1. Introducción
México posee una gran diversidad de árboles Sideroxylon, en el valle de Tehuacán - Cuicatlán predomina dos especies, denominadas Sideroxylon capiri (A.D.C) Pittier, localmente conocido como “cosahuico” y Sideroxylon palmeri, comúnmente conocido como tempesquistle (Smith, 1967). Sideroxylon palmeri, se distribuye en el pacífico, en el noroeste de los estados de Durango y Sinaloa, en el Golfo de México en los estados de Tamaulipas, San Luis Potosí, Querétaro, Veracruz, Tabasco y Chiapas, en el centro de México en los estados de Oaxaca y Puebla (Pennington y Sarukhán, 1998; González y Casas, 2004). En Puebla, esta especie predomina en los municipios de Ajalpan, Caltepec, Coxcatlán y Tehuacán (Pennington, 1990; Pennington y Sarukhán, 1998) y en la región Mixteca Poblana, siendo el municipio de Acatlán de Osorio parte de esta región.
El fruto del tempesquistle es empleado principalmente como alimento a través de guisados y ensaladas, se comercializa en los mercados regionales por costal y cuartillos (medidas locales de volumen/peso aproximadamente 1 kg) (Chaves et al., 1995). Su valor nutricional radica en la fuente de energía (185.7 kcal/100 g), aporta entre el 30 y 50 % del requerimiento diario y por su alto contenido en fibra (Carrillo, 2004). Aunque el tempesquistle es muy popular en el valle de Tehuacán - Cuicatlán y en la región mixteca Poblana y Oaxaqueña, no ha sido estudiado a detalle.
El aislamiento de bacterias ácido lácticas en frutas y vegetales han sido reportados ampliamente (Bae et al., 2006; Chambel et al., 2006; Duangjitcharoen et al., 2008; Trias et al., 2008). Sin embargo, estudios sobre microorganismos asociados con el fruto del tempesquistle no han sido realizados. El uso de microorganismos, como las bacterias ácido lácticas en la industria alimentaria, han centrado especial interés por su contribución significativa en el sabor, olor y textura en alimentos fermentados, además por el gradiente de acidez alcanzado, que favorece prolongar la vida de anaquel del alimento (Chen et al., 2010). El objetivo de este estudio fue aislar, caracterizar e identificar microorganismos del tipo ácido lácticas asociados al fruto del tempesquistle colectado en la región Mixteca Poblana.
2. Materiales y métodos
Origen del material biológico
El monitoreo y colecta de frutos del tempesquistle se realizó en la comunidad las Adelfas, municipio de Acatlán de Osorio, estado de Puebla. Se recolectaron frutos verdes, pintón, maduros (color negro) y cocidos (tipo salmuera), estos últimos fueron adquiridos en mercados regionales. Las muestras fueron colectadas asépticamente y almacenadas en refrigeración a 4 °C hasta su procesamiento.
Lugar experimental
La caracterización fisicoquímica, morfológica y bioquímica se realizó en el laboratorio de Biotecnología Microbiana Aplicada, del Colegio de Postgraduados (COLPOS), campus Córdoba, Veracruz; mientras que la caracterización molecular se realizó en el Laboratorio de Biotecnología Animal del Centro de Biotecnología Genómica del Instituto Politécnico Nacional ubicada en la ciudad de Reynosa, Tamaulipas.
Caracterización fisicoquímica del fruto del tempesquistle
La caracterización fisicoquímica consistió en determinar sólidos solubles totales (°Brix) y pH en los tres estados fenológicos del tempesquistle. Para la determinación de sólidos solubles totales, se extrajo jugo del tempesquistle mediante maceración y 100 µl de jugo se colocó en el sensor del refractómetro Atago® previamente calibrado con agua destilada y las lecturas fueron reportadas como grados Brix. El pH se determinó en 30 mL de extracto de tempesquistle, utilizando un potenciómetro Denver Instrument® previamente calibrado con soluciones buffer de 4, 7 y 10. Las mediciones se realizaron por triplicado.
Aislamiento y purificación de microrganismos del fruto del tempesquistle
Frutos de tempesquistle fueron desinfectados con hidróxido de sodio al 0.75 % (NaOH) y depositados en tubos Corning® (capacidad de 50 mL) que contenían 30 mL de agua destilada e incubados a 28 °C durante 24 horas para inducir la fermentación. Un mL de caldo fermentado fue colocado en un tubo Corning® (capacidad de 50 mL) que contenía 10 mL de solución tween 20 y homogeneizado en vortex (Labnet International Inc®). Se realizaron diluciones decimales hasta 10-5 utilizando tubos Eppendorf® y fueron sembradas por duplicado mediante la técnica vertido en placa, utilizando medio de cultivo Man Rogosa y Sharpe (MRS Difco®) adicionado con carbonato de calcio al 1 % (CaCO3) e incubadas bajo condiciones anaeróbicas a 37 °C durante 24 horas. Las colonias que presentaron textura cremosa; consistencia suave, forma puntiforme, círculo fusiforme; elevación convexa y planas y borde entero y ondulado fueron seleccionados y resembrados por la técnica de estriado y por duplicado en placas con MRS Difco® y en Agar Eosina y Azul de Metileno y en Agar Salmonella-Shigella para descartar la presencia de enterobacterias y salmonella-shigella, respectivamente. Las colonias fueron preseleccionadas y se les realizó la prueba de tinción de Gram, catalasa y oxidasa, solamente bacterias Gram positivas, catalasa negativa y oxidasa negativa fueron seleccionadas y almacenadas en refrigeración a 4 °C hasta su caracterización molecular.
Identificación mediante la región 16S ribosomal
Extracción y cuantificación de ADN
La extracción de ADN se realizó siguiendo el protocolo estandarizado de un estuche comercial Wizard® Genomