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Introducción
Se estima que la producción mundial de pescado en 2020 alcanzó alrededor de 178 millones de toneladas métricas (FAO 2022). La acuicultura aporta el 49% del volumen total mundial de producción de organismos acuáticos y 56% del pescado que se consume en los hogares, es considerado una de las principales fuentes de proteína en todos los continentes (FAO 2022). La FAO en el 2020 menciona que se tienen registros de que a nivel mundial se producen 494 especies reconocidas taxonómicamente en la industria acuícola. En México se cultivan 40 especies nativas y 21 especies de origen exótico (DOF 2023). A nivel global, la gran mayoría de las especies utilizadas con fines de acuicultura son exóticas, estas especies presentan facilidad en su manejo, adaptabilidad y buenos índices de crecimiento (FAO 2022). Debido a lo anterior, es común que no se contemple que estas especies pueden ocasionar alteraciones en los ecosistemas y pueden provocar desplazamiento de especies nativas (Okolodkov et al. 2007). Otro aspecto a considerar con la introducción de especies exóticas es la transmisión de parásitos importados, representando riesgos sanitarios para las especies endémicas, como es el caso de Bothriocephalus acheilognathi (cestodo) parásito introducido junto con la carpa herbívora, procedente de la República popular China y que ha sido reportada en algunas especies nativas (Arredondo y Lozano 2003). La necesidad de expandir el número de especies para acuicultura es de alta relevancia dada la contribución mundial que tiene la producción de organismos acuáticos. La ley general de pesca y acuacultura sustentables en México, cita en el artículo 17 de los principios generales, la importancia de ampliar el número de especies nativas que se cultiven, dando prioridad en todo momento al cultivo de especies nativas sobre las especies exóticas (DOF 2023). Existen investigaciones que mencionan la importancia que tiene la salinidad y la temperatura en los peces, siendo estas las variables más influyentes en el metabolismo, desarrollo gonadal y crecimiento (Piña-Valdez et al. 2015). Los peces eurihalinos pueden vivir en una amplia gama de salinidades ambientales debido a su capacidad para sintetizar nuevas proteínas transportadoras de sal a medida que pasan del agua salada al agua dulce y viceversa. Esto representa un factor importante a tener en cuenta en la gestión y conservación de los ecosistemas acuáticos (Lisboa et al. 2015). En México, el estudio de las especies nativas con potencial acuícola se ha centrado principalmente en las especies marinas, mientras que la acuicultura continental se basa en especies exóticas como la tilapia y la carpa (Basto-Rosales et al. 2019). Sin embargo, existen especies nativas que se encuentran en agua dulce y presentan una alta plasticidad a los cambios salinos con alto potencial productivo, pero han sido poco estudiadas; una de las especies es Dormitator latifrons, un pez nativo eurealino, conocido como dormilón gordo del Pacífico, chopopo, chame, puyeque o popoyote (Vega-Villasante et al. 2021).
Se distribuye desde el sur de California hasta Perú (Basto-Rosales et al. 2019, Vega-Villasante et al. 2021); se desarrolla en climas tropicales y sub-tropicales (Loor-Risco 2000). Es un organismo de hábitos principalmente detritívoros (Larumbe 2002). Se caracteriza por su alta resistencia fisiológica, lo que le permite sobrevivir en lugares donde se presentan concentraciones bajas de oxígeno disuelto, amplio intervalo de temperatura (Todd 1973, Castro-Rivera et al. 2005) y variaciones de salinidad (Chang 1984, Zapata et al. 2019); es común encontrarlo en aguas salobres (Vega-Villasante et al. 2021). A pesar de ser una especie con alto potencial productivo ha sido poco estudiado. Actualmente, se desconoce cuáles son las condiciones de crecimiento en agua salobre y dulce de esta especie, por lo tanto, el objetivo de esta investigación fue evaluar el efecto de diferentes concentraciones de salinidad (0, 10, 20 y 33 ups) en el crecimiento, desempeño productivo y bienestar animal de juveniles de Dormitator latifrons en un sistema de recirculación de agua con condiciones controladas.
