Revisión

 

Quimiotaxis bacteriana y flavonoides: perspectivas para el uso de probióticos

 

Bacterial chemotaxis and flavonoids: prospects for the use of probiotics

 

Mónica Marcela Galicia-Jiménez*¹, Carlos Sandoval-Castro², Rafael Rojas-Herrera³, Héctor Magaña-Sevilla⁴

 

¹ Instituto de Genética. Universidad del Mar. Campus Puerto Escondido. Ciudad Universitaria, Carretera Vía Sola de Vega, Puerto Escondido, San Pedro Mixtepec, Juquila, Oax., México C.P. 71980. E-mail: monicagalicia@zicatela.umar.mx

² Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia. Universidad Autónoma de Yucatán.Carretera aXmatkuil Km. 15.5 Apartado Postal núm. 116 CP 97315

³ Facultad de Ingeniería Química, Campus de Ingenierías y Ciencias Exactas, Universidad Autónoma de Yucatán Periférico Norte Kilómetro 33.5, Tablaje Catastral 13615, Col. Chuburna de Hidalgo Inn, C.P. 97203.

⁴ Instituto Tecnológico de Conkal. Km. 16.3 Antigua Carretera Mérida-Motul. C.P. 97345

* Corresponding author

 

Submitted March 22, 2011
Accepted May 30, 2011
Revised received July 04, 2011

 

Resumen

La aplicación de diversas dietas se han enfocado en buscar mayor producción en los rumiantes variando el alimento del animal, afectando así la población microbiana ruminal, sin embargo, la eficacia en la producción del rumiante ha sido reportada de manera inconsistente. Por otro lado, se han realizado estudios de metabolites secundarios secretados por plantas y se ha visto que tienen una función de atrayente o repelente en la interacción planta-microorganismo. Por lo que nuestro objetivo es integrar el conocimiento de interacción bacterias ruminales-partículas del forraje usado como alimento y los flavonoides como estimulantes en el movimiento flagelar. De este modo, comprender las vías de señalización utilizadas por las bacterias del rumen para la colonización de las partículas de alimentos y la degradación del mismo. E implementar programas de investigación usando herramientas genómicas que nos ayuden a descubrir genes quimiotacticos en bacterias ruminales que contribuyan en dilucidar principios que rigen la comunicación de las poblaciones microbianas, sus principales interacciones y productos del metabolismo microbiano, y así se podrían plantear la manipulación de la fermentación ruminal, creando los cultivos probióticos para el ganado vacuno.

Palabras clave: Quimiotaxis; Flavonoides; Rumen; Bacterias; Probióticos.

 

Abstract

The application of different diets have focused on seeking greater production in the ruminant animal feed varies, thus affecting rumen microbial population, however, the production efficiency of ruminants has been reported inconsistently. Furthermore, studies have been conducted secondary metabolites secreted by plants and has been having a function of attractant or repellent in plant-microbe interactions. So our goal is to integrate knowledge of rumen bacteria-particle interactions of forage used for food and flavonoids as stimulants in the flagellar movement. Thus, understanding the signaling pathways used by rumen bacteria to colonize food particles and degradation. Research and implement programs using genomic tools to help us discover chemotactic genes in rumen bacteria that contribute to elucidate principles governing the communication of microbial populations, their interactions and main products of microbial metabolism, and thus could raise the handling of ruminal fermentation, creating the probiotic cultures for cattle.

Keywords: Chemotaxis; Flavonoids; Rumen; Bacteria; Probiotics.

 

INTRODUCCIÓN

Las bacterias son capaces de comunicarse entre ellas y con otros organismos por estímulos, los cuales, son liberados al ambiente y las células bacterianas cercanas a la inducción lo traducen e informan a otras células bacterianas como respuesta a él. Por medio de estas moléculas señal las bacterias son capaces de regular su propia densidad poblacional y coordinar la expresión de genes en la comunidad bacteriana. Sin embargo, las prácticas modernas en la alimentación del animal no consideran este diálogo molecular que se lleva a cabo entre las bacterias y el ambiente ruminal y se han enfocado en buscar mayor producción en los rumiantes variando la dieta del animal, afectando la población microbiana ruminal (Brulce/a/.,2009).

