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Introducción
El dengue es una enfermedad que se ha convertido en un grave problema de salud pública a nivel mundial (Sugauara et al., 2020). El número de casos de esta enfermedad reportados por la Organización Mundial de la Salud (OMS) se ha multiplicado por ocho en los últimos 20 años: en el 2000 se reportaron 505 430 casos, más de 2.4 millones en 2010 y 4.2 millones en 2019 (OMS, 2020). Según los reportes de la Organización Panamericana de la Salud (OPS) y la OMS en el continente americano, los contagios de dengue alcanzaron el mayor número registrado en la historia, con más de 2.7 millones de casos, incluyendo 22 127 casos graves y 1 206 muertes reportadas en octubre de 2019 (PAHO/WHO 2019). México posee una incidencia de 205.31 por cada 100 000 habitantes (OMS/OPS, 2020), estimando que existen alrededor de 126 014 024 personas en México, según el censo de población INEGI (2021) se calcula que puede existir una incidencia de 258 719.39 personas en el territorio Mexicano.
El mosquito Aedes (Stegomyia) aegypti (Linnaeus) es considerado el principal vector de enfermedades de orden vírico como el dengue, que han provocado la pérdida de millones de vidas humanas (López-Solís et al., 2020). En México, Ae. aegypti es el principal vector del virus del dengue (DENV), Chikunguña (CHIKV) y Zika (ZIKAV) (Mejía-Guevara et al., 2020; Vázquez-Marroquín et al., 2020); además, este vector está asociado con la transmisión del virus de la fiebre amarilla (YFV) (De Guilhem de Lataillade et al., 2020), y Mayaro (MAYV) en otras regiones del mundo (Tidiane Diagne et al., 2020; Nunes Pereira et al., 2020). Por lo que las medidas encaminadas al control de las poblaciones de esta especie son importantes para disminuir el número de contagios de éstas enfermedades en países de mayor incidencia (Silveiral Silvério et al., 2020).
Los insecticidas químicos ocupan el liderazgo en prácticas de control de mosquito, sin embargo a lo largo del tiempo han creado múltiples problemas ecológicos, además desarrollan resistencias fisiológicas en los insectos y provocan desequilibrios ambientales (Fouad et al., 2018). Cabe resaltar el impacto negativo de los plaguicidas convencionales en las fuentes de agua, lo que presenta riesgos para la salud humana y el medio ambiente (Veni et al., 2017). La OMS (2020) propone acciones urgentes para disminuir la resistencia y mantener la efectividad de las intervenciones de control de vectores existentes. Por lo anterior, se han desarrollado múltiples métodos alternativos para el control de vectores, destacando el uso de productos naturales (Raveen et al., 2017). Este tipo de estudios se ha convertido en un campo de exploración emergente debido a que las plantas son una rica fuente de materiales biológicamente activos y son considerados más seguros que los insecticidas químicos (organofosforados y piretroides) (Dey et al., 2020). Los productos de origen vegetal poseen múltiples ventajas (eficacia, ausencia de resistencia y la aceptación entre poblaciones más grandes) sobre los insecticidas químicos (Dey et al., 2020).
Las plantas producen metabolitos secundarios para su protección como respuesta a los ataques de herbívoros o insectos (Sugauara et al., 2020). Las plantas que han sido evaluadas para el control de Ae. aegypti son las siguientes: Parthenium hysterophorus L. (Hira et al., 2017), Eucalyptus nitens Maiden (Álvarez-Costa et al., 2017), Chrysanthemum sp. (Ghramh et al., 2018), Brunfelsia uniflora D. Don (Sugauara et al., 2020), Virola calophylla Warb, Virola multinervia Ducke, Virola pavonis (A.DC.) A.C.Sm (Da S. Mesquita et al., 2020), Piper longum L. (Dey et al., 2020), Carlina acaulis L. (Benelli et al., 2019), Piper betle L. (Vasantha-Srinivasan et al., 2017) y Pinus Kesya Royle ex Gordon (Govindarajan et al., 2016).