Materiales y métodos
Se colectaron 500 juveniles de Dormitator latifrons provenientes de la laguna el Quelele en Nayarit, México. Posteriormente, fueron transportados en contenedores plásticos de 1000 L con aireación constante, al Laboratorio de Calidad de Agua y Acuicultura Experimental del Centro Universitario de la Costa de la Universidad de Guadalajara. Una vez en el laboratorio se colocaron durante 15 días en estanques plásticos de 1700 L donde se mantuvieron en tratamiento químico preventivo con triclorfón (Neguvon, Bayer R®) a concentración de 0.3 ppm, para eliminar la posible presencia de endoparásitos y ectoparásitos (Vega-Villasante et al. 2017). Los peces se alimentaron durante 15 días dos veces al día en un horario de 9:00 y 16:00 utilizando alimento comercial para tilapia Grow fish Tilapia 2 y Grow fish Tilapia 4 con 35% proteína y 5.5% de lípidos. Posterior al proceso de cuarentena, los peces fueron seleccionados de forma aleatoria y colocados en estanques de 600 L de capacidad. Para el experimento se utilizaron cuatro tratamientos experimentales con agua previamente preparada a 0,10, 20 y 33 UPS (Unidades Prácticas de Salinidad), cada uno por triplicado y organizados completamente al azar. Posteriormente, se realizaron las biometrías iniciales: promedio en peso (36.0 ± 0.03 g), longitud (12.6 ± 0.07 cm). Se colocaron 25 peces por unidad en 12 unidades experimentales (UE) en total. Las UE se encontraban conectadas a un sistema de recirculación de manera individual a un sistema de biofiltración tipo Canister. Se empleó un fotoperiodo de 12 h luz:12 h de oscuridad. Al inicio y al final del experimento se llevó a cabo una biometría para la obtención de parámetros de crecimiento. Para calcular el peso vivo, se utilizó una balanza (precisión de ± 0.5 g) y para la longitud total se utilizó un ictiómetro (precisión de ± 0.1 cm) midiendo desde la punta del hocico hasta el extremo de la aleta caudal. Durante 120 días se observaron los estanques para determinar la mortalidad de los organismos, como también se realizó sifoneo para retirar restos de comida y heces. Todos los días se midieron los parámetros fisicoquímicos del agua (oxígeno, temperatura, pH y salinidad) de cada UE. Al final del bioensayo se realizó evaluación del rendimiento productivo de Dormitator latifrons utilizando los siguientes índices y parámetros productivos:
Ganancia en peso (GP):
Donde: Pf = Peso final y Pi = Peso inicial.
Tasa Específica de Crecimiento (TEC) =
Donde: In = logaritmo, Pf = Peso final, Pi = Peso inicial y t = tiempo.
Coeficiente termal de crecimiento (CTC)
Donde: pf = peso final, pi = peso inicial, T = temperatura y D = días.
Factor de conversión alimenticia (FCA) =
Donde: Ai = Alimento inicial y Pg = Peso ganado
Índice de fulton (K)
Donde: P = peso y L = longitud
Porcentaje de supervivencia =
Donde: Ni = número inicial y Nf = número final
Determinación de indicadores de bienestar animal
Como indicadores de bienestar se determinaron los parámetros hematológicos, al final del tiempo de experimentación, seleccionando ocho peces de cada unidad experimental con cuidadosa manipulación para minimizar el estrés de los organismos. Se capturaron con una red de cuchara (50*34 cm), posteriormente, se colocaron en un recipiente con una infusión de clavo (1 g L-1) para ser anestesiados, hasta presentar nado errático (García-Gómez et al. 2002), se removieron del recipiente y se les cubrieron los ojos para realizar una punción en la vena caudal, siguiendo el método propuesto por Stoskopf (1993). Las muestras de sangre se dividieron en dos contenedores, la primera parte de la muestra fue colocada en microtainers con anticoagulante K2EDTA y la segunda en viales de 1.5 mL sin anticoagulante. Con el contenido de los microtainers se evaluaron los parámetros hematológicos: estallido respiratorio mediante la reducción de nitroazul de tetrazoilo de acuerdo con lo descrito por Ibrahem et al. (2010) para lo cual se colocaron 100 μL de sangre con K2EDTA en viales de plástico de 1.5 mL, después se agregaron 100 μL de la solución de nitroazul de tetrazoilo al 0.2% y se incubaron por 30 minutos a temperatura ambiente. De esa mezcla, se tomaron 50 μL y se colocaron en 1 mL de N-dimetil formamida para después centrifugar a 2000 G durante 5 minutos y posteriormente, se leyó en el espectrofotómetro a una absorbancia de 620 nm. El hematocrito (Hct (%)) fue analizado por técnica de microhematocrito, utilizando capilares de cristal con un volumen de sangre al 70% de su capacidad (60 μL), los cuales fueron sellados en un extremo para después centrifugarse a 4000 G durante 10 minutos, y por último se determinó el porcentaje de hematocrito con ayuda de un lector circular de hematocrito. Para el recuento total de células, se utilizó 20 μL de sangre con EDTA-K2 después se colocó en 4 mL de solución Natt-Herrick. Se utilizó una cámara de Neubauer de 1/400 mm2 y 1/10 mm de profundidad, se llenó con 5 μL de la dilución. El conteo se realizó utilizando el cuadrado del centro, el cual, está subdividido en 25 cuadrados de 0.2 mm. Cada cuadrado se compone de 16 minicuadrados de 0.05 mm, se seleccionaron únicamente cinco cuadros para el recuento de eritrocitos. Para el conteo de leucocitos se utilizaron cuatro cuadrados grandes de cada esquina, con una superficie de 1 mm2 cada uno, y estos a su vez están subdivididos en 16 cuadrados de 0.25 mm. El proceso anterior se realizó de igual manera para cada unidad experimental. Para el análisis se utilizó un microscopio compuesto AmScope®.
Para el Volumen corpuscular medio (VCM) se calculó mediante la fórmula:
La química sanguínea de cada muestra se analizó mediante espectrofotometría utilizando kits para albumina y proteínas totales de la marca MEXLAB. Además, se calculó la concentración de globulinas (G) por diferencia entre proteínas totales y albuminas (A) calculando para tal efecto la relación A/G. También se analizó glucosa, colesterol y triglicéridos. Todos los datos de las variables de crecimiento, desempeño productivo y bienestar animal se analizaron con pruebas de normalidad y homogeneidad de varianzas con las pruebas de Shapiro-Wilks y Bartlett respectivamente (Sokal y Rohlf 1995) con la finalidad de corroborar que los datos presenten una distribución normal. Posteriormente, se aplicó un análisis de varianza de una vía (ANOVA) para las variables de peso y supervivencia. El nivel de significación establecido fue con un α = 0.05, y para determinar las diferencias estadísticas entre los diferentes tratamientos, se utilizó un análisis de comparación múltiple de Tukey como prueba a posteriori de acuerdo con Sokal y Rohlf (1995). Los análisis estadísticos se determinaron con el programa estadístico SigmaPlot Versión 11.
Resultados
Las variables de calidad del agua se registraron dentro de los rangos óptimos para el desarrollo de organismos acuáticos en ambientes controlados, en donde el promedio de temperatura registrado fue de 28.1 ± 1.0 °C, además, se observó el oxígeno disuelto en el agua, se registró una fluctuación de entre 4.6 ± 1.0 y 5.4 ± 0.8 mg/l en los distintos tratamientos. El pH fluctuó entre 6.8 ± 0.2 a 8.0 ± 2.2. La salinidad (UPS) se mantuvo dentro de los intervalos para cada uno de los tratamientos T0 (0.2 ± 0.1), T10 (10.1 ± 0.8), T20 (20.0 ± 0.5) y T30 (31.2 ± 1.1) (promedio ± DE, respectivamente) (Tabla 1).
Tabla 1 Calidad de agua (promedio ± DE) de juveniles D. latifrons en diferentes salinidades (0, 10, 20 y 33 UPS): oxígeno disuelto (mg/L), salinidad (UPS), temperatura (°C) y pH.
| Tratamientos experimentales | ||||
|---|---|---|---|---|
| Parámetros | T0 | T 10 | T 20 | T 33 |
| Oxígeno disuelto (mg/L) | 5.3 ± 0.9a | 5.4 ± 0.8a | 5.0 ± 0.8a | 4.6 ± 1.0a |
| Salinidad (UPS) | 0.2 ± 0.1a | 10.1 ± 0.8b | 20.0 ± 0.5c | 31.2 ± 1.1d |
| Temperatura (°C) | 28.2 ± 0.8a | 28.1 ± 0.7a | 28.1 ± 0.8a | 28.1 ± 0.8a |
| pH | 8.0 ± 2.2c | 7.0 ± 0.2b | 6.9 ± 0.2ab | 6.8 ± 0.2a |
Letras diferentes dentro de una misma fila indican promedios significativamente diferentes (P < 0.05).