 

Estrategias nutricionales para modificar la fermentación ruminal

El contenido bioquímico en plantas son parte de la dieta del rumiante y estos componentes bioactivos (polifenoles, fitoestrogenos, glicoalcaloides) son interesantes en la nutrición ruminal (Varel et al, 1991; Hammes y Hertel 2002). Numerosos estudios hacen pensar la posibilidad de utilizarlos como aditivos de alimento naturales para proveer la eficiencia en la fermentación ruminal, aumentando la producción de proteínas y disminuyendo la producción de metano (Wang et al, 2000; Muetzel et al, 2003, Parra et al, 2006). Zhou et al,. (2010) realizó un estudio donde observó una diferencia en la comunidad metanogénica ruminal cuando la dieta se cambió de una dieta baja en energía a una dieta de alta energía. Otros estudios mostraron que extractos de plantas o metabolitos secundarios (saponinas, taninos y aceites esenciales) modifican la población ruminal. (Goel et al, 2008) mostró un incremento de la población de Ruminococcus flavefaciens y Fibrobacter succinogenes al utilizar un suplemento con extractos de Carduus pycnocephalus, Sesbania sesban, Knautia arvensis and semillas de fenogreco (Trigonella foenum-graecum L.). Así mismo, Muetzel et al,. (2003) al utilizar hojas de S. pachycarpa in vitro observaron un incremento en R. flavefaciens. Wang et al,. (2000) también observó un incremento de la densidad poblacional de F. succinogenes al utilizar suplementos con saponinas de yucca mostraron que el acido fenilpropanoico estimula el crecimiento de Ruminococcus albus 8. Duval et al, (2007) observó que la colonización se vio afectada significativamente por el sustrato sustratos ricos en almidón.

Estudios recientes han utilizado herramientas moleculares para investigar los perfiles de las bacterias como es el caso de Klieve et al, (2007) al identificar bacterias dominantes en cebada siendo Ruminococcus bromii la predominante. O Tajima et al, (2001) utilizó PCR tiempo real para observar la dinámica de F. succinogenes y R. flavefaciens al variar la dieta de los rumiantes, observando que la cantidad de ADN de F. succinogenes, se redujo 20 veces en el tercer día del cambio a una dieta de granos y se redujo aún más el día 28, en relación con la concentración de ADN de R. flavefaciens en el día 3 se redujo a aproximadamente el 10% de su valor inicial en los animales en la dieta de heno y se mantuvo en este nivel hasta el día 28.

Krause et al, (2004) utilizó microarreglos de los genomas de la comunidades bacterianas para evaluar los efectos de Acacia angustissima el rumen. Las dietas que utilizaron fueron: (1) dieta basal 50% pasto Rhodes, más el 50% de arfaría por un período de 30 días, (2) paso a paso la adaptación (13 días) para A. angustissima mediante la sustitución de 50 g por día de la alfalfa por Acacia hasta el 37% (RLA), (3) RLA más de 60 g por día de polietilenglicol (PEG;, mol masa 4000) (RLAP) durante 10 días, y (4) de vuelta a la dieta basal de 50% de pasto Rhodes, más el 50% de arfaría durante 10 días. En el caso de Northern blot se observó un aumento en la abundancia de Ruminococcus albus, R. flavefaciens y Fibrobacter succinogenes, cuando Acacia fue añadida a la dieta (4.3 a 9.5% para ambos Ruminococcus y 1.7 a 5.6% para Fibrobacter) y hubo pocos cambios en estas dos poblaciones cuando PEG fue agregado a la dieta. A diferencia de los microarreglos mostraron una disminución significativa (P <0.05) de Ruminococcus, pero no en Fibrobacter, cuando PEG fue agregado a la dieta.

Fernando et al, (2010) evaluó la dinámica de la población bacteriana durante la adaptación a una dieta alta en grano, conteniendo granos y heno en proporciones de 20:80, 40:60, 60:40 y 80:20. Los animales alimentados con heno contenían un número mayor de bacterias que pertenecen al phylum de Fibrobacteres, mientras los animales alimentados con granos contenían un número mayor de bacterias que pertenecen al phylum Bacteroidetes. Ya en el análisis de PCR tiempo real detectaron aumentos significativos en Megasphaera elsdenii, Streptococcus bovis, Selenomonas ruminantium y Prevotella bryantii durante la adaptación de la dieta de alto concentrado de grano, mientras que el Butyrivibrio fibrisolvens y Fibrobacter succinogenes disminuyó gradualmente.

Hernandez-Sanabria et al, (2010) al investigar la interacción entre la microflora ruminal y el huésped mediante la correlación de diversidad bacteriana con las mediciones de fermentación y los rasgos de la eficiencia alimenticia, incluyendo el consumo de materia seca, alimento tasa de conversión, ganancia diaria de peso, y el consumo de alimento residual. Los resultados sugieren que las bacterias y su metabolismo en el rumen pueden contribuir a las diferencias en la eficiencia de acogida de piensos bajo una dieta baja en energía. Por otro lado, Yang et al, (1999) sugiere que los compuestos isoflavonoicos pueden afectar la actividad microbiana y su metabolismo al aumentar los niveles testosterona en la sangre y en el rumen. Yao et al,. (2004) detectaron cambios en la composición de la microbiota ruminal al suplementar este flavonoide en cabras, Zhu et al., (2002) también notó el efecto directos de la daidzeina en la actividad microbiana ruminal mediante técnicas in vitro.

China es el país que se ha enfocado a este tipo de estudios y han mostrado efectos positivos de este isoflavonoide en el crecimiento animal, como es el caso de Guo et al, (2002) donde realizó estudios en cerdos machos castrados, proporcionándoles una dieta complementado con daidzeina mostró un aumento de peso del 59% y los niveles de IGF-1 y testosterona se elevaron en un 51% y 18%, respectivamente.

Microorganismos intestinales desempeñan un papel importante en el metabolismo del isoflavona en el intestino de los animales (Schoefer et al, 2002; Blaut et al, 2003, Wang et al,2005; Yu et al, 2008; Zhang et al, 2010) y, en consecuencia influye en el destino metabólico de las isoflavonas. A su vez, los isoflavonoides o sus metabolitos afectan la actividad microbiana del intestino (Rafii et al, 2003).

Nosotros buscamos y cuantificamos daidzeina en 9 plantas con potencial forrajero, encontrando este flavonoide en 4 plantas (datos no publicados). Así mismo, se realizó ensayos de quimiotaxis hacía la daidzeina encontrando 3 especies de bacterias ruminales que fueron atraídas por este isoflavonoide (datos no publicados).

Claramente, las investigaciones sugieren que los isoflavonoides tienen un gran potencial para su uso en suplementos prebióticos en la alimentación animal en el futuro. Sin embargo, la aclaración del mecanismo de acción de la daidzeina en microorganismos requiere más estudios.

 

Flavonoides

Los flavonoides son metabolitos secundarios que se encuentra en las plantas, están compuestos por una red de 15 carbonos, los cuales consisten de dos anillos fenil (anillo A, derivado de la cadena policetídica, anillo B, derivado del ác. shikimico) conectado por un tercer anillo (C) correspondiente a la parte alquílica del fenilpropano (Winkel-Shirley, 2002). También pueden encontrarse unidos a azúcares, preferentemente a la posición C3 y con menor frecuencia al C7 del anillo A, de forma que estos compuestos se encuentran comúnmente como O-glicósidos, siendo la D-glucosa el residuo azúcar más frecuente. Otros residuos de azúcares son la D-galactosa, la L-ramnosa, la L-arabinosa, la D-xilosa, así como el ácido D-glucurónico (Selma et al, 2009). Los flavonoides se dividen en varias clases (Tabla 1).

Los flavonoides están ampliamente distribuidos en plantas vasculares y briofitas, y han sido reportados 5,000 tipos de flavonoides como constituyentes naturales, por lo que podemos encontrarlos en los forrajes (Tabla 2) que sirven de alimento a los rumiantes. Estos metabolites secundarios se encuentran abundantemente en las partes aéreas jóvenes y más expuestas al sol, como son: hojas, frutos y flores, ya que la luz solar favorece su síntesis, responden a la luz y controlan los niveles de las auxinas reguladoras del crecimiento y diferenciación de las plantas, confieren coloración, lo que puede contribuir a los fenómenos de polinización y tienen una importante capacidad para fijar metales como el hierro y el cobre (Formica y Regelson, 1995).

 

Los flavonoides y la quimiotaxis

Además están implicados en interacciones directas con el transporte y la vía de traducción de señales, en la regulación transcripcional, en la expresión de genes endógenos. Otra función importante de los flavonoides se ha observado en la interacción planta-microorganismo, donde ellos tienen el papel principal como molécula señal repelente o atrayente de bacterias patógenas o benéficas, respectivamente (Tabla 3).

 

Adherencia en las bacterias ruminales

En 1993, Pell y Schofield (Citado en Mirón et al, 2001) describieron en 4 fases el proceso de adhesión que ocurre en el rumen. Fase I el transporte de bacterias al sustrato fibroso, la adhesión depende de las bacterias de vida libre que se encuentran suspendidas en el fluido ruminal, del tamaño de las partículas del alimento, de condiciones ambientales. Fase II adhesión inicial no especifica, esta fase es iniciada cuando la bacteria se encuentra cerca al sustrato (2 a 5 nm) esta atracción se realiza por fuerza de Van der Waals, fuerzas hidrofóbicas, iónicas e interacción hidrostática entre la bacteria y el sustrato sólido, es una combinación de procesos reversibles e irreversibles sin que se involucren alguna adhesina o ligando con el receptor de sustrato (Mirón et al, 2001). Estudios como el de Morris, 1988, muestran que los primeros minutos después de la digesta existe el contacto entre bacterias y sustrato sólido, en especies de Ruminococci la adhesión ocurre dentro de 1 a 5 min después de la digesta, F. succinogenes ocurre dentro de 15 a 30 min. (Gong y Forsberg, 1989).

Fase III adhesión especifica, en esta fase el proceso se lleva a cabo por el cual ligandos o adhesinas superficiales de células bacterianas reconocen al receptor del tejido del sustrato. Mirón et al, (2001) muestran células de F. succinogenes, R. albus, y R. flavefaciens adheridas a pared celular de plantas formando agregados bacterianos, formándose varias horas después de ser incubados. Estos autores sugieren que durante el inicio de la digestión del polisacárido de la pared celular existen señales que estimulan la adherencia bacteriana (Mirón et al, 2001).

Fase IV proliferación y colonización a los tejidos de los sustratos forrajeros, en esta fase, como dice el nombre las bacterias adheridas al sustrato proliferan y crean colonias en sitios potencialmente digerible (Mirón et al, 2001). Así mismo, Shinkai y Kobayashi (2007) utilizando la técnica de Hibridación Fluorescente in situ (FISH) encontró que R. flavefaciens coloniza los bordes de los hoyos formados durante la digestión de la vaina de la hoja, mientras que F. succinogenes únicamente se encontró presente en el tallo menos degradado. Estos hallazgos indican claramente las funciones fibrolíticas muy potente de estas dos especies, a pesar de que cada especie tiene su propia preferencia por los tejidos vegetales en particular como un sustrato de crecimiento.

Si constan evidencias de la existencia de uno de los mecanismos de interacción (la adherencia) entre la partícula del alimento y las bacterias ruminales celulóliticas, es muy probable que se encuentre el segundo mecanismo (la quimiotaxis) en esta comunicación molecular.

 

Quimiotaxis bacteriana

La quimiotaxis es un mecanismo por el cual la bacteria responde eficientemente y rápidamente a cambios en la composición química en su ambiente. La quimiotaxis al igual que otras taxis (Tabla 4) permite a la bacteria acercarse y permanecer en ambientes favorables y escapar de los hostiles. Este mecanismo es un movimiento activo y dirigido de la bacteria a través de un gradiente químico (Mowery et al, 2008).

 

Bases moleculares de la quimiotaxis

La quimiotaxis es uno de los sistemas de traducción de señales que controlan el movimiento más estudiado. Y las proteínas relacionadas en la quimiotaxis son ordenadas en cuatro grupos 1) reconocimiento y traducción de señal, 2) excitación, 3) adaptación, 4) supresión de señal (Tabla 5). Este sistema de traducción de señales se encarga de convertir un estímulo extracelular, ya sea ambiental o de una célula cercana, en una señal intracelular dirigida a producir una respuesta, esta respuesta puede ser acercarse o alejarse del gradiente químico.

Los estímulos son detectados por receptores (proteína quimiotactica aceptora de grupos metilos; MCPs), cuando el estimulo (ligando) se une al receptor realiza un cambio conformacional en la proteína MCP, está a su vez traduce la información hacia el dominio de señalización intracelular y autofosforila la proteína histidinquinasa CheA, una vez fosforilada (CheA-P) es sustrato del regulador de respuesta Che Y, el resultante (Che Y-P) interacciona con el mecanismo del motor flagelar (FliM) que induce un cambio en la dirección de rotación del flagelo (favor de las manecillas del reloj; paro en el nado), conforme el aumento en la concentración del atrayente disminuye los niveles de Che Y-P, esto se ve reflejado en el nado de la bacteria hacia la condición favorable (Stock et al, 2002; Szurmanty Ordal, 2004).

La quimiotaxis también se ha mostrado en los rumiantes como son el caso de como en hongos y protozoarios ruminales (Tabla 6), lo que es de esperar que exista en bacterias ruminales.

 

CONCLUSIÓN

Bases de datos para el análisis de genómica comparativa nos permitieron dilucidar la presencia de genes quimiotacticos en Ruminococcus albus que pudieran ser los responsables de un conjunto diverso de funciones de señalización como la formación de biofilm, adherencia y regulación de genes (Galicia Jiménez et al., 2011) Aunado a esto R. albus mostró poseer una proteína de unión a celulosa (CBP) llamada CbpC, y presenta una homología con el pili tipo IV de bacterias Gram negativas (Chesson et al, 1982; Hungate y Stack, 1982) este tipo de pilis se distingue de otros por su localización polar, secuencias conservadas de proteínas de ensamblaje pilinas y su papel en la movilidad (Rakotoarivonina et al, 2005, Shinkai y Kobayashi, 2007) Que junto con el glicocalix (Rakotoarivonina et al, 2005) están involucradas en la adhesión.

Dado que el fenómeno quimiotáctico ha sido poco estudiado en bacterias ruminales, la detección de genes responsables de la quimiotaxis en estos microorganismos, provee una herramienta en la disección molecular de este fenómeno en rumiantes. A partir del conocimiento de los principios que rigen la comunicación de las poblaciones microbianas, sus principales interacciones y productos del metabolismo microbiano se podrían plantear la manipulación de la fermentación ruminal, creando así los cultivos probióticos para el ganado vacuno (Holzapfel y Schillinger, 2002), actuando benéficamente en la flora intestinal del individuo.

 

REFERENCIAS

Akashi, T., S. Koshimizu, T. Aoki, and S. Ayabe. 2006. Identification of cDNAs encoding pterocarpan reducíase involved in isoflavan phytoalexin biosynthesis in Lotus japonicus by EST mining. FEBS        [ Links ]

Barakat H. H., Souleman A. M, Hussein S. A. M, O. Ibrahiem A., and Nawwar M. A. M. 1999. Flavonoid galloyl glucosides from the pods of Acaciafarnesiana. Phytochemistry. 51:3.         [ Links ]

Blaut, M, Schoefer. L., and Braune A. 2003. Transformation of flavonoids by intestinal microorganisms. International Journal for Vitamin and Nutrition Research. 73:79-87.         [ Links ]

Brulc JM, Antonopoulos DA, Miller MEB, Wilson MK, Yannarell AC, Dinsdale EA. 2009. Gene-centric metagenomics of the fiber-adherent bovine rumen microbiome reveals forage specific glycoside hydrolases. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 106:1948-1953.         [ Links ]

Chen Jie Yang. Guoyu Han Zhengkang. 1999. Effect of Daidzein on Serum Testosterone and Rumen Digestion, Metabolism in Ruminates. Jiangsu Agricutural Research 02.         [ Links ]

Chesson, Andrew, Colin S Stewart, and R John Wallace. 1982. Influence of Plant Phenolic Acids on Growth and Cellulolytic Activity of Rumen Bacteria. Applied and Environmental Microbiology. 44:597-603.         [ Links ]

Colombo R, Lane F, Yariwake MJH. 2006 Determination of flavonoids in cultivated sugarcane leaves, bagasse, juice and in transgenic sugarcane by liquid chromatography-UV detection. Journal of Chromatography A. 1103:118-124        [ Links ]