Acacia farnesiana (L.) Willd es una especie que pertenece a la familia Fabaceae (GBIF, 2019). Es uno de los árboles más pequeños, y de los más importantes en regiones perturbadas y secas de México, se distribuye principalmente en el suroeste de Estados Unidos hasta Sudamérica, de igual forma se encuentra distribuido en todo el trópico y subtrópico (en los continentes de África, Europa, Asia y Oceanía), en el territorio mexicano se distribuye ampliamente, se ha reportado su presencia en 29 estados (Vibrans, 2009). Los extractos de A. farnesiana se han utilizado principalmente para el control de Vibrio cholerae Pacini, y la bacteria de la disentería (Ponce-García et al., 2006). Algunos órganos de esta planta son utilizadas para tratar diferentes padecimientos como: tos, encías sangrantes, ulceras, afecciones en la vejiga y dolor de cabeza (Deshmukh et al., 2018).
Las especies del género Acacia pueden contener derivados de dimetiltriptamina y glucósidos cianogénicos (prunasina, sambunigina, acacipetalina) en las semillas, hojas y corteza (EFSA, 2012). La dimetiltriptamina se sintetizó por primera vez en 1931 y se comprobó su efecto alucinógeno en 1956, es el más potente de los alucinógenos triptamina, produce alucinaciones, distorsión de la percepción y efectos simpaticomiméticos equivalentes al lysergide (LSD) pero de menor duración, se puede obtener de las semillas y hojas de Piptadenia peregina (L.) Benth (Mimosaceae) (Erhorn, 2007).
Desafortunadamente solo un número limitado de estudios (menos de 20) han evaluado la actividad larvicida de extractos de plantas contra Ae. aegypti en lugares donde se almacena agua; como tanques y cuerpos de aguas residuales, elucidando la efectividad de estos extractos en campo (Pavela et al., 2019). Es necesario disminuir el uso de los insecticidas químicos, y promover el uso de extractos vegetales y sus derivados como practicas sustentables, por lo que el objetivo de este estudio fue evaluar el extracto del fruto de A. farnesiana para el control de larvas de Ae. aegypti en condiciones controladas (laboratorio) y en condiciones de campo.
Método
El estudio fue desarrollado en dos sitios: 1) Laboratorio del Instituto Tecnológico Superior de San Pedro, ubicado en el municipio de San Pedro, al sur oeste del estado de Coahuila, en las coordenadas 102º 58’ 58’’ longitud oeste y 25º 45’ 32’’ latitud norte, a 1 090 msnm; 2) Estudio de campo, implementado en el ejido Mayran, Municipio de San Pedro de las Colonias, Coahuila, localizado en las coordenadas 102° 50’ 40.99’’ longitud oeste y 25° 40’ 19.99’’ latitud norte, a 1,100 msnm. El tipo de clima es cálido semiárido (CONABIO, 2017), la temperatura media anual va de los 16 a 18 °C (en el norte) y en la parte sur-este de 20 a 22 ºC con una precipitación media anual de 200-300 mm (Inafed, 2010)
Recolección de fruto de A. farnesiana
Los frutos maduros se colectaron del suelo durante julio a septiembre de 2020, de árboles en diferentes sectores rurales del municipio de San Pedro de las Colonias, Coahuila: Flores Magón, Patrocinio, San Francisco de Gurza, Mayran y el Nilo.
Elaboración de extracto de fruto de A. farnesiana
Las muestras de fruto (vaina y semilla) seco de A. farnesiana se lavaron durante 15 minutos con agua corriente (sin tratar) para eliminar impurezas (maleza y tierra), posteriormente se dejaron secar durante tres horas al aire libre y se maceraron en un molino Nixtamal® (Cuerpo Hierro Acabado Estañado Sanbar). Una vez maceradas las muestras se realizó un proceso de tamizado (0.2 mm) para obtener un polvo fino.
