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Introducción
A nivel mundial los hongos fitopatógenos originan considerables pérdidas económicas debido al daño que ocasionan a los cultivos durante las diferentes etapas de su desarrollo (ej. floración, madurez, cosecha) (Pusztahelyi et al., 2015; Mumford et al., 2016). De manera tradicional, su control se ha basado en la aplicación de fungicidas sintéticos; sin embargo, el uso de estos productos puede causar daños a la salud humana, animal y a los ecosistemas (Tu et al., 2013; Moshi y Matoju, 2017), además de generar resistencia en los fitopatógenos (Liu et al., 2016; Romanazzi et al., 2016).
El control biológico utilizando microorganismos antagónicos puede representar una alternativa viable y ambientalmente segura en comparación con los fungicidas sintéticos (Weaver et al., 2016; Bach et al., 2016). Bacterias y levaduras han sido utilizadas con éxito para el control de enfermedades (Eljounaidi et al., 2016; Wisniewski et al., 2016). Algunos de sus principales mecanismos antagónicos son la competencia por espacio y nutrientes (Droby et al., 2016), inhibición por compuestos volátiles orgánicos (CVO’s) (Raza et al., 2016a; Arrarte et al., 2017), sideróforos (Sasha et al., 2016; Sasirekha y Srividya, 2016), antibióticos (Sharifazizi et al., 2017), enzimas hidrolíticas (Ferraz et al., 2016; Tokpah et al., 2016), inducción de resistencia (Punja et al., 2016) entre otros.
Bacterias y levaduras son comúnmente aisladas de las superficies de las plantas y suelo (Sharma et al., 2009; Larkin, 2016); sin embargo, existen otros ambientes como el océano donde pudieran aislarse microorganismos con capacidad antagónica igual de eficientes que los fungicidas sintéticos. Los estudios en los últimos años sobre la microflora oceánica se han basado principalmente en describir sus propiedades farmacéuticas, tales como antimicrobianos, antituberculoso, antiviral, antiparasitario, antihelmíntico, entre otros (Dewapriya y Kim, 2014; Jin et al., 2016). Sin embargo, bacterias y levaduras de ambientes marinos están siendo consideradas como nuevas fuentes de productos que pueden ser aplicados en diversas áreas como la agricultura debido a que han demostrado ser microorganismos altamente eficientes en el control biológico de fitopatógenos (Wang et al., 2008; Hernández-Montiel et al., 2010; Wang et al., 2011; Medina-Córdova et al., 2016).
El potencial antagónico de los microorganismos marinos debe ser estudiado para seleccionar aquellos como promisorios agentes de control biológico que en un mediano plazo puedan ser un tratamiento que propicien la seguridad alimentaria, la producción ecológica-sustentable (Usall et al., 2016) y el desarrollo de nuevos productos biológicos (Vero et al., 2013). Por lo anterior, el objetivo de este trabajo fue evaluar el potencial antagónico de cepas de bacterias y levaduras marinas contra diversos hongos fitopatógenos de importancia agronómica.
Materiales y métodos
Microorganismos utilizados
Los hongos fitopatógenos que se utilizaron en este estudio fueron Colletotrichum gloeosporioides, Penicillium italicum, P. digitatum, Alternaria solani, Fusarium oxysporum, Neoscytalidium dimidiatum A. alternata, F. solani y Curvularia sp. (Cuadro 1), los cuales, pertenecen al Laboratorio de Fitopatología del Centro de Investigaciones Biológicas del Noroeste (CIBNOR) y de la Universidad Autónoma de Baja California Sur. Los hongos fueron cultivados en cajas Petri con medio de cultivo agar de papa y dextrosa (PDA) a 27 °C por 7 días. Sus concentraciones fueron ajustadas a 1x104 esporas mL-1. La colección de bacterias y levaduras marinas fueron proporcionadas por el CIBNOR y originalmente fueron aisladas de la laguna hiperhialina Ojo de Liebre, ubicada entre los 27 °35' y los 27 °52' latitud norte y los 113° 58’ y los 114° 0’ de latitud oeste en el municipio de Mulegé, Baja California Sur, México.
Cuadro 1 Procedencia de diferentes hongos fitopatógenos de importancia agrícola.
| Clave£ | Fitopatógeno | Hospedero | Enfermedad |
| CIB-CGP | Colletotrichum gloeosporioides | Carica papaya L. | Antracnosis |
| CIB-CGM | C. gloeosporioides | Mangifera indica L. | Antracnosis |
| CIB-PIL | Penicillium italicum | Citrus aurantifolia (Christm.) Swingle | Podredumbre azul |
| CIB-PDN | P. digitatum | Citrus sinensis (L.) Osbeck | Podredumbre verde |
| CIB-AST | Alternaria solani | Lycopersicon esculentum Mill. | Tizón temprano |
| CIB-FOC | Fusarium oxysporum | Capsicum annuum L. | Pudrición de raíz |
| CIB-FOA | F. oxysporum | Agave tequilana Weber | Pudrición de raíz |
| MR-HF12 | Neoscytalidium dimidiatum | Ficus Carica L. | Muerte descendente |
| MR-AA16 | A. alternata | Ocimum basilicum L. | Mancha foliar |
| MR-FG16 | F. solani | Cicer arietinum L. | Pudrición de raíz |
| MR-FE16 | F. oxysporum | Asparagus officinalis L. | Pudrición de raíz |
| MR-FA16 | F. oxysporum | Ocimum basilicum L. | Pudrición de raíz |
| MR-CP16 | Curvularia sp. | Washingtonia robusta Wendl. | Mancha foliar |
£= hongos con la clave CIB pertenecen a la colección del Centro de Investigaciones Biológicas del Noroeste y con la clave MR pertenecen a la colección de la Universidad Autónoma de Baja California Sur.
Las bacterias seleccionas fueron Stenotrophomonas rhizophila (cepa KM01 y KM02), Bacillus amyloliquefaciens (cepa RB01 y RB02) y B. subtilis (cepa RBM01 y RBM02), las cuales fueron cultivadas en matraz Erlenmeyer de 250 mL con medio caldo soya tripticaseína (CST) a 25 °C por 24 h y 180 rpm. Las levaduras seleccionadas fueron Debaryomyces hansenii (cepa L01, L02 y L03), Cryptococcus diffluens (cepa N02) y Rhodotorula minuta (cepa R04 y R06), las cuales fueron cultivadas en matraz Erlenmeyer de 250 mL con medio caldo de papa y dextrosa (CPD) a 25 °C por 24 h y 180 rpm. Bacterias y levaduras fueron utilizadas a una concentración de 1x106 células mL-1.
Inhibición de la germinación de esporas de hongos fitopatógenos
Para determinar en los microorganismos su capacidad antagónica sobre la germinación de esporas de los diferentes fitopatógenos se llevó a cabo la metodología propuesta por Hernández-Montiel et al. (2010). Se combinaron en un tubo Eppendorf de 1.5 mL, 500 μL de cada suspensión de bacteria o levadura (ambas ajustadas previamente a 1x106 células mL-1) con 500 μL de cada suspensión de hongo (ajustada previamente a 1x104 esporas mL-1) y se incubaron a 28 °C por 48 h. Se realizó otra combinación con 500 μL de cada hongo con un fungicida sintético, el cual, fue seleccionado para cada especie de fitopatógeno (Tecto 60 [ia. 2-4-tiazolil-1H-bencimidazol] a 5 g L-1 para Colletotrichum gloeosporioides, Penicillium italicum y P. digitatum, Amistar G. [i.a. Metil E-2-2-6-2-cianofenoxi pirimidin-4-iloxi-fenil-3-metoxiacrilato] a 3 g L-1 para Alternaria solani y A. alternata, Derosal 50 [ia. Metil-2-bencimidazol-carbamato] a 2 g L-1 para Fusarium oxysporum y F. solani y Cantus [ia. 2-Cloro-N-4’-clorobifenil-2-il nicotinamida] a 1 g L-1 para Neoscytalidium dimidiatum y Curvularia sp.).
Como control, en un tubo Eppendorf de 1.5 mL solo se colocó 500 μL de cada suspensión de hongo. Se tomaron alícuotas de cada tratamiento para determinar el número de esporas enteras y germinadas, considerando una espora entera como aquella que no mostraba cambio de color o ruptura en su pared celular y una espora germinada cuando el tamaño de hifa era igual o mayor que el diámetro de la espora (Yao et al., 2004). Se realizaron diez repeticiones por tratamiento, observando 200 esporas por repetición.
Inhibición del crecimiento radial de hongos fitopatógenos
Se colocó en el centro de placas Petri con medio PDA un taquete de 0.5 cm de diámetro de PDA que contenía el cultivo de cada hongo de 7 días. Posteriormente en los dos extremos de la placa Petri se inocularon y estriaron 10 µL de cada concentración de bacteria o levadura. Como control, se inocularon placas Petri solo con el hongo. Todas las placas Petri fueron incubadas a 25 °C por 7 días. Al final, se cuantifico el área del crecimiento micelial de cada hongo utilizando el programa ImajeJ® y se determinó el (%) de inhibición mediante la fórmula I%= DC-DT/DCX100, donde I%= inhibición del hongo en porcentaje, DC= diámetro del micelio del tratamiento control y DT= diámetro del micelio en presencia del antagonista. Se realizaron cinco repeticiones por tratamiento.
Inhibición de hongos fitopatógenos in vitro por compuestos volátiles orgánicos (CVO’s)
Para determinar la capacidad de los microorganismos marinos para inhibir el crecimiento radial de los hongos fitopatógenos a través de la producción de los COV’s, se llevó a cabo la metodología propuesta por Parafati et al. (2015). En placas Petri con medio agar soya tripticaseína (AST) y PDA se estriaron en toda la superficie 20 μL de cada concentración de bacteria o levadura, respectivamente. Posteriormente, en otro lote de placas Petri se colocó en el centro un taquete de 0.5 cm de diámetro de PDA que contenía el cultivo de cada hongo de 7 días. Las placas Petri conteniendo los microorganismos se colocaron boca a boca y fueron selladas con parafilm. Como tratamiento testigo, se sellaron placas Petri solo con el hongo y cada medio de cultivo sin microorganismo.
Todas las placas Petri se incubaron a 25 °C por 7 días. Se determinó en los hongos el área del crecimiento micelial utilizando el programa ImajeJ® y el % de inhibición mediante la fórmula descrita en el apartado anterior. Se realizaron cinco repeticiones por tratamiento.
Análisis estadístico
Se empleó un diseño completamente al azar en todos los experimentos y los datos fueron procesados por un análisis de varianza (Anova) de una vía. Se utilizó el paquete estadístico Statistica® v. 10.0 para Windows (StatSoft) y para la comparación de medias se utilizó la prueba post-hoc LSD de Fisher (p< 0.05).
Resultados y discusión
La germinación de esporas en todos los hongos fitopatógenos fue inhibida entre 90 a 94% por la cepa KM01 de S. rhizophila, superando significativamente (p< 0.05) a la inhibición ejercida por los demás microorganismos marinos y los fungicidas sintéticos (Cuadro 2). Las cepas de B. amyloliquefaciens y B. subtilis inhibieron entre 81 a 93% y 51 a 69%, respectivamente. En relación con las levaduras, destacaron las cepas L01 y L02 de D. hansenii con un rango de inhibición entre un 50 a 91%. Los valores más bajos de inhibición fueron observados con las cepas de R. minuta y C. diffluens. Los diversos fungicidas utilizados en este estudio inhibieron la germinación de esporas entre un 80 a 90%. Por otra parte, el crecimiento micelial fue inhibido en todos los hongos por las cepas KM01 y KM02 de S. rhizophila en un 90 a 98% y 88 a 97%, respectivamente, superando significativamente (p< 0.05) a la inhibición ejercida por los demás microorganismos marinos y los fungicidas sintéticos (Cuadro 3).
Cuadro 2 Efecto in vitro de microorganismos marinos sobre la inhibición de la germinación de esporas de hongos fitopatógenos.
| Cepa | Inhibición de la germinación de esporas (%) | ||||||||||||
| CIB- CGP |
CIB- CGM |
CIB- PIL |
CIB- PDN |
CIB- AST |
CIB- FOC |
CIB- FOA |
MR- HF12 |
MR- AA16 |
MR- FG16 |
MR- FE16 |
MR- FA16 |
MR- CP16 |
|
| KM01 | 91.6a¥ | 93.5a | 94.2a | 94.7a | 90.2a | 91.4a | 91.8a | 91.8a | 92.3a | 90.5 a | 90.1 a | 91.4 a | 91.8a |
| KM02 | 90.8a | 83.6e | 90.6c | 94.6a | 74.6d | 75.6e | 86.7e | 81.6e | 80.2d | 84.7c | 81.9c | 90.7b | 90.1b |
| RB01 | 88.3b | 93.4a | 87.3e | 90.4c | 81.7b | 81.9d | 90.1b | 85.8d | 86.5b | 82.7d | 87.3b | 91.2a | 91.7a |
| RB02 | 83.9d | 85.6d | 91.8b | 88.9d | 81.9b | 87.4c | 87.7d | 89.7c | 85.6c | 81.1e | 87.5b | 84.9c | 89.1c |
| RBM01 | 60.4e | 69.4f | 57.6g | 60.2f | 58.9f | 58.1h | 54.6h | 66.1h | 62.5f | 63.7f | 66.5d | 55.7f | 59.5f |
| RBM02 | 60.2e | 61.7g | 54.7h | 57.4h | 58.6f | 54.9i | 58.4f | 57.3i | 51.9h | 51.8i | 59.1f | 60.1e | 61.7e |
| L01 | 89.1b | 90.1b | 91.7b | 91.7b | 69.5e | 64.7f | 52.6i | 65.8f | 66.2e | 57.7h | 54.1g | 62.7d | 58.1g |
| L02 | 89.3b | 87.9c | 87.1e | 86.3e | 49.7g | 54.7i | 53.7g | 53.8j | 53.1g | 50.9 j | 50.4h | 51.4g | 51.2h |
| L03 | 58.3f | 60.3h | 63.9f | 58.7g | 41.9h | 61.8g | 30.3j | 63.7g | 43.7i | 60.7 | 60.7e | 50.1h | 61.7e |
| N02 | 13.4h | 13.5k | 15.7i | 17.2i | 13.8i | 15.3j | 14.8k | 16.2k | 12.9k | 17.3k | 16.9i | 17.3i | 10.7k |
| R04 | 18.5g | 18.7j | 15.6i | 16.6j | 13.4i | 11k | 13.6l | 15.9k | 17.4 j | 13.2l | 15.3j | 13.4j | 15.8i |
| R06 | 12.9i | 19.9i | 13.2j | 10.7k | 13.6i | 6.9l | 9.8m | 10.9l | 11.7l | 11.7m | 9.7k | 12.7k | 11.8j |
| Fungicida | 85.4c§ | 90.2b§ | 89.6 d§ | 90.6c§ | 80.2c₺ | 90.1b₡ | 87.8c₡ | 90.2b ℓ | 85.8c£ | 88.1b₡ | 87.7b₡ | 90.3b₡ | 87.7d ℓ |
§= Tecto 60 (ia. 2-(4-tiazolil)-1H-bencimidazol) a 5 g L-1. ₺= Amistar G. (ia. Metil (E)-2-2-6-(2-cianofenoxi) pirimidin-4-iloxi-fenil-3-metoxiacrilato) a 3 g L-1; ₡= Derosal 50 (ia. Metil-2-bencimidazol-carbamato) a 2 g L-1. ℓ= Cantus (ia. 2-Cloro-N-(4’-clorobifenil-2-il) nicotinamida) a 1 g L-1. ¥= letras diferentes en las columnas indican diferencias significativas según la prueba post-hoc LSD de Fisher (p< 0.05).
Cuadro 3 Efecto in vitro de microorganismos marinos sobre la inhibición del crecimiento radial de hongos fitopatógenos.
| Cepa | Inhibición del crecimiento radial (%) | ||||||||||||
| CIB- CGP |
CIB- CGM |
CIB- PIL |
CIB- PDN |
CIB- AST |
CIB- FOC |
CIB- FOA |
MR- HF12 |
MR- AA16 |
MR- FG16 |
MR- FE16 |
MR- FA16 |
MR- CP16 |
|
| KM01 | 97.2a¥ | 98.4 | 97.1a | 96.7a | 93.6a | 95.4a | 90.7a | 93.1a | 93.2a | 90.6a | 91.1a | 93.2a | 95.9a |
| KM02 | 97.4a | 94.7b | 94.5b | 96.3a | 87.5b | 93.2b | 90.5a | 90.5b | 88.1b | 90.5a | 90.9a | 91.8b | 93.7b |
| RB01 | 91.5b | 83.1d | 89.3d | 88.2d | 84.1c | 85.1e | 82.1c | 84.3d | 86.7c | 83.1c | 86.5c | 86.3d | 85.1d |
| RB02 | 91.1b | 83.4d | 89.7d | 92.5b | 87.3b | 86.9d | 82.6c | 84.4d | 83.2d | 82.7c | 83.2d | 80.1e | 85.4d |
| RBM01 | 64.3d | 57.4f | 73.4e | 61.4e | 75.4e | 50.7g | 56.7e | 58.2f | 71.3e | 55.6e | 54.7f | 61.7g | 71.3e |
| RBM02 | 64.7d | 61.7e | 59.6f | 58.3f | 74.1f | 60.6f | 68.3d | 68.7e | 64.1f | 60.7d | 63.3e | 68.1f | 62.8f |
| L01 | 15.5f | 19.3g | 13.4h | 15.2i | 12.7i | 13.1i | 18.7f | 14.3g | 12.8h | 15.1g | 17.4g | 18.3h | 15.3h |
| L02 | 15.2f | 14.2i | 13.2h | 18.7h | 20.2g | 18.1h | 10.8h | 14.4g | 19.6g | 15.4g | 16.2h | 14.5i | 17.4g |
| L03 | 18.1e | 18.4h | 20.7g | 19.2g | 15.6h | 18.5h | 15.1g | 10.1h | 11.1i | 17.3f | 16.5h | 18.3h | 17.7g |
| N02 | 10.7g | 11.8j | 12.1i | 8.1j | 9.1j | 9.4j | 14.9g | 8.5i | 11.3i | 11.3h | 10.1i | 11.7j | 10.8i |
| R04 | 6.1h | 5.2k | 4.3k | 7.8k | 5.1l | 6.8k | 5.6i | 5.1k | 6.2j | 5.8i | 7.8j | 7.6k | 6.6j |
| R06 | 5.7i | 4.7l | 7.1j | 7.6k | 6.2k | 9.7j | 5.7i | 6.2j | 4.9k | 6.1i | 6.3k | 7.4k | 5.1k |
| Fungicida | 86.1c§ | 91.1c§ | 90.3c§ | 89.7c§ | 81.5d£ | 90.7c₡ | 89.3b₡ | 86.6c ℓ | 86.3c£ | 88.9b₡ | 88.1b₡ | 90.1c₡ | 90.2c ℓ |
§= Tecto 60 (ia. 2-(4-tiazolil)-1H-bencimidazol) a 5 g L-1; £= Amistar G. (ia. Metil (E)-2-2-6-(2-cianofenoxi) pirimidin-4-iloxi-fenil-3-metoxiacrilato) a 3 g L-1. ₡ = Derosal 50 (ia. Metil-2-bencimidazol-carbamato) a 2 g L-1. ℓ = Cantus (ia. 2-Cloro-N-(4’-clorobifenil-2-il) nicotinamida) a 1 g L-1; ¥ = letras diferentes en las columnas indican diferencias significativas según la prueba post-hoc LSD de Fisher (p< 0.05).
Las cepas de B. amyloliquefaciens y B. subtilis inhibieron entre un 80 a 92% y 50 a 75%, respectivamente. En relación con las levaduras, las cepas de D. hansenii presentaron una inhibición de 10 a 20%, los valores más bajos fueron observados con las cepas de R. minuta. Los diversos fungicidas inhibieron entre un 86 a 91%. Esta capacidad de inhibición de la germinación de esporas y del crecimiento micelial de los hongos fitopatógenos por bacterias y levaduras ya ha sido estudiada en cepas aisladas de planta o suelo (Mnif y Ghribi, 2015; Kröber et al., 2016; Palazzini et al., 2016; Reiss y Jørgensen, 2017).
Dentro de los principales mecanismos antagónicos de bacterias y levaduras, está la producción de enzimas hidrolíticas, competencia por espacio y nutrientes y sideróforos (Droby et al., 1989; Kai et al., 2007; Ryan et al., 2009; Herzog et al., 2016; Medina-Córdova et al., 2016; Grzegorczyk et al., 2017). En relación con las enzimas hidrolíticas (quitinasas, glucanasas y proteasas), estas presentan una actividad directamente sobre la pared celular del hongo, la cual, está compuesta principalmente por quitina, β-glucano y proteínas, los cuales, son hidrolizados para producir oligosacáridos de menor tamaño mismos que son aprovechados como carbono por bacterias y/o levaduras (Sharma et al., 2009).
La competencia por nutrimentos y espacio es otro mecanismo antagónico que presentan los microorganismos (Jamalizadeh et al., 2011) y está directamente relacionado con la competencia de carbono en el medio, el cual, es disminuido rápidamente por bacterias y levaduras, limitando al hongo en sus procesos de germinación e infección del hospedero (Janisiewicz y Korsten, 2002; Liu et al., 2013).
Por su parte, los sideróforos producidos por bacterias o levaduras son moléculas de bajo peso molecular afines al ion Fe3+, el cual, es atrapado y transportado por los microorganismos en un proceso de transporte activo, usando multitud de receptores de membrana. Una vez en el interior celular, el hierro es liberado mediante un proceso redox. Sin hierro en el medio, los microorganismos no pueden continuar con sus procesos biológicos vitales como la síntesis y reparación de ácidos nucleicos, respiración, transporte fotosintético, reducción de nitratos, desintoxicación de radicales libres, entre otros. Esta estrategia de producción de sideróforos por bacterias y levaduras ha estado involucrada en el control de los fitopatógenos y se ha reconocido como un importante rasgo antagonista que se encuentra en muchos de los agentes de control biológico (Yu et al., 2011; Sasha et al., 2016; Liu et al., 2017).
En relación con el efecto in vitro de los COV’s, la inhibición ejercida por las cepas marinas KM01 y KM02, ambas de S. rhizophila, hacia todos los hongos fitopatógenos fue de 92 a 95%, superando significativamente (p< 0.05) a la inhibición ejercida por los demás microorganismos marinos (Cuadro 4). Las cepas de B. amyloliquefaciens y B. subtilis inhibieron entre un 81 a 89% y 60 a 69%, respectivamente. En relación con las levaduras, las cepas de D. hansenii presentaron un rango de inhibición entre un 44 a 59%. Los valores más bajos de inhibición fueron observados con las cepas de R. minuta. La producción de COV’s ya ha sido identificada como una vía que inhibe la germinación de esporas y el crecimiento micelial de los hongos (Raza et al., 2016a; Arrarte et al., 2017).
Cuadro 4 Efecto in vitro de los microorganismos marinos sobre la inhibición del crecimiento radial de hongos fitopatógenos por COV’s.
| Cepa | Inhibición del crecimiento (%) | ||||||||||||
| CIB-CGP | CIB-CGM | CIB-PIL | CIB-PDN | CIB-AST | CIB-FOC | CIB-FOA | MR-HF12 | MR-AA16 | MR-FG16 | MR-FE16 | MR-FA16 | MR-CP16 | |
| KM01 | 94.1a¥ | 92.2a | 95.4a | 93.6a | 96.1a | 93.1a | 94.9a | 94.4a | 94.8a | 91.5a | 95.5a | 95.2a | 93.2a |
| KM02 | 93.8a | 91.8b | 93.9b | 92.9b | 94.7b | 92.7b | 94.4a | 93.8b | 92.6b | 91.5a | 95.9a | 94.8a | 93.1a |
| RB01 | 83.4b | 85.4c | 87.8c | 85.6d | 84.1c | 89.1c | 83.5c | 84.8d | 86.1c | 80.2c | 82.4c | 83.4c | 89.4b |
| RB02 | 81.1c | 81.6d | 85.6d | 87.8c | 84.2c | 83.9d | 85.6b | 87.1c | 83.8d | 84.5b | 88.1b | 87.6b | 87.5c |
| RBM01 | 61.9d | 68.7e | 69.4f | 63.4f | 68.4d | 69.7e | 66.4d | 69.1e | 63.5e | 67.1d | 64.7d | 63.8e | 66.3d |
| RBM02 | 60.8e | 60.1f | 70.1e | 68.7e | 65.5e | 65.8f | 62.9e | 67.5f | 61.5f | 63.4e | 64.1d | 67.4d | 63.1e |
| L01 | 52.9g | 48.5h | 51.7h | 57.2g | 54.4f | 52.7g | 51.2g | 58.2g | 54.4h | 56.8f | 55.7f | 54.9g | 56.1f |
| L02 | 56.6f | 49.1g | 54.3g | 53.6h | 52 g | 52.9g | 59.5f | 55.3h | 57.5g | 54.1g | 58.9e | 57.2f | 54.7g |