Duval, S M,, McEwan N R, Graham R C, Wallace R J, and Newbold C J. 2007. Effect of a blend of essential oil compounds on the colonization of starch-rich substrates by bacteria in the rumen. Journal of Applied Microbiology. 103:2132-2141.         [ Links ]

Escamilla Jiménez, Ch. L, Cuevas Martínez E. Y., Guevara Fonseca J. 2009. Flavonoides y sus acciones antioxidantes. Revista de la Facultad de Medicina UNAM. 52(2) 73-75.         [ Links ]

Fernando, S C, Purvis, H T, Najar, F Z, Sukharnikov, L O, Krehbiel, C R, Nagaraja, T G, Roe, B A, Desilva, U. 2010. Rumen microbial population dynamics during adaptation to a high-grain diet. Applied and Environmental Microbiology. 76:7482-7490.         [ Links ]

Formica, Jv, and W Regelson. 1995. Review of the biology of Quercetin and related bioflavonoids.. Food and Chemical Toxicology. 33(12): 1061-1080.         [ Links ]

Galicia Jiménez, M. M., Sandoval Castro, C, Rojas Herrera, R., Magaña Sevilla, H. 2011. "Possible chemotaxis in Ruminococcus albus: comparative genomics. Journal of Applied Animal Research, in press.         [ Links ]

Goel, G, H Makkar, and K Becker. 2008. Effects of Sesbania sesban and Carduus pycnocephalus leaves and Fenugreek (Trigonella foenum-graecum L.) seeds and their extracts on partitioning of nutrients from roughage- and concentrate-based feeds to methane. Animal Feed Science and Technology. 147:72-89.         [ Links ]

Gough, C, Galera, C, Vasse, J., Webster, G., Cocking, E. C, and Denarie, J. 1997. Specific flavonoids promote intercellular root colonization of Arabidopsis thaliana by Azorhizobium caulinodans ORS571. Molecular plant-microbe Interactions. 10:560-570.         [ Links ]

Guo, H.J., Han, Z.K., and Wang, G.J. 2002. Effect of daidzein supplemented to diet on the castrated pigs growth performance and related endocrine functions. Journal China Husbandry. 38:17-18.         [ Links ]

Hammes, W. P., and Hertel Ch.. 2002. Research approaches for pre- and probiotics: challenges and outlook. Food Research International 35:165-170.         [ Links ]

Hernandez-Sanabria E, Guan LL, Goonewardene LA, Li M, Mujibi DF, Stothard P 2010. Correlation of particular bacterial PCR-denaturing gradient gel electrophoresis patterns with bovine ruminal fermentation parameters and feed efficiency traits. Applied and Environmental Microbiology. 76:6338-6350.         [ Links ]

Holzapfel, W. H., and Schillinger U. 2002. Introduction to pre and probiotics. Food Research International 35:109-116.         [ Links ]

Hungate, R E, and Stack R. J. 1982. Phenylpropanoic Acid: Growth Factor for Ruminococcus albus. Applied and Environmental Microbiology. 44:79-83.         [ Links ]

Jain, V., and Gupta K. 2003. The flavonoid naringenin enhances intercellular colonization of rice roots by Azorhizobium caulinodans. Biology andFertility of Soils 38:119-123.         [ Links ]

Klieve, A V, Leary M N O., McMillen L., and Ouwerkerk D. 2007. Ruminococcus bromii, identification and isolation as a dominant community member in the rumen of cattle fed a barley diet. Journal of Applied Microbiology. 103:2065-2073.         [ Links ]

Krause, D. O.,. Smith W. J. M., and MSweeney Ch. S. 2004. Use of community genome arrays (CGAs) to assess the effects of Acacia angustissima on rumen ecology. Microbiology. 150:2899-2909.         [ Links ]

Miron, J., Ben-Ghedalia D., and Morrison M. 2001. Invited Review: Adhesion Mechanisms of Rumen Cellulolytic Bacteria. Journal Dairy Science. 84:1294-1309.         [ Links ]

Mowery, P, Ostler J. B, and Parkinson J. S. 2008. Different signaling roles of two conserved residues in the cytoplasmic hairpin tip of Tsr, the Escherichia coli serine chemoreceptor. Journal of Bacteriology. 190:8065-8074.         [ Links ]