La extracción se realizó mediante la metodología propuesta para saturación de compuestos hidrosolubles de INIFAP-CENID-RASPA 1997. Se elaboró una pasta de saturación con base en agua destilada en una relación peso (g) / volumen (agua) (mL), se procedió a la elaboración de pastas de saturación con agua destilada, siendo las concentraciones % peso (g) / volumen (mL). Las muestras de saturación para los compuestos hidrosolubles se dejaron reposar durante 24 horas, para ser extraídas mediante un proceso de filtración al vacío con ayuda de una bomba de vacío de tres caballos de fuerza, utilizando matraz kitasato, embudo bushner y papel filtro de 1.0 micras. Los compuestos extractados, se utilizaron en los bioensayos con el material biológico (larvas de cuarto estadio de Ae. aegypti). Los extractos se conservaron bajo refrigeración a 8 °C en recipientes plásticos.
Colecta de individuos
Se colectaron huevos, larvas y pupas de Ae. aegypti directamente de los charcos de agua, contenedores artificiales y superficies donde se pudiera acumular agua. Posteriormente, se situaron en una bandeja de plástico para su desarrollo en el laboratorio. Una vez desarrolladas las pupas, los mosquitos adultos se colectaron e introdujeron en una jaula entomológica para continuar con la cría de Ae. aegypti con la finalidad de disponer de individuos para futuros estudios, los adultos machos fueron alimentados con agua con azúcar y las hembras con sangre de un ave de corral común.
Desarrollo del experimento
Se seleccionaron larvas de cuarto estadio y se concentraron en una bandeja con agua corriente. Subsiguientemente se transfirieron grupos de 20 larvas en vasos plásticos (100 mL) con 50 mL de agua, luego se aplicó 1 mL de cada uno de los extractos de A. farnesiana con concentraciones finales de 15 % (T1 = 150 mg mL-1 de fruto de A. farnesiana en agua), 25 % (T2 = 250 mg mL-1 de fruto de A. farnesiana en agua), 35 % (T3 = 350 mg mL-1 de fruto de A. farnesiana en agua) y 70 % (T4 = 700 mg mL-1 de fruto de A. farnesiana en agua). Para el control químico se utilizó Abate® 1SG (Temefos) con una concentración al 25 % (peso/volumen). Al testigo control no se le aplicó ninguno de los tratamientos anteriormente mencionados (Tabla 1)
Tabla 1 Tratamientos de extractos de Acacia farnesiana en conjunto con sus concentraciones.
| Tratamiento | Porcentaje (%) | Concentración |
|---|---|---|
| T1 | 15 | 150 mg mL-1 |
| T2 | 25 | 250 mg mL-1 |
| T3 | 35 | 350 mg mL-1 |
| T4 | 70 | 700 mg mL-1 |
| Control químico (Abate® 1SG (Temefos) | 25 | 25 % (peso/volumen) |
| Control testigo | 0 | No aplica |
El experimento en condiciones controladas se desarrolló en las instalaciones del Instituto Tecnológico Superior de San Pedro, se utilizaron cuatro repeticiones con 20 individuos para los tratamientos T1, T2, T3), el estudio fue desarrollado a una temperatura constante de 28 ºC, con iluminación de 60 Watts y humedad constante (ambiental). Teniendo una duración de 72 horas. La evaluación se realizó una vez concluido este periodo de tiempo. El mismo procedimiento fue desarrollado para la fase de campo, además de los tratamientos antes mencionados se utilizó una concentración mayor que fue T4 (700 mg mL-1), utilizando tres repeticiones, esta fase fue desarrollada en el ejido Mayran, municipio de San Pedro de las Colonias.