Al finalizar las 12 semanas de experimentación (120 días) los resultados del bioensayo mostraron diferencia significativa (P < 0.05) en el peso promedio por individuo (94.8 ± 2.5 g), ganancia en peso (56.2 ± 1.6 g), tasa especifica de crecimiento (0.80 ± 0.05), coeficiente termal de crecimiento (0.43 ± 0.03), factor de conversión alimenticia (2.34 ± 0.2) en el tratamiento 10 UPS con respecto al tratamientos 0 UPS y con respecto a los tratamientos 20 y 30 UPS no presentaron diferencias significativas entre ellos. En lo que respecta a la supervivencia no se encontraron diferencias significativas (P > 0.05), sin embargo, el tratamiento a 0 UPS presentó el menor porcentaje (90.7 ± 10.06) y el tratamiento a 10 UPS presentó el mayor porcentaje (100 ± 0.0) (P < 0,05). En cuanto al resto de los índices biológicos (longitud final e índice de Fulton) no se encontraron diferencias significativas (P >0.05) entre los tratamientos (Tabla 2).
Tabla 2 Indices biológicos (promedio ± DE) peso inicial y final (g), longitud final/ind (cm), ganancia en peso (g), tasa especifica de crecimiento (TEC), coeficiente termal de crecimiento (CTC), factor de conversión alimenticia (FCA), eficiencia alimenticia (EA), índice de Fulton (K) y supervivencia (%) de juveniles de D. latifrons, utilizando cuatro salinidades experimentales (0, 10, 20 y 33 UPS) en 120 días de experimentación.
| Índices biológicos | Tratamientos experimentales | |||
|---|---|---|---|---|
| T0 | T 10 | T 20 | T 33 | |
| Peso inicial/ind (g) | 35.9 ± 0.1 | 35.9 ± 0.3 | 36.0 ± 0.1 | 36.0 ± 0.2 |
| Peso final/ind (g) | 75.3 ± 2.8a | 94.8 ± 2.5b | 88.9 ± 8.7ab | 82.1 ± 9.7ab |
| Longitud final/ind (cm) | 15.9 ± 03a | 16.7 ± 0.3a | 16.7 ± 0.4a | 16.5 ± 0.5a |
| Ganancia en peso (g) | 41.1 ± 2.1a | 56.2 ± 1.6b | 52.9 ± 7.1ab | 46.1 ± 7.8ab |
| TEC* | 0.61 ± 0.04a | 0.80 ± 0.05b | 0.75 ± 0.06ab | 0.68 ± 0.07ab |
| CTC** | 0.30 ± 0.02a | 0.43 ± 0.03a | 0.39 ± 0.03ab | 0.38 ± 0.04ab |
| FCA*** | 3.01 ± 0.2b | 2.34 ± 0.2a | 2.49 ± 0.3ab | 2.88 ± 0.5ab |
| Indice de Fulton (K) | 1.9 ± 0.02a | 2.0 ± 0.06a | 1.9 ± 0.07a | 1.8 ± 0.04a |
| Supervivencia (%) | 90.7 ± 10.06a | 100 ± 0.0a | 98.7 ± 2.30a | 97.3 ± 2.30a |
*Tasa especifica de crecimiento, **Coeficiente termal de crecimiento, ***Factor de conversión alimenticia. Letras diferentes dentro de una misma fila indican promedios significativamente diferentes (P < 0.05).
En los parámetros hematológicos se encontraron diferencias estadísticas (P < 0.05) en lo que respecta al total de eritrocitos (x 106), en el tratamiento a 20 UPS se presentó el mayor valor (4.33 ± 0.49) y en el tratamiento a 0 UPS el menor valor (2.77 ± 0.13), en cuanto al resto de los parámetros hematológicos, (hematocrito, NBT y leucocitos) y en lo que respecta a la química sanguínea (glucosa, proteínas totales, albumina, colesterol, triglicéridos, globulinas y relación A/G) no se encontraron diferencias estadísticas (P > 0.05) entre tratamientos (Tabla 3).