Muetzel, S, E., Hoffmann M., and Becker K. 2003. Supplementation of barley straw with Sesbania pachycarpa leaves in vitro: effects on fermentation variables and rumen microbial population structure quantified by ribosomal RNA-targeted probes. The British Journal of Nutrition. 89:445-453.         [ Links ]

Ngadjui, B. T., and Berhanu M. A. 2003. The chemistry and pharmacology of the genus dorstenia (moraceae). Studies in Natural Products Chemistry. 29:44.         [ Links ]

Orpin, C. G., and Bountiff L.. 1978. Zoospore Chemotaxis in the Rumen Phycomycete Neocallimastix frontalis. Microbiology 104:113-122.         [ Links ]

Parkinson, J S, and Kofoid E C. 1992. Communication modules in bacterial signaling proteins. Annual Review of Genetics. 26:71-112.         [ Links ]

Patra, A, Kamra D., and Agarwal N. 2006. Effect of plant extracts on in vitro methanogenesis, enzyme activities and fermentation of feed in rumen liquor of buffalo. Animal Feed Science and Technology. 128:276-291.         [ Links ]

Peck, M. C, Fisher R. F., and Long S. R. 2006. Diverse flavonoids stimulate NodDl binding to nod gene promoters in Sinorhizobium meliloti. Journal of bacteriology. 188:5417-5427.         [ Links ]

Perrett, S, Whitfield P. J., Sanderson L., and Bartlett A. 1995. The plant molluscicide Millettia thonningii (Leguminosae) as a topical antischistosomal agent. Journal of Ethnopharmacology. 47:49-54.         [ Links ]

Ponce MA, Bompadre MJ, Scervino JM, Ocampo JA, Chaneton EJ, Godeas AM 2009. Flavonoids, benzoic acids and cinnamic acids isolated from shoots and roots of Italian rye grass {Lolium multiflorum Lam.) with and without endophyte association and arbuscular mycorrhizal fungus. Biochemical Systematics and Ecology 37:245-253.         [ Links ]

Rakotoarivonina H, Larson MA, Morrison M, Girardeau J-P, Gaillard-Martinie B, Forano E, 2005. The Ruminococcus albus pilAl-pilA2 locus: expression and putative role of two adjacent pil genes in pilus formation and bacterial adhesion to cellulose. Microbiology. 151:1291-1299.         [ Links ]

Russell, James B, and Baldwin R. L. 1979. Comparison of Substrate Affinities Among Several Rumen Bacteria: a Possible Determinant of Rumen Bacterial Competition. Applied and Environmental Microbiology. 37:531-536.         [ Links ]

Sato M, Tanaka H, Fujiwara S, Hirata M, Yamaguchi R, Etoh H. 2003. Antibacterial property of isoflavonoids isolated from Erythrina variegata against cariogenic oral bacteria. Phytomedicine. 10:6.         [ Links ]

Schoefer, L., Ruchika M., Braune A., Birringer M., and Blaut M. 2002. Anaerobic C-ring cleavage of genistein and daidzein by Eubacterium ramulus. FEMS microbiology letters. 208(2): 197-202.         [ Links ]

Selma, M. V., Espin J. C, and Tomás-Barberán F. A. 2009. Interaction between phenolics and gut microbiota: role in human health. Journal of agricultural and food chemistry. 57(15):6485-6501.         [ Links ]

Shinkai, T. and Kobayashi Y. 2007. Localization of ruminal cellulolytic bacteria on plant fibrous materials as determined by fluorescence in situ hybridization and real-time PCR. Applied and Environmental Microbiology. 73(5):1646-1652.         [ Links ]

Stafford, H. 1970. The accumulation of anthocyanins in green and red seedling strains of Sorghum vulgare. Phytochemistry. 9:1799-1801.         [ Links ]

Stock, J. B., Levit M. N., and Wolanin P. M. 2002. Information processing in bacterial chemotaxis. Signal Transduction Knowledge Environment. 2002(135):25.         [ Links ]

Streit, W R, Joseph C. M., and Phillips D. A. 1996. Biotin and other water-soluble vitamins are key growth factors for alfalfa root colonization by Rhizobium meliloti 1021. Molecular plant-microbe Interactions: 9(5):330-338.         [ Links ]