Análisis de datos
Se estableció un diseño completamente al azar, donde se aleatorizaron cada uno de los tratamientos. Posteriormente se realizó un análisis de varianza de un factor (tratamiento) para cada uno de los estudios (laboratorio y campo) para comparar la mortalidad de Ae. aegypti en cada uno de los tratamientos una vez terminado el experimento y observar cual era el mejor tratamiento. Para el estudio en campo de manera análoga se implementó un análisis de medidas repetidas en el tiempo para observar la mortalidad en las larvas de A. aegypti. Para cada uno de los análisis se desarrolló una prueba de comparación de medias de Tukey. Los análisis estadísticos se realizaron usando el programa computacional estadístico IBM.SPSS 18, con un nivel de significancia de P ≤ 0.05.
Resultados
Estudio de laboratorio
Los cuatro tratamientos de extracto de fruto de A. farnesiana, el control químico y el control testigo fueron estadísticamente diferentes (F = 29.95, g.l. = 4, 8; P = 0.000) (Tabla 2).
Tabla 2 Análisis de varianza de un factor de los diferentes tratamientos de extracto de A. farnesiana, control químico y control testigo, para el control de Ae. aegypti en condiciones de laboratorio.
| Origen | Suma de cuadrados tipo III | gl | Media cuadrática | F | Sig. |
|---|---|---|---|---|---|
| Modelo corregido | 10726.66a | 6 | 1787.77 | 20.23 | .000 |
| Intersección | 15041.66 | 1 | 15041.66 | 170.28 | .000 |
| Tratamiento | 10583.33 | 4 | 2645.83 | 29.95 | .000 |
| Repetición | 143.33 | 2 | 71.66 | .811 | .478 |
| Error | 706.66 | 8 | 88.33 | ||
| Total | 26475.0 | 15 | |||
| Total corregida | 11433.33 | 14 | |||
| a. R cuadrado = .938 (R cuadrado corregida = .892) | |||||
El tratamiento que inhibió el desarrollo de la mayor cantidad de larvas de
Ae. aegypti después de 72 horas fue el T3 con una
concentración al 35 % de fruto de A. farnesiana, con una media
de
Estudio de campo
Al igual que en condiciones de laboratorio, los cuatro tratamientos de extracto de fruto de A. farnesiana, el control químico y el control testigo fueron estadísticamente diferentes (F = 12.40, g.l. = 5, 10; P = 0.001) (Tabla 3).
Tabla 3 Análisis de varianza de un factor de los diferentes tratamientos de extracto de A. farnesiana, tratamiento químico y testigo, para el control de Ae. aegypti en condiciones de campo en el ejido Mayran municipio de San Pedro de las Colonias, Coahuila, México.
| Origen | Suma de cuadrados tipo III | gl | Media cuadrática | F | Sig. |
|---|---|---|---|---|---|
| Modelo corregido | 485.22a | 7 | 69.31 | 9.38 | .001 |
| Intersección | 2266.88 | 1 | 2266.88 | 306.79 | .000 |
| Repetición | 26.77 | 2 | 13.38 | 1.81 | .213 |
| Tratamiento | 458.44 | 5 | 91.68 | 12.40 | .001 |
| Error | 73.88 | 10 | 7.38 | ||
| Total | 2826.00 | 18 | |||
| Total corregida | 559.11 | 17 | |||
| a. R cuadrado = .868 (R cuadrado corregida = .775) | |||||
Los tratamientos con mayor efectividad fueron el T3 con concentración de 35 % y
el T5 (control químico), presentando una media de
Z Medias con la misma letra dentro de la figura no difieren estadísticamente (Tukey ≤ 0.05).
Fig. 2 Porcentaje de mortalidad media de larvas de Ae. aegypti por tratamientos de extracto de fruto de A. farnesiana en condiciones de campo en el ejido Mayran, municipio de San Pedro de las Colonias, Coahuila.
