Localización geográfica y material vegetal

El estudio se realizó en el Instituto Tecnológico de Conkal, Yucatán, ubicado al noreste de Mérida a 21º 15’ LN y 89º 32’ LO. El clima es cálido sub-húmedo, con temperatura y precipitación media anual de 26.8 ºC y 469 mm, respectivamente (^{SMN, 2022}).

Las semillas de los portainjertos; Lagenaria siceraria, Cucurbita moschata, C. melo y C. sativus se obtuvieron de colectas regionales de Yucatán y las semillas del injerto de sandía (C. lanatus cv. Cal sweet) se obtuvo de la empresa Kristen Seed, S.A. DE C.V.

Producción de plántulas e injertos

Las semillas de los portainjertos se sembraron en charolas de poliestireno de 200 cavidades con musgo canadiense (Sunshine®) y 8 días después, se realizó la siembra del cultivar comercial a injertar.

Cuando las plántulas de los cuatro portainjertos y el cultivar a injertar desarrollaron la primera hoja verdadera y presentaron un diámetro de tallo superior a 2.5 mm (^{Pardo-Alonso et al., 2019}) se realizó el injerto con la técnica de aproximación (^{Mohamed et al., 2014}). Posteriormente, las plantas injertadas se mantuvieron durante 14 d en una cámara de adaptación en condiciones controladas (90 - 95 % de humedad relativa, 24 - 26 ºC y 45 % de sombra) hasta el trasplante.

Se consideraron cinco tratamientos constituidos por los cuatro portainjertos de cucurbitáceas criollas: 1) L. siceraria, 2) C. moschata, 3) C. melo, 4) C. sativus y 5) sandía cv. “Cal sweet” sin injertar.

Establecimiento del experimento

El cultivo se estableció en condiciones de campo abierto en la temporada de otoño-invierno de 2019. Se desinfectó el suelo con una caldera mediante arrastre de vapor durante 4 horas a 100 ºC, Posteriormente, en macetas con capacidad de 5 kg, se depositó suelo estéril tipo cambisol de textura franco-arcilloso. Las plantas injertadas y sin injertar (testigo) se trasplantaron 15 días después de realizar el injerto. La distancia de siembra fue de 1.5 m entre plantas y 2.5 m entre filas bajo un sistema de riego por goteo. El manejo agronómico se realizó de acuerdo a la producción comercial de sandía en campo abierto (^{Crawford, 2017}).

Una semana después del trasplante, cada maceta se inoculó con 5 mL de solución que contenía 5000 huevos larvados de M. incognita. Los huevos del nematodo se extrajeron de raíces agalladas de una población pura de M. incognita mantenida en condiciones de invernadero en cultivos regionales de C. melo y Capsicum chinense. Para la identificación y confirmación de la especie del nematodo, se extrajeron de tres raíces de cada cultivo, 10 hembras adultas de cada raíz, y se realizaron cortes perineales para observar el patrón cuticular, con arco dorsal alto y cuadrado, formado por estrías lisas y campos laterales ausentes, con algunas estrías que se bifurcan cerca de las líneas laterales, poco visibles y con frecuencia con estrías que se orientan hacia la región vulvar, dichas características coincidieron con M. incognita (^{Eisenback et al., 1983}; ^{Harman y Sasser, 1985}). El inóculo se preparó siguiendo la metodología de ^{Ayoub (1977)} y se introdujo en el suelo a través de cuatro orificios de 5 cm de profundidad alrededor del tallo de cada planta.

Variables evaluadas

Las variables de crecimiento fueron medidas a los 32 d después del trasplante (ddt), seleccionando 10 plantas al azar por cada tratamiento. El diámetro de tallo se midió con un vernier digital (Truper®, modelo 14388) a 1 cm por debajo de los cotiledones; la longitud de guía se midió con un flexómetro desde la base de la raíz hasta el meristemo apical de la guía principal; el número de guías se contabilizó de forma manual; la dinámica de floración se determinó contabilizando el número de botones florales abiertos.

La biomasa seca se determinó de cuatro plantas al azar por tratamiento separando la raíz y la parte aérea (tallo y hojas) de cada planta y se secaron en un horno de convección (Felisa® modelo FE293AD) a 65 ºC hasta obtener un peso seco constante. El volumen de raíz se determinó por el método de desplazamiento de volúmenes descrito por ^{Böhm (1979)} para lo cual se introdujo la raíz de cada planta en una probeta graduada con agua tomando el dato del volumen de agua desplazado por las raíces. El rendimiento se evaluó a los 65 ddt, se seleccionaron al azar 10 frutos de cada tratamiento. Se contabilizó el número y el peso de esta variable con una balanza digital (Ohaus Scout Pro® modelo SP601) y se estimó el rendimiento potencial expresado en t ha^-1. Para los parámetros de calidad de la fruta se seleccionaron 5 frutos al azar por cada tratamiento. El diámetro polar se determinó desde el extremo apical hasta la base del fruto y el diámetro ecuatorial se midió en la parte media del fruto, con un flexómetro. Para estimar solidos solubles, los frutos se cortaron transversalmente desde el ápice hasta la base del fruto, se tomó la pulpa de la parte externa hacia dentro y se homogenizó con un procesador (Oster® modelo 6662-13). Se cuantificó el extracto líquido obtenido de cada fruto con un refractómetro portátil (Atago® modelo ATC) y se expresó en º Brix.

Para estimar la tolerancia o control del nematodo, se realizó un muestreo destructivo de cuatro plantas al azar por cada tratamiento a los 60 días después de la inoculación (ddi). Las raíces se lavaron con agua para eliminar el exceso de suelo, se estimó el índice de agallamiento, mediante una escala pictórica de seis clases (^{Taylor y Sasser, 1983}): 0: sin agallas; 1: 1 - 10 % de las raíces agalladas; 2: 11 - 25 %; 3: 26 - 50 %; 4: 51 - 75 %; y 5: 76 - 100 % de las raíces agalladas.

Como variable de reproducción del nematodo, se contabilizó el número de huevos y hembras por gramo de raíz. La extracción de huevos se realizó fragmentando la raíz de cada planta, posteriormente se homogenizó y se tomaron 2 g de raíz, un gramo se licuó durante 11 s con una solución de hipoclorito de sodio (NaClO) al 2 %, la suspensión resultante se vertió en tamices de malla número 50, 100, 200, 300 y 500, posteriormente la suspensión se depositó en una rejilla de conteo para nematodos bajo un microscopio compuesto (Leica® 4X modelo DM500). El restante, se tiñó con fucsina ácida a punto de ebullición durante 10 min con agua corriente, se eliminó el exceso del colorante y las raíces se depositaron en glicerina al 78 % para su disección en un microscopio estereoscópico (Leica® modelo EZ4), con el fin de contabilizar el número de hembras adultas (^{Ayoub, 1977}).

Diseño experimental y análisis estadístico

El diseño experimental fue de bloques completos al azar, cada tratamiento constó de 25 plantas como unidad experimental, mismas que constituyeron las repeticiones. A los datos obtenidos se les realizó una prueba de normalidad. Los datos en porcentaje se transformaron con la raíz cuadrada del arcoseno (y = arsin(sqrty/100)) y posteriormente se realizó un análisis de varianza. En donde hubo diferencias estadísticas significativas entre tratamientos, se realizó una prueba de comparación de medias con el método de Tukey (α = 0.05). Los análisis se realizaron con el software estadístico Statistica 7 (Statsoft, Tulsa, Ok, USA).

Evaluación agronómica de los injertos

En el diámetro de tallo se encontraron diferencias estadísticas significativas (P ≤ 0.01). Los tratamientos 1) L. siceraria y 2) C. moschata superaron en un 15 y 12 % al tratamiento 5) sandía cv. “Cal sweet” sin injertar, sin embargo, los tratamientos 3) C. melo y 4) C. sativus obtuvieron los valores más bajos, superados en un 25 % en comparación con las plantas que tuvieron mayor diámetro de tallo (Tabla 1). En estudios con Cucurbita como portainjerto de C. sativus, el injerto influyó significativamente en el crecimiento y rendimiento de las plantas (^{Hernández-González et al., 2014}; ^{Elsheery et al., 2020}).

En la longitud y número de guías se estimaron diferencias estadísticas significativas (P ≤ 0.01), el tratamiento 1) L. siceraria tuvo los valores más altos (190.66 cm y 8.57), superiores a las plantas sin injertar, por lo que el injerto influyó en el crecimiento de las plantas (Tabla 1). En otros trabajos, también se reportaron en plantas injertadas, mejor crecimiento en la longitud y el número de guías (^{Pofu et al., 2012}; ^{Hernández-González et al., 2014}).