Sui Meixia Zhu Chengming. 2007. Application of soybean isoflavones in ruminant. China Feed. 13.         [ Links ]

Szurmant, H., and Ordal G. W. 2004. Diversity in chemotaxis mechanisms among the bacteria and archaea. Microbiology and Molecular Biology. 68:301-319.         [ Links ]

Tajima K., Aminov RL, Nagamine T., Matsui H., Nakamura M., Benno Y. 2001. Diet-dependent shifts in the bacterial population of the rumen revealed with real-time PCR. Applied and Environmental Microbiology. 67:2766-2774.         [ Links ]

Hodgson J. M. 2008. Tea flavonoids and cardiovascular diseases: a review. Asia Pacific Journal of Clinical Nutrition. 17(Sl):288-290        [ Links ]

Vandestaaij J., Debakker N., Oosthoek A., Broekman R., Vanbeem A., Stroetenga M. 2002. Flavonoid concentrations in three grass species and a sedge grown in the field and under controlled environment conditions in response to enhanced UV-B radiation. Journal of Photochemistry and Photobiology Biology. 66:21-29.         [ Links ]

Varel, V. H., Jung H. G., and Krumholz L. R. 1991. Degradation of cellulose and forage fiber fractions by ruminal cellulolytic bacteria alone and in coculture with phenolic monomer-degrading bacteria. Journal of Animal Science. 69:4993-5000.         [ Links ]

Verma, A. R., Vijayakumar M., Mathela Ch. S., and Rao Ch. V. 2009. In vitro and in vivo antioxidant properties of different fractions of Moringa oleifera leaves. Food and Chemical Toxicology. 47:5.         [ Links ]

Wang, X-L., Kwang-Hee S., Hor-Gil H. and Kim S-I. 2005. Enhanced biosynthesis of dihydrodaidzein and dihydrogenistein by a newly isolated bovine rumen anaerobic bacterium. Journal of Biotechnology. 115:261-269.         [ Links ]

Wang, Y., McAllister T. A., Yanke L. J, and Cheeke P R. 2000. Effect of steroidal saponin from Yucca schidigera extract on ruminal microbes. Journal of Applied Microbiology. 88:887-896.         [ Links ]

Winkel-Shirley, B. 2002. Molecular genetics and control of anthocyanin expression. Advances in Botanical Research. 37:75-94.         [ Links ]

Wolanin, P. M., Thomason P. A., and Stock J. B. 2002. Histidine protein kinases: key signal transducers outside the animal kingdom. Genome Biology 3(10):3013.1-3013.8        [ Links ]

Wubah, D A, and Kim DS. 1996. Chemoattraction of anaerobic raminal fiingi zoospores to selected phenolic acids. Microbiological Research. 151:257-262.         [ Links ]

Yu Zhuo-teng, Yao Wen,Mao Sheng-yong, Zhu Wei-yun. 2004. Effect of daidzein on the intestinal flora of piglets. Acta Nutrimenta Sinica. 82-86.         [ Links ]

Yu, Zhuo-Teng, Wen Yao, and Wei-Yun Zhu. 2008. Isolation and identification of equol-producing bacterial strains from cultures of pig faeces. FEMS Microbiology Letters. 282:73-80.         [ Links ]

Zhang Q., Wang X., Wang S., Hao Q., Guo Y., Wang S. 2010. Biotransformation of daidzein by resting cell system of bacterial strain isolated from bovine rumen gastric juice Sheng wu gong cheng xue bao. 26(1):35-41.         [ Links ]

Zhou, Mi, Hernandez-Sanabria E., and Guan L. L. 2010. Characterization of variation in rumen methanogenic communities under different dietary and host feed efficiency conditions, as determined by PCR-denaturing gradient gel electrophoresis analysis. Applied and Environmental Microbiology. 76:3776-3786.         [ Links ]

Zhu, W.Y., Mao, S.Y., Wang, Q.J., Yao, W., Liu, Q., and Theodorou M.K. 2002. Effects of daidzein on in vitro fermentation of microorganisms from the goat rumen. Reproduction Nutrition Development. 42: S17        [ Links ]