| L03 | 50.1h | 49.3g | 47.5i | 51.2i | 50.3h | 49.8h | 48.3h | 48.7i | 45.6i | 48.5h | 44.1g | 49.7 h | 45.7h |
| N02 | 20.4i | 22.6i | 21.5j | 23.6j | 20.8i | 20.7i | 26.9i | 22.4j | 21.5j | 19.5i | 17.4h | 20.5i | 22.8i |
| R04 | 10.1j | 10.6j | 9.1l | 9.5k | 8.7k | 10.1j | 9.9j | 9.3k | 8.5k | 9.8j | 7.9i | 9.5j | 8.4k |
| R06 | 9.8j | 10.4j | 10.7k | 9.7k | 9.9j | 9.8j | 10.4j | 10.1l | 8.9k | 9.7k | 8.2i | 9.6j | 10.4j |
| Testigo | 0 k | 0 k | 0 m | 0 l | 0 l | 0 k | 0 k | 0 m | 0 l | 0 l | 0 j | 0 k | 0 l |
¥= letras diferentes en las columnas indican diferencias significativas según la prueba post-hoc LSD de Fisher (p< 0.05).
Los COV’s producidos por bacterias como el disulfuro de dimetilo, dimetilhexadecilamina, alcohol feniletil, furan 2 -etil-5- metil, entre otros y, los producidos por levaduras como el 2-metil-1-propanol, 3-metil-1-butanol, 2-metil-1-butanol, entre otros, ya han sido reportados en la inhibición de fitopatógenos (Hernández-León et al., 2015; Raza et al., 2016b). En general, la actividad antimicrobiana de estos compuestos se atribuye a su interacción con la membrana celular del fitopatógeno, la cual, irrumpe la aceleración de la difusión de sus iones y metabolitos esenciales de su membrana (Heipieper et al., 1994).
Finalmente, el manejo de las enfermedades ocasionadas por hongos fitopatógenos en las plantas a través de microorganismos antagónicos es una prioridad a nivel mundial (Bardin et al., 2015; Stenberg et al., 2015; Van Bruggen y Finckh, 2016). Este es el primer estudio en demostrar el potencial antagónico de bacterias marinas de las especies Stenotrophomonas rhizophila, Bacillus amyloliquefaciens y B. subtilis y de levaduras marinas de las especies Debaryomyces hansenii, Cryptococcus diffluens y Rhodotorula minuta hacia diferentes hongos fitopatógenos de suelo y plantas, superando la inhibición de los diferentes fungicidas sintéticos utilizados en este trabajo.
En estudios posteriores se estudiará los mecanismos antagónicos (ej. competencia de espacio y nutrimentos, enzimas hidrolíticas, sideróforos, entre otros) de las mejores cepas marinas de bacterias y levaduras, además se determinará in vivo su capacidad de control hacia las enfermedades ocasionadas por hongos. La selección de los mejores microorganismos marinos como agentes antagónicos puede ser una alternativa en la producción de alimentos de una manera sustentable, reduciendo la dependencia de los fungicidas sintéticos y bajando los costos de producción de los cultivos.
Conclusiones
La mayor capacidad antagónica de las diferentes cepas marinas de bacterias y levaduras hacia los diferentes hongos fitopatógenos, se observó con la cepa KM01 de la bacteria S. rhizophila, la cual, inhibió entre 90 a 94% la germinación de esporas y entre un 90 a 98% el crecimiento micelial de los hongos Colletotrichum gloeosporioides, Penicillium italicum, P. digitatum, Alternaria solani, Fusarium oxysporum, Neoscytalidium dimidiatum, A. alternata, F. solani y Curvularia sp., superando al efecto de los fungicidas sintéticos. Dentro de las levaduras marinas destacaron las cepas L01, L02 y L03 de D. hansenii. La eficiencia antagónica de los microorganismos marinos sugiere que pueden ser una opción a mediano plazo en el manejo de enfermedades ocasionadas por hongos fitopatógenos.