Tabla 3 Parámetros hematológicos y química sanguínea (promedio ± DE) de juveniles D. latifrons en diferentes salinidades (0, 10, 20 y 33 UPS): Hematocrito, NBT: Nitro-azul de tetrazolio, recuento total de glóbulos rojos y glóbulos blancos, glucosa, proteínas totales, albumina, globulina, relación A/G, colesterol y triglicéridos.
| Parámetros | Tratamientos experimentales | |||
|---|---|---|---|---|
| T0 | T 10 | T 20 | T 33 | |
| Hematocrito (%) | 35.33 ± 5.60a | 43.43 ± 7.64a | 43.33 ± 2.38a | 45.10 ± 2.84a |
| NBT* | 0.14 ± 0.02a | 0.17 ± 0.02a | 0.15 ± 0.02a | 0.17 ± 0.02a |
| Eritrocitos x 106 (cell mm3) | 2.77 ± 0.13a | 3.02 ± 0.21ab | 4.33 ± 0.49c | 3.99 ± 0.23bc |
| Leucocitos x 103 (cell mm3) | 19.33 ± 6.60a | 14.67 ± 3.35a | 16.33 ± 5.56a | 19.50 ± 2.50a |
| VCM** (fL) | 127.77 ± 19.67a | 143.65 ± 20.97a | 100.93 ± 6.96a | 134.40 ± 18.46a |
| Glucosa (mg dL-1) | 96.28 ± 3.04a | 115.31 ± 0.01a | 113.11 ± 0.03a | 114.61 ± 0.02a |
| Proteína total (g dL-1) | 4.23 ± 0.02a | 6.29 ± 0.12a | 5.09 ± 0.97a | 5.53 ± 0.06a |
| Albumina (g dL-1) | 3.03 ± 0.05a | 2.61 ± 0.91a | 2.61 ± 0.91a | 2.84 ± 0.06a |
| Globulina (g dL-1) | 2.14 ± 1.06a | 1.41 ± 0.37a | 2.25 ± 0.85a | 3.02 ± 0.71a |
| Relación A/G | 1.74 ± 0.65a | 1.81 ± 0.16a | 1.70 ± 1.42a | 0.97 ± 0.31a |
| Colesterol (mg d dL-1) | 336.09 ± 95.78a | 192.86 ± 20.06a | 214.70 ± 39.18a | 184.79 ± 38.25a |
| Triglicéridos (mg d dL-1) | 220.45 ± 19.85a | 354.21 ± 22.31a | 250.90 ± 17.67a | 219.36 ± 13.18a |
* Nitro-azul de tetrazolio, ** Volumen corpuscular medio. Letras diferentes dentro de una misma fila indican promedios significativamente diferentes (P < 0.05).
Discusión
Los resultados del presente estudio muestran que, bajo condiciones controladas de laboratorio, la salinidad influye en el crecimiento de D. latifrons ya que a 10 UPS se obtuvo el mejor crecimiento en el bioensayo, lo que demuestra su capacidad eurihalina de este organismo. Por otro lado, estos resultados coinciden con lo mencionado por Sampaio y Bianchini (2002), donde hacen referencia a que los peces eurihalinos, presentan un punto isosmótico generalmente entre las salinidades de 10 y 13 UPS donde no se ve afectado su metabolismo producto de la salinidad y el gasto energético que conlleva el proceso de osmorregulación. Al respecto, Roberts y Ellis (2001) mencionan que las modificaciones morfofuncionales osmoreguladoras en la gran mayoría de los peces, son realizadas mediante un gasto energético extra, esto se lleva a cabo al tratar de igualar sus fluidos corporales internos con los que los rodena, dando un trasporte activo de iones para mantener el medio interno, con esto se podría suponer que a D. latifrons le resulta adecuado mantenerse a salinidades bajas (10-15 UPS) sin llegar al agua completamente dulce, ya que podría estar gastando más energía en su metabolismo de osmorregulación. De acuerdo con Mena et al. (2002) reportan que el crecimiento del hibrido de Oreochromis mossambicus x O. niloticus en distintas concentraciones salinas (0, 15, 25 y 35 UPS) no se encontraron diferencias significativas entre los tratamientos de agua dulce y de los expuestos a salinidad, sin embargo, en el crecimiento hubo una tendencia a provocar una disminución en peso conforme se incrementa la concentración de la salinidad a partir de 15UPS. Sobre lo mismo Zapata et al. (2019) registraron que D. latifrons presenta una rápida respuesta fisiológica a cambios químicos en el agua, es decir, recuperar su homeostasis y se adapta a una nueva situación producto de cambios bruscos de salinidad, esto se dio al observar que los peces trasladados de agua dulce a agua salada (15, 25 y 33 UPS) obtuvieron supervivencias del 100% y de igual manera si los peces se encontraban expuestos a salinidades altas y su cambio a concentraciones de 0 UPS existían supervivencias del 100%, concluyendo que D. latifrons presenta una rápida adaptabilidad a los cambios bruscos salinos. Por otro lado, Neill (2011) registro el crecimiento a diferentes salinidades (0, 10, 20 y 30 UPS) para juveniles de lenguado (Platija europea). No se encontraron diferencias significativas en cuanto al efecto de la salinidad en el crecimiento, por lo que concluyen que el gasto energético y el posible estrés al que están sometidos los organismos producto del cambio salino que lleva a cabo la Platija europea es mínimo y que podría ser cultivado en distintas salinidades, sin embargo, no se realizaron estudios de parámetros hematológicos y química sanguínea que den un panorama más claro sobre posible estrés al que están siendo expuestos producto del amplio rango salino en el que podrían ser cultivados.
