nueva página del texto (beta)
Español (pdf)
Artículo en XML
Referencias del artículo
Traducción automática
Enviar artículo por email
Citado por SciELO 
Similares en
SciELO 
Permalink
INTRODUCCIÓN
Las primeras plantaciones de nogal en la Comarca Lagunera se establecieron en 1948 (Potisek et al. 2010), actualmente el valor de la producción de nuez ocupa el primer lugar entre los frutales de la región, con valor aproximado de 200 millones de pesos (García et al. 2009); superficie cosechada de 5 534 ha y producción de 7 600 toneladas (SIAP 2015). El nitrógeno (N) es el elemento de mayor demanda en las plantas, constituye un factor limitante para su desarrollo y crecimiento, siendo esencial para aumentar la producción y mejorar la calidad. Este macro nutriente altera la composición de las plantas, pudiendo modificar el contenido de azúcares, proteínas y lípidos (Okumoto y Pilot 2011, Slawomir 2017). La mayor parte del N en el suelo se asimila en forma de compuestos orgánicos como proteínas, lignina o quitina, que no pueden ser directamente utilizadas por las plantas, sino que requieren un proceso de polimerización por parte de microorganismos especializados, para convertirse en N orgánico o mineral (Farrell et al. 2014, Liu 2016). El N es abundante en las plantas, y dentro de las formas de nitrógeno orgánico se encuentran las proteínas solubles, siendo esencial este macro nutriente para el establecimiento de nuevas estructuras celulares, metabólicas y de codificación genética; mientras que su falta y/o deficiencia produce disminución del crecimiento (Tan-Wilson y Wilson 2012, Slawomir 2017).
Trabajos recientes enfocados en la fenología de los árboles a lo largo de un ciclo, consideran que los procesos fisiológicos no son regulados solo por la temperatura (Wildhagen et al. 2010, Heide 2011, Rohde et al. 2011). Para un mejor conocimiento del comportamiento fenológico de los árboles, debe tomarse en cuenta que el nitrógeno estacional es afectado por la temperatura (Wildhagen et al. 2013). Mientras que la asimilación del nitrógeno por las raíces se regula por su disponibilidad en el suelo y la demanda para el crecimiento y desarrollo del árbol completo (Millard 1996). Entre los factores de demanda de nitrógeno para el desarrollo y crecimiento se encuentra la fructificación (Rennenberg y Geꞵler 1999), el desarrollo foliar y radicular (Silla y Escudero 2003), y la senescencia (Kunkle et al. 2009). Además de factores externos, como la salinidad (Gimeno et al. 2009), el calor, la sequía (Rennenberg et al. 2006), el nitrógeno atmosférico y la concentración de ozono (Nair y Padmavathy 2014, Rashied et al. 2015, Hewittac et al. 2016, Rebouças et al. 2017), factores que son de particular importancia para el desarrollo del nogal en la región de estudio.
Las proteínas solubles son uno de los principales componentes orgánicos del protoplasma, las cuales son moléculas complejas que contienen nitrógeno, diferentes unas de otras por su forma, tamaño, propiedades de superficie y función (Miao y Jiang 2007). Tienen en común que se forman a partir de los aminoácidos, tienen propiedades coloidales y son anfóteras (Yokoyama et al. 2016). Una parte de estas proteínas insolubles se integran en diferentes estructuras celulares, principalmente en las membranas y paredes de los diferentes compartimentos celulares. De todas las proteínas de las células vivas, alrededor del 30% corresponde a este tipo de proteínas estructurales (Sauter y Wellenkamp 1998, Pasiakos et al. 2015); mientras que el resto se encuentran como proteínas solubles, las cuales juegan un papel esencial en las secuencias metabólicas y en los órganos perennes, debido a que realizan funciones de almacenamiento de nitrógeno (Valenzuela et al. 2010, Valenzuela et al. 2011, Wan-Ze et al. 2012).
