Material vegetal

Se colectaron semillas de guanábana de huertas en Oxkutzcab, Yucatán, México ubicados entre los paralelos 20^o 21’ y 19^o 58’ LN y los meridianos 89^o 22’ y 89^o 46’ LO. Las cuales se desinfestaron con hipoclorito de sodio al 2% durante 5 minutos, seguidos de tres lavados con agua estéril. Posteriormente se sembraron en charolas de poliestireno de 200 cavidades que contenían sustrato estéril Cosmopeat^®.

Consorcios de HMA evaluados

Se evaluaron cinco tratamientos conformados por tres consorcios de HMA: T1Riz (Rizofermic^®) integrado por Acaulospora morrowiae Spain & N.C. Schenck, A. spinosa C. Walker & Trappe, A. scrobiculata Trappe, Funneliformis mosseae C. Walker & A. Schuessler, F. geosporum C. Walker & A. Schluessler, Gigaspora rosea T. H. Nicolson & N. C. Schenck, Gi. decipiens I. R. Hall & L. K. Abbott, Glomus macrocarpum Tul. & C. Tul. Rhizophagus aggregatum C. Walker (antes G. aggregatum), Rhizophagus intraradices C. Walker & A. Schluessler, Cetraspora pellucida Oehl, F.A. Souza & Sieverd (antes Scutellospora pellucida) y Claroideoglomus etunicatum C. Walker & A. Schüßler. T2Bio (Biofert^®) integrado por Septoglomus constrictum (antes Glomus constrictum), Sieverdingia tortuosa Błaszk (antes G. tortuosum), F. geosporum (antes G. geosporum) A. scrobiculata y Gi. Margarita. T3Nat (nativo) integrado por Glomus ambisporum G.S. Sm. & N.C. Schenck, G. pustulatum Koske, Friese, C. Walker & Dalp, Claroideoglomus claroideum C. Walker & A. Schussler, F. geosporum y Ambispora gerdemannii C. Walker aislados de suelo proveniente de la selva baja caducifolia del estado de Yucatán, en la reserva ecológica Cuxtal, con ubicación de 20◦ 52’ 07.44” LN y 89◦ 36’ 51.64” LO (^{Herrera-Parra et al. 2021}). Además, se incluyeron dos tratamientos testigos; T4Fer (Fertilización Química) Poly feed® (19-19-19, NPK) en dosis de 2 g L⁻¹ de agua, aplicado cada ocho días después del trasplante y T5T (sin Fertilización Química y sin consorcios de HMA).

Establecimiento del experimento

Se desinfectó el suelo por arrastre de vapor, primero se llenaron costales con suelo y se depositaron sobre una rejilla, contenida dentro de un tambor, provista de agua corriente hasta la altura de la rejilla, enseguida se humedecieron los costales con agua y se encendió con fuego al tambor hasta 100C. A partir de ese momento, se contabilizó 1 hora y se mantuvo la temperatura constante. Este proceso se realizó por tres días consecutivos (^{Herrera-Parra et al. 2018}). Posteriormente, en bolsas negras para vivero con capacidad de 2 kg, se depositaron 500 g de suelo estéril y enseguida se aplicaron 3 g como inóculo de los HMA que contenían 65 esporas y fragmentos de raíces colonizadas por los HMA. La inoculación se repitió dos veces por cada 500 g de suelo que se depositaron en las bolsas. Enseguida se trasplantó una plántula de guanábana de 60 días después de germinada.

Variables evaluadas

Para estimar el efecto de los tratamientos se realizaron cuatro mediciones a los; 30, 90, 150 y 210 días posteriores a la inoculación (dpi) de los HMA. Las variables de crecimiento evaluadas fueron: altura de planta, diámetro de tallo, número de hojas y área foliar medida con un medidor de área foliar portátil modelo LI-3000 C (LI-COR, Inc. Lincon, Nebraska). A los 210 dpi de los HMA se evaluaron las variables fi- siológicas: conductancia estomática (µmol m⁻² s⁻¹), carbono intercelular (µmol mol⁻¹), tasa transpiratoria (µmol m⁻² s⁻¹), tasa fotosintética (µmol m⁻² s⁻¹) y contenido de clorofila (en 10 plantas por tratamiento). Las mediciones se realizaron con un equipo de determinación de intercambio de gases (Marca LICOR Modelo LI-6400). También se estimó el porcentaje de colonización total micorrízica en cuatro plantas por tratamiento; las raíces se lavaron con agua corriente y se tiñeron de acuerdo con la técnica de ^{Phillips y Hayman (1970)}. Con las raíces teñidas se realizaron preparaciones permanentes para observar estruc- turas en el microscopio (micelio, esporas, vesículas y enrollamientos) de acuerdo con ^{McGonigle et al. (1990)}. Por último, se realizó un muestreo destructivo de dos plantas por tratamiento y se estimó la acumulación de fósforo en follaje, por espectrometría de luz UV-visible GBC.

Diseño experimental y análisis estadístico

Los tratamientos se distribuyeron en un diseño experimental completamente al azar, cada tratamiento constó de 40 plantas como unidad experimental, mismas que constituyeron las repeticiones. Con la información que se generó se realizaron análisis de varianza. Para los datos que no cumplieron los supuestos de normalidad, se realizaron transformaciones mediante raíz cuadrada de arcoseno (y = arsin(sqrty/100)). Cuando se es- timaron diferencias estadísticas, se realizaron comparaciones de medias mediante el método de Tukey (P ≤ 0.05). Los análisis se realizaron con los programas Info Stat y SigmaPlot 11.00 versión libre.