Tabla 4 Mortalidad de larvas cada 24 horas ± el error estándar de cada uno de los tratamientos de fruto de A. farnesiana, control químico y control testigo en condiciones de campo en el ejido Mayran, municipio de San Pedro de las Colonias, Coahuila.
| Horas | T1 | T2 | T3 | T4 | Control químico | Control Testigo |
|---|---|---|---|---|---|---|
| 24 | 11.00 ± 2.64 | 11.66 ± 7.23 | 12.66± 4.61 | 3.66 ± 1.52 | 14.332.08 | 0.66 ± 1.15 |
| 48 | 11.66 ± 4.16 | 10.66 ±3.21 | 15.33±3.21 | 7.00 ± 2.64 | 19.00 ± 1.73 | 3.66 ± 1.52 |
| 72 | 14.33 ± 2.08 | 13.33 ±6.11 | 18.33±2.88 | 10.00 ± 1.00 | 20.00 ± 0.00 | 4.33 ± 0.57 |
| 96 | 16.66 ± 1.15 | 13.33 ±6.11 | 20.00 ± 0.00 | 12.66 ± 1.52 | 20.00 ± 0.00 | 5.33 ± 1.52 |
| 120 | 16.66 ± 1.15 | 17.00 ± 6.1 | 20.00 ± 0.00 | 14.33 ± 1.52 | 20.00 ± 0.00 | 5.33 ± 1.52 |
| 144 | 17 ± 1.73 | 17.66 ± 4.04 | 20.00 ± 0.00 | 15.33 ± 2.08 | 20.00 ± 0.00 | 6.00 ± 1.73 |
| 168 | 18.33 ± 2.08 | 20 ± 0.00 | 20.00 ± 0.00 | 16.66 ± 3.51 | 20.00 ± 0.00 | 6.66 ± 2.88 |
El análisis de medidas repetidas en el tiempo muestra que hay diferencia entre cada uno de los días en cada tratamiento (F = 26.07, g.l. = 6,72, P < 0.00), pero no en la interacción (F = 1.17, g.l. = 30,72, P > 0.00) (Fig. 3).
Discusión y conclusiones
La forma más eficaz de controlar el dengue consiste en impedir la reproducción del insecto vector mediante el uso de larvicidas, la eliminación de sus hábitat larvales y la educación a la población (Corbel et al,. 2004; Rodrigues et al., 2020). En México el control de Ae. aegypti se ha llevado a cabo principalmente con el uso de insecticidas químicos (adulticidas y larvicidas) (Villegas-Ramírez et al., 2020), los más usados son los piretroides: cipermetrina, deltametrina, ciflutrina y bifentrina al 64 %, los organosforados: temefos, malatión y clorpirifós al 18 %, y carbamatos como el bendiocarb al 18 % (López-Solís et al., 2020). Sin embargo, se ha observado resistencia en Ae. aegypti en México principalmente a los piretroides (Saavedra-Rodríguez et al., 2007; Ponce-García et al., 2009; Aponte et al., 2013; López-Solís et al., 2020) y a los organosforados y carbamatos (López-Solís et al., 2020; Villegas-Ramírez et al., 2020).En los últimos años, estudios se han centrado en el uso de diversos productos vegetales como larvicidas contra Ae. aegypti (De Souza Wuillda et al., 2019; Silveiral Silvério et al., 2020).
En el presente trabajo se observó que el extracto acuoso del fruto de A. farnesiana tiene diferentes grados de toxicidad sobre las larvas de Ae. aegypti en laboratorio y en condiciones de campo. El tratamiento T3 de fruto de A. farnesiana fue estadísticamente igual al control químico Abate® 1SG (temefos) como se puede observar en la Fig. 2. Vasantha-Srinivasan et al. (2017) presentaron el mismo comportamiento para el extracto de Piper betle L. y su control químico (temefos), donde la concentración de extracto utilizado de P. betle (1.5 mg) fue estadísticamente igual al control químico. El porcentaje de mortalidad de Ae. Aegypti en el estudio de Dey et al. (2020) es proporcional (conforme aumenta la concentración, aumenta la tasa de mortalidad) lo que difiere con el presente estudio ya que el tratamiento con la concentración al 70 % (T4) fue inferior al T3 (35 %).