Las proteínas de reserva vegetativas (PRV) son depósitos de nitrógeno importantes en muchas plantas, estas fueron descritas por primera vez en semillas, por su papel en el suministro de nitrógeno a las plántulas al iniciar el crecimiento (Staswick 1994). Se acumulan en grandes cantidades en hojas, tallos tubérculos y raíces (Avice et al. 2011, Xue et al. 2016). En muchas especies leñosas se localizan principalmente en el parénquima del xilema y floema, almacenándose en mayor proporción durante el otoño e invierno en órganos perennes y luego desaparecen cuando se reanuda el crecimiento en la primavera (Valenzuela et al. 2010, Valenzuela et al. 2011, El Zein et al. 2011). En los árboles caducifolios, durante la etapa de letargo, las raíces y los tallos alcanzan el máximo nivel de almacenamiento de reservas, las cuales disminuyen en la brotación de yemas, y en las primeras etapas de crecimiento de brotes y hojas (Martínez et al. 2013). La concentración de reservas disminuye durante el desarrollo vegetativo, se presenta una cantidad máxima de éstas al final del verano y principios de otoño (El Zein et al. 2011, Valenzuela et al. 2011, Valenzuela et al. 2014). Dadas las características de frutal caducifolio y la escasez de estudios relacionados con la fisiología de frutales caducifolios, el objetivo del estudio fue analizar el comportamiento de las proteínas totales solubles y PRV en las etapas fenológicas de letargo y producción, de órganos perennes de nogal Carya illinoensis Koch.
MATERIALES Y MÉTODOS
Área de estudio
El estudio se llevó a cabo en la huerta experimental de la Universidad Autónoma Agraria Antonio Narro Unidad Laguna en Torreón, Coahuila, ubicada a 25° 33' 22.63" LN y 103° 22' 07.77" LO. Se encuentra bajo manejo agronómico con riego por inundación con agua de pozo, la edad de los árboles en promedio es de 40 años, la variedad establecida es Western, la densidad de plantación es de 100 árboles ha-1 establecidos en marco real. El calendario incluye ocho riegos con intervalos de 12 a 47 d, dependiendo de la etapa fenológica con lámina de riego total de 748 mm al año. El pH del agua es de 8.2 y la conductividad eléctrica de 1 480 microohmios cm-1. El clima de la región es seco desértico con precipitación media anual de 230 mm (IMTA 2013) y altitud de 1 120 m (INEGI 2012).
Muestreo
El muestreo se realizó de forma sistematizada, seleccionando los árboles y muestras al azar. Para ello, se eligieron cuatro árboles adultos de forma intercalada en la parte media de la parcela para evitar el efecto de borde. En cada árbol se tomaron dos muestras de cada parte muestreada, de la raíz principal se tomó a 40 cm de profundidad, del tronco a una altura de 1.30 m, de la rama se tomaron a un metro de la parte donde se diferencian las ramas, y del crecimiento anual las muestras se tomaron del brote emitido por el árbol el año en que se realizó el estudio. Los muestreos se realizaron en las etapas fenológicas de producción (cuando el árbol se encuentra en fructificación y presenta el máximo crecimiento vegetativo, a los 60 DDF (días después de floración)) y en letargo (cuando el árbol se encuentra defoliado sin crecimiento vegetativo aéreo, a los 210 DDF). Las muestras de tronco y ramas se tomaron con un taladro Pressler en forma de virutas, mientras que las muestras de crecimientos anuales se obtuvieron con la ayuda de un serrucho convencional y las muestras de raíz se obtuvieron por extracción con la ayuda de un serrucho convencional, realizando una zanja a 40 cm de profundidad para localizar la raíz principal.
Las muestras se limpiaron y se colocaron en bolsas de aluminio perforadas, que se etiquetaron y almacenarse en una hielera, para luego congelarlas en nitrógeno líquido y almacenarlas en un ultracongelador (Reveo Value Plus® ThermoScientific®) a -70 oC para detener todos los procesos bioquímicos en los tejidos, posteriormente se liofilizaron en un liofilizador (Labconco Freezone Triad® Freeze Dry Systems ®) durante siete días a -40 oC; para deshidratar las muestras por sublimación. Las muestras liofilizadas se pulverizaron con un molino de cuchillas (Fritsch® Pulverisette 15®), para obtener un polvo fino. Para luego tomar 10 mg de materia seca en microtubos (MCT-200-C Clear Axygen Scientific®).
Determinación de proteínas totales solubles
La extracción y cuantificación de proteínas se realizó por el método de Bradford (1976). Para lo cual se preparó una solución de extracción (0.1 M KH2PO4, 0.1 M Na2HPO4 5 mM DTT, 0.3% (m/v) PEG y 13 mg PVP). De la que se agregó 1 mL a los microtubos que contenían los 10 mg de materia seca, para luego colocar un balín de acero a cada uno de los microtubos y agitar en un vortex (Maxi Mix II® Thermo Scientfic®) durante 3 min para romper las paredes celulares, posteriormente los microtubos se centrifugaron en una centrífuga Spectrafuge 16M® Labnet® a 10 000 rpm a o4 Cdurante 15 min, para luego extraer 500 μL de cada microtubo y colocarlos en celdillas de lectura y agregar 500 μL de la solución Quickstart® Bradford®, agitar y dejar reposar por 5 min a temperatura ambiente. La lectura se realizó a absorbancia de 595 nm en un espectrofotómetro UV-Visible (Genesys 20® Thermo Scientific®). La curva de calibración para determinar la concentración de proteínas totales solubles se realizó con Bovine Serum Albumine (BSA) como estándar con una R2 de 0.9912.