En relación con la floración, a partir de los 25 ddt hasta los 46 ddt, los análisis de varianza mostraron diferencias significativas (P ≤ 0.0001). En el tratamiento 3) C. melo se registró el 51 % de floración a los 25 ddt, mientras que en el tratamiento 5) sandía cv. “Cal sweet” sin injertar, este promedio en floración se obtuvo a los 39 ddt. A los 46 ddt los tratamientos con plantas injertadas (1-4) alcanzaron el 100 % de la floración, mientras que en el tratamiento 5) la sandía cv. “Cal sweet” sin injertar, se registró a los 53 ddt (Figura 1). El tratamiento 3) C. melo superó un 36 % al tratamiento 5) sandía cv. “Cal sweet” sin injertar, al manifestar el 50 % de floración en menor tiempo seguido del tratamiento 1) L. siceraria con un 18 %. Así, el uso de plantas injertadas en especies de cucurbitáceas (C. melo y L. siceraria) como portainjertos promovieron el crecimiento de primordios florales en menor tiempo, con lo que se redujo los días a floración. Estudios publicados por ^{Pofu et al. (2012)} en sandía cv. Congo y cv. Charlestón Gray injertados en portainjertos de C. africanus y C. myriocarpus mostraron una floración temprana del 70-81 %. Lo que hace suponer, que el injerto puede incidir sobre la precocidad en la floración, debido a procesos hormonales en interacción con variables ambientales durante el proceso de formación en la unión del injerto (^{Devi et al., 2020}).

Figura 1 Dinámica de floración en plantas injertadas y sin injertar. CV = Coeficiente de variación. DMS = Diferencia mínima significativa. Los datos son medias. * = diferencias estadísticas significativas entre tratamientos (Tukey, α = 0.05) n = 25. 

Figure 1: Flowering dynamics in grafted and ungrafted plants. CV = Coefficient of variation. LSD = Least significant difference. Data are means. * = significant statistical differences among treatments (Tukey, α = 0.05) n = 25. 

Aunque la injertación puede variar la expresión sexual y el orden de floración, la precocidad es atribuible a la unión portainjerto-injerto, lo cual influye en la concentración endógena de hormonas, lo que modifica el desarrollo y la fisiología de las plantas (^{Pofu et al., 2012}).

En la biomasa seca foliar el análisis de varianza mostró diferencias estadísticas significativas (P ≤ 0.01). Los mejores tratamientos fueron: 3) C. melo, 1) L. siceraria y 2) C. moschata con promedios de 55.9, 53.2 y 51.9 g, respectivamente, lo que superaron en 36, 33 y 31 % al tratamiento 5) sandía cv. “Cal sweet” sin injertar. En el volumen y biomasa seca de raíz, el tratamiento 3) C. melo fue significativo (P ≤ 0.01) en comparación con los demás tratamientos, al registrar valores de 29.3 cm³ y 2.5 g equivalente en 20 y 21 % superior al tratamiento 5) la sandía cv. “Cal sweet” sin injertar (Tabla 2). Por lo que la injertación mejoró la biomasa y el volumen de raíz. Incluso, en condiciones de estrés por sequía; plantas de sandía, injertadas sobre Cucurbita se han obtenido resultados significativos en el desarrollo del sistema de raíces y número de hojas (^{Poor, 2015}). Es evidente una relación entre parte vegetativa-raíz, lo que es indicativo del crecimiento de la parte aérea, vinculado con el sistema de raíces y correlacionado con el crecimiento de ambos, lo que induce incrementos en biomasa (^{Pofu et al., 2012}; ^{Hernández-González et al., 2014}). Lo que favorece en los injertos mayor crecimiento de raíz, mejor adaptación y desarrollo de las plantas, aun cuando se establecen en suelos con problemas por fitopatógenos (^{Thies et al., 2016}; ^{Rouphael et al., 2017}).