El estrés producto de los cambios salinos y de las condiciones fisiológicas que sufre el organismo no siempre se reflejan en los índices de crecimiento. El recuento de glóbulos rojos o eritrocitos, recuento de leucocitos y volumen corpuscular medio (VCM), así como la bioquímica sanguínea, pueden ser usados como indicativos de las condiciones fisiológicas para diagnosticar cuadros patológicos y situaciones de estrés en todas las especies, ya que son indicadores rápidos de perturbaciones fisiológicas o ambientales (Radoslav et al. 2013, Alaye-Rahy y Morales-Palacios 2013, Meraj et al. 2016). De acuerdo con Roberts y Ellis (2001) la concentración de los glóbulos rojos en sangre, presentan diferencias entre los distintos grupos de peces y entre las especies debido a factores como la especie, edad, etapa de vida, fase de madurez sexual, condición de salud, variables ambientales, estrés, temperatura del agua y oxígeno disuelto, sin embargo, el intervalo considerados como normales o aparentemente saludables de estas células para la mayoría de estos organismos (peces) oscila entre 1.0 a 3.0 x 106 células/μL. Sin embargo, Romestend et al. (1982) hacen mención que también, existen diferencias sanguíneas entre especies de distintos medios osmóticos (peces marinos y estuarinos), esto debido a que presentan una mayor cantidad de hemoglobina y eritrocitos en comparación con los de agua dulce. En los resultados obtenidos en nuestro estudio, únicamente el recuento total de eritrocitos presentó diferencias estadísticas en el tratamiento a 20 UPS (4.33 ± 0.49 x 106) con respecto al tratamiento 0 UPS (2.77 ± 0.13 x 106), sin embargo, al comparar los valores de los parámetros de eritrocitos, encontramos por Todd (1972) con juveniles de D. latifrons en donde midió el crecimiento en distintas salinidades, estos valores podrían estar asociados a valores de referencia de organismos expuestos a estas salinidades, sin embargo, difieren a lo reportado por Ruiz-González et al. (2020) donde analizó la hematología y química sanguínea de juveniles de D. latifrons en organismos en agua dulce, estableciendo parámetros de referencia, el cual menciona que para eritrocitos los valores promedio oscilan de 2.075 ± 0.449 x 106 mm3, siendo similar al reportado en nuestro estudio en el tratamiento 0 UPS. Sobre lo mismo, Alaye-Rahy y Morales-Palacios (2013) registraron algunos parámetros hematológicos para Chirotoma estor estor, organismos de agua dulce donde el recuento total de eritrocitos fue de 2.03 ± 0.36 x 106 células mm3, valores similares a los reportados en nuestro estudio para D. latifrons en el tratamiento 0 UPS. Resulta interesante continuar estudiando la hematología y química sanguines a diferentes salinidades ya que al ser una prueba que nos da el estado de salud de los organismos de forma rápida. Los resultados de este trabajo de investigación muestran que, en general, los parámetros hematológicos y de química sanguínea encontrados para D. latifrons son similares a los de otras especies de agua dulce y que presentan la capacidad de adaptación a distintos cambios salinos. Este primer acercamiento a la hematología y química sanguínea de D. latifrons expuesto a diferentes concentraciones de salinidad (0, 10, 20 y 33 UPS) es un aporte de importancia al conocimiento de la especie, por lo que esta investigación sienta las bases para futuros estudios.