Electroforesis en gel de poliacrilamida
Las proteínas presentes en los extractos se usaron para llevar a cabo la electroforesis en gel de poliacrilamida al 15%. Las soluciones se desnaturalizaron a temperatura de 50 oC por 3 min, centrifugaron a 12 000 rpm durante 5 min y añadieron 40 μL de cada una de las soluciones al gel de acrilamida dentro de la cámara de electroforesis con solución amortiguadora de corrida: Tris base 0.025 M, glicina 0.192 M y SDS al 0.1% (Laemmli 1970). La electroforesis se realizó aplicando una corriente de 120 V, durante 4 h, cuando el frente del colorante (azul de bromofenol) llegó al margen inferior del gel se suspendió la electroforesis. Después de retirar el gel de la cámara de electroforesis, se sumergió por un día en solución azul de Coomasiie al 0.1%, metanol al 50% y ácido acético al 10%. Al día siguiente se decoloró con una solución de metanol al 5% y ácido acético glacial al 7% para eliminar el fondo azul del gel y visualizar los polipéptidos coloreados en un transluminador de luz blanca.
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
En la etapa de producción, las ramas presentaron la mayor concentración de proteínas (31.23 mg g-1 de MS) seguida de la raíz (28.78 mg g-1 de MS), el crecimiento anual (26.58 mg g-1 de MS) y el tronco (26.24 mg g-1 de MS) (Tabla 1). En la etapa de letargo, el crecimiento anual tuvo la mayor concentración (39.27 mg g-1 de MS), seguido de la raíz (36.26 mg g-1 de MS), la rama (31.23 mg g-1 de MS) y el tronco (30.91 mg g-1 de MS). Estos resultados sugieren una acumulación preferencial en las partes aéreas, lo que es un comportamiento inverso a lo observado por Martínez et al. (2013), debido a que estas reservas permanecen en los tejidos aéreos con la finalidad de ser utilizadas para la respiración durante el invierno (El Zein et al. 2011, Valenzuela et al. 2011, Valenzuela et al. 2014).
Tabla 1 Prueba de Mann-Whitney para la concentración en miligramos de proteína por gramo de materia seca de raíz, tronco, rama, y crecimiento anual (CA) en nogal pecanero (Carya illinoensis).
Para la PRV en geles SDS, se detectó un polipéptido de 20 kDa en la etapa de letargo (Figura 1), que se presenta en una cantidad importante con respecto a los otros polipéptidos, que está ausente en el crecimiento vegetativo y en letargo. De acuerdo con la definición de Chapín et al. (1990) el polipétido detectado corresponde a una PRV, por el valor de 20 kDa del polipéctido se encuentra dentro de los valores reportados para la PRV de otras especies de árboles, con valores en masa molecular que varía entre 15 y 45 kDa (Gómez y Faurobert 2002, Valenzuela et al. 2011, El Zein et al. 2011, Tian et al. 2011, Pettengill et al. 2013).
NA=Muestra tomada, MP=Marcador.
Figura 1 Perfil de electroforesis en gel de poliacrilamida de proteínas en tejidos de raíz y tronco de árboles de nogal (Carya illinoensis) (letargo y producción).
Los resultados del análisis de las proteínas de los diferentes órganos entre las etapas fenológicas de producción y letargo muestran diferencias significativas en la concentración de proteínas en la raíz (U= 11.000, P= 0.027), pero no se detectaron diferencias significativas entre los órganos (Tabla 1 y Figura 2). Estos resultados coinciden con los reportados para especies caducifolias por Martínez et al. (2013), El Zein et al. (2011), Valenzuela et al. (2011) y Valenzuela et al. (2014). Durante el invierno, se activa el crecimiento en los tejidos de la raíz en los árboles deciduos, al mismo tiempo que el crecimiento de la biomasa aérea (tronco, ramas) se detiene; mientras que en verano se presenta este comportamiento de manera inversa (Valenzuela et al. 2010). Se encontró que la raíz en la etapa de letargo fue el órgano vegetal que presentó la mayor concentración de proteínas. Al respecto, Barbaroux et al. (2003) menciona que las reservas se concentran y tienen mayor demanda en los crecimientos anuales, lo que favorece el desarrollo vegetativo de la planta, lo que se observó en el presente estudio.