En el rendimiento, se observaron diferencias estadísticas significativas (P ≤ 0.0467) entre tratamientos, los tratamientos injertados superaron al testigo. La productividad se incrementó con el tratamiento 2) C. moschata, al producir un rendimiento potencial de 18.5 t ha^-1, superior en 35 % al tratamiento 5) sandía cv. “Cal sweet” sin injertar con 12.0 t ha^-1 (Figura 2). En otro estudio con plantas de pepino, injertadas sobre C. maxima x C. moschata (Strong Tosa) se incrementó el rendimiento (30 - 50 %) en comparación con las plantas sin injertar (^{Goreta-Ban et al., 2014}). En sandía, injertadas sobre C. lanatus var. Citroides) se incrementó del 27 - 34 % el rendimiento y hasta 50 % el tamaño del fruto en comparación con plantas sin injertar (^{Thies et al., 2015}). También, en portainjertos de C. africanus y C. myriocarpus con el cv. Congo y el cv. Charleston Grey, se incrementó el rendimiento en 46 y 115 % (^{Pofu et al., 2012}). Mientras portainjertos C. maxima x C. moschata incrementaron el rendimiento en 40 y 46 % sobre plantas sin injertar (^{Soteriou y Kyriacou, 2014}).

Figura 2 Rendimiento potencial de sandía (cv. “Cal sweet”) injertada en portainjertos de cucurbitáceas de la región. Los datos son medias. CV = Coeficiente de variación. DMS = Diferencia mínima significativa. Literales diferentes indican diferencias estadísticas significativas entre tratamientos (Tukey, α = 0.05) n = 10. 

Figure 2: Potential yield of watermelon (cv. “Cal sweet”) grafted on cucurbit rootstocks from the region. Data is mean. CV = Coefficient of variation. LSD = Least significant difference. Different letters indicated significant differences among treatments (Tukey, α = 0.05) n = 10. 

En relación con el tamaño del fruto, en general, las plantas injertadas fueron de mayor tamaño comparado con los frutos de plantas sin injertar. El fruto de mayor tamaño se produjo en el tratamiento 2) C. moschata, con 66 cm de longitud y 51.7 cm de diámetro ecuatorial, superior en 16 y 18 % a los frutos del tratamiento 5) sandía cv. “Cal sweet” sin injertar (Tabla 3). El tamaño de frutos, también se reportó con portainjertos de Cucurbita y C. lanatus, en ambos portainjertos incrementaron el peso del fruto en 24 % (^{Fredes et al., 2016}).

Con respecto al contenido de sólidos solubles, no se encontraron diferencias estadísticas significativas entre las plantas injertadas y sin injertar (Tabla 3), por lo que el injerto no afecto el contenido de azucares, aun cuando hay evidencia donde se muestran que la cantidad de azúcares totales en frutos puede ser modificada por los portainjertos (^{Abd-El Wanis et al., 2013}; ^{Villocino y Quevedo, 2015}).

Respuesta de tolerancia a M. incognita

En el análisis de varianza se encontraron diferencias estadísticas significativas (P ≤ 0.01) entre tratamientos (Tabla 4). Las plantas del tratamiento 5) sandía cv. “Cal sweet” sin injertar, como se esperaba mostraron susceptibilidad a M. incognita, en las que se estimaron los mayores índices de agallamiento (76 - 100 %) y mayor población del nematodo (3, 340 huevos y 126 hembras), en comparación con los tratamientos de plantas injertadas. En los tratamientos 1) L. siceraria y 2) C. moschata se registraron los menores índices de agallamiento con promedios de 11 y 25 %, menor número de huevos con 544 y 753 y menor número de hembras por gramo de raíz con 12 y 22, respectivamente, lo que significó respecto al tratamiento 5) sandía cv. “Cal sweet” sin injertar, una disminución en el daño de raíces del 79.5 %, en la producción de huevos del 77.5 a 83.4 % y en la formación de hembras del 82.5 a 90.4 % (Tabla 4). De acuerdo con ^{Punithaveni et al. (2015)} algunas especies de cucurbitáceas pueden desarrollar tolerancia a M. incognita, como ocurrió en este estudio, y en trabajos con portainjertos de Cucumis contra esta especie de nematodo agallador (^{Guan et al., 2014}). El efecto de los tratamientos con portainjertos regionales tolerantes a M. incgonita, para la producción de sandía, presentaron la menor intensidad de la enfermedad, con lo que se promovió mejor crecimiento y rendimiento del cultivo y no se afectó el contenido de sólidos solubles, lo que hace sugerir, la implementación de especies regionales de cucurbitáceas como portainjertos para el cultivo sostenible de la sandía, en suelo infestados con el nematodo (^{Pofu et al., 2011}, ²⁰¹²; ^{Goreta-Ban et al., 2014}; ^{Thies et al., 2015}, ²⁰¹⁶).