializar su efecto biocontrol; fenómeno visualizado en este trabajo. Si bien es cierto, los estudios con Trichoderma indican más su efectividad sobre hongos Delgado y Maurcia-Ordoñez (2011) y Vallejos et al. (2014), manifiestan sobre su acción bioinsecticida sobre dípteros plaga de cultivos agrícolas. Los mismos autores indican que Trichoderma spp., tiene la capacidad de ser utilizado como un ACB vs insectos, debido a su producción de metabolitos secundarios y enzimas (en menor proporción que tales como: proteasas, celulasas, xilanasas, pectinasas, amilasas, quitinasas, entre otras (Tronsmo & Harman, 1993; Monzón, 2001), que son los factores clave en el biocontrol. Esta última (quitinasas), se caracterizan por hidrolizar el enlace tres, del polímero N - acetilglucosamina, componente esencial en la estructura de cubierta y membrana de la mayoría de los insectos y microorganismos (Tronsmo y Harman, 1993; Monzón, 2001), lo que da pie al deterioro de la misma y facilita la acción de los demás componentes involucrados en el biocontrol (metabolitos secundarios). Situación que pudo ocurrir en el presente estudio al observar (entre más tiempo trascurrido y más concentración conidial), como el micelio del hongo se apreciaba sobre la base de las antenas y debajo de los élitros de los insectos en estudio. Adicional a lo anterior, es importante hacer notar que la esporulación de los conidios de Trichoderma sobre S. granarius, se hizo notar a la acción biocontroladora de la espinosina; éste fenómeno fue más enfático cuando las concentraciones conidiales eran por encima de 106 condias/mL-1. En este sentido, la acción biocontroladora de la espinosina según Infante-Rodríguez et al. (2011) , Marina et al. (2012, 2014, 2018), indican que al ser una neurotoxina compuesta por una mezcla de las spinosinas A y D (de ahí spinosAD), los cuales son compuestos tetracíclicos de macrolidos que actúan sobre los receptores post-sinápticos de la acetilcolina nicotínica y los receptores GABA de los insectos (Marina et al., 2012; 2014; 2018; Pérez et al., 2007), pudo deberse su efecto sinérgico con el de Trichoderma spp. (Monzó, 2001; Mukherjee et al., 2012) y que aunque,existen estudios donde Trichoderma interactúa positivamente con otra clase de organismos benéficos como es el estudio de Martínez et al. (2011) , que evaluaron la interacción de cuatro especies de micorrizas arbusculares (Glomus intraradices, G. mosseae, G. claroideum y G. constrictum) y Trichoderma harzia-num en plantas de melón, con el fin de valorar el crecimiento de las plantas y la incidencia de la marchitez producida por el hongo patógeno, también se han visto efecto positivos en el manejo y control de plagas de almacén (Motta-Delgado y Murcia-Ordoñez, 2011).
Conclusiones
Trichoderma harzianum como un Agente de Control Benéfico presenta un efecto biorregulador sobre S. granarius, el cual es significativo cuando se combina con la espinosina. Este efecto bioregulador se enfatiza cuando se inoculan concentraciones superiores de 109 condias/mL. Los autores sugieren, que se deben realizar estudios relacionados con la coinoculación de otros ACB y el uso de la espinosina, asimismo, evaluar la viabilidad de la semilla y propiedades organolépticos del grano.