Variables fisiológicas

Las plantas de los tratamientos T4Fer y T5T registraron los valores más bajos de unidades SPAD. La comparación de medias (Tukey P ≤ 0.05) para los tratamientos T1Riz, T2Bio y T4Fer no indicó diferencia estadística, aunque las inoculadas con el tratamiento T3Nat mostraron los mayores niveles de unidades SPAD, lo que fue fundamental para promover el crecimiento de las plantas (Tabla 2). En los tratamientos T1Riz y T2Bio se estimó una asimilación de CO₂ (3.35 y 3.29 µmol m⁻² s⁻¹) mayor que los tratamientos T4Fer y T5T (- 0.12 y 0.48 µmol·m⁻²·s⁻¹). Pero con el tratamiento T3Nat mejoró la asimilación de CO₂ (4.30 µmol·m⁻²·s⁻¹). Con relación a la conductancia estomática los mayores valores se obtuvieron en las plantas inoculadas con el tratamiento T1Riz (0.05 µmol m⁻² s⁻¹), T2Bio (0.04 µmol m⁻² s⁻¹) y T3Nat (0.05 µmol m⁻² s⁻¹) mientras que, en la variable de transpiración, las plantas de los tratamientos que incluyeron HMA, mostraron tasas superiores a las no micorrizadas (2.076 mmol m⁻² s⁻¹) (Tabla 2). Este efecto se ha registrado en plantas micorrizadas, donde éstas mejoraron la absorción y trasporte de agua (^{Machineski et al. 2018}). Lo que hace suponer que, cuando hay una simbiosis funcional con las inoculaciones microbianas, la fotosíntesis se hace eficiente porque se mantienen en equilibrio el intercambio de gases modulado por la RubisCO, ya que, en los tratamientos de menor tasa fotosintética, se estimaron los mayores niveles de CO2 en los espacios intercelulares generado por el carbono intercelular (Tabla 2), lo que indica menor eficiencia de esta enzima (^{Porcel et al. 2015}). Efectos también reportados en guayaba (Psidium guajava L.) (^{Quiñones-Aguilar et al. 2020}).

Colonización y acumulación de P

Los HMA colonizaron las raíces de las plantas de guanábana y favorecieron la acumulación de P en la biomasa foliar con diferencias significativas (P ≤ 0.01) entre tratamientos. El mayor porcentaje de colonización total se presentó en las plantas inoculadas con el tratamiento T3Nat, en las que se acumuló en promedio hasta 1 204.53 mg kg⁻¹ de P en promedio que fue estadísticamente igual al tratamiento T4Fer donde se acumuló 1 346.71 mg kg⁻¹ de P. Los tratamientos, T1Riz y T2Bio, mostraron la misma capacidad de colonización y lograron hasta un 36.75% de colonización total y favorecieron la acumulación en promedio 894.73 mg kg⁻¹ de P. Las plantas del tratamiento T5T, mostraron en promedio las menores acumulaciones de P (279.99 mg kg⁻¹) y colonización total de hasta 5.4% (Tabla 3).

Se sabe que en la interacción planta-HMA cuando se establece la simbiosis, existe diferente capacidad para translocar P, modulado por aspectos fisiológicos y moleculares (^{Ronsheim 2016}, ^{Avio et al. 2017}). En A. muricata la inoculación de Gigas-pora margarita y Rhizophagus clarus C. Walker & A. Schuessler (antes G. clarus) favorecieron mayor traslocación de P (^{Samarão et al. 2011}). En esta misma especie la inoculación combinada de A. colombiana, A. scrobiculata en combinación con composta de cacao, colonizaron hasta el 50% de las raíces y favorecieron la acumulación de P de 16.64 mg por planta⁻¹ mientras que en las plantas testigo fue de 2.59 mg por planta⁻¹ de P (^{Gomes-Junior et al. 2018}). Con A. cherimola a los 120 días después de la inoculación de consorcios HMA nativos reportaron bajos porcentajes de colonización de 6.04 a 2.72%. Pero solo el 33% de los consorcios fueron capaces de mejorar la translocación de P, hasta 0.19%, y promover el crecimiento de las plántulas (^{Viera et al. 2017}). Por lo que ^{Alonso-Contreras et al. (2013)} sugieren que la traslocación y acumulación de P, está relacionada con la funcionalidad simbiótica, con el contenido de P en el suelo y el suministrado por los fertilizantes solubles. También cuando hay niveles bajos de fosfolípidos en la membrana celular, lo que favorece exudación radicular y mejoran la colonización intrarradical del hongo (^{Gosling et al. 2010}, ^{Nouri et al. 2014}). En estas condiciones los HMA son eficientes para captar, translocar P y promover el crecimiento vegetal (^{Arriaga et al. 2012}), como se observó con el tratamiento T3Nat, que causó la mejor respuesta de las variables de crecimiento evaluadas.

El mayor crecimiento de plantas de guanábana se obtuvo con la inoculación de consorcios HMA nativos. Con el tratamiento T3Nat se obtuvo el diámetro de tallo recomendado para su injertación a los 210 ddt y se redujo 60 días el tiempo de crecimiento para obtener plantas para su injertación. También, mejoró la acumulación de P. Por lo que se tuvo una simbiosis funcional e interacción compatible de consorcios nativos de HMA con especies locales