A pesar de la falta de proporcionalidad en el comportamiento de los resultados, se pudo observar similitud con lo reportado por Vinayaka et al. (2010) donde alcanzaron tasas de mortalidad de 72.3 % con hojas de Capsicum frutescens L. de igual manera en el estudio de Mesquita et al. (2020) reportaron porcentajes de mortalidad muy similares en Virola calophylla Warb, V. multinervia Ducke, V. pavonis (A.DC.) A.C.Sm con concentraciones que van desde 125 a 250 mg mL-1. En el trabajo de Govindarajan et al. (2016) con Pinus kesiya Royle ex Gordon se lograron porcentajes de mortalidad que van desde 24 % hasta el 97.3 % muy similares a lo obtenido en el presente estudio. Dey et al. (2020) reportaron que el mejor extracto para combatir la larva de Ae. aegypti fue de tipo acuoso con Piper longum L., obteniendo porcentajes similares, por encima del 50 % de mortalidad en las primeras 24 horas. Aunado a lo anterior, se han reportado estudios realizados con raíz de Acacia pennatula (Schltdl. & Cham.) Benth causando un 54 % de mortalidad en larvas de garrapatas Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Fernández-Salas et al., 2011).
El estudio de campo presentó el mismo comportamiento que el experimento de laboratorio, sin embargo una de las limitantes es el control de las variables bióticas o abióticas, posiblemente esta sea la razón por la cual son pocos los estudios de extractos de plantas que se validan en campo (Pavela et al., 2019). El presente estudio difiere con lo reportado por Hira et al. (2017) ya que en su estudio se alcanzó un 100 % de mortalidad en las larvas de Ae. aegypti en un tiempo de 30 min con el extracto de hojas de Parthenium hysterophorus L., de la misma manera Benelli et al. (2019) lograron alcanzar una tasa de mortalidad del 100 % una vez transcurridas las 48 horas.
Los estudios de campo realizados por Aarthi y Murugan (2010) con Ocimum basilicum Linn, Suresh et al. (2015) con Phyllanthus niruri L., Subramaniam et al. (2017) con Chenopodium ambrosioides Bert., Panneerselvam et al., (2016), 3) con hoja de Pteridium aquilinum (L.) Kuhn y Kamalakannan et al. (2011) con las hojas de Calypha indica (Euphorbiaceae) y Achyranthes aspera (Amarantuuhaceae) reportan un 100 % de mortalidad a las 72 horas, lo que difiere con el presente estudio debido a que se alcanzó un 100 % de mortalidad a las 96 horas para el tratamiento T3 = 350 mg mL-1 de fruto de A. farnesiana (Fig. 3). Sin embargo, no todos los extractos de plantas tienen un efecto significativo en el control de la larva de Ae. aegypti, Benelli et al. (2018) reportaron que los extractos de Cuminum cyminum L. y Pimpinella anisum L. no tienen un efecto larvicida en el control de Ae. aegypti.
El presente estudio demuestra que el extracto obtenido del fruto de A. farnesiana tiene potencial insecticida contra larvas de Ae. aegypti, siendo más efectivo a una concentración de 35 %, en condiciones de laboratorio y campo. El efecto larvicida de los componentes activos presentes en el extracto de A. farnesiana puede ser utilizado como una alternativa ecológicamente viable, sustentable y de bajo costo para el control de Ae. aegypti, principalmente en zonas rurales donde los habitantes pueden colectar los frutos de A. farnesiana y producir su propio insecticida orgánico, ya que esta especie se encuentra presente en la mayor parte de la república mexicana. Además, por ser un producto natural, minimizaría el uso de insumos químicos y el impacto que pueden causar estos productos al medio ambiente, así como a la salud humana. Sin embargo, es necesario realizar más estudios que permitan identificar el o los ingredientes activos presentes en el fruto de A. farnesiana y que actúan sobre Ae. aegypti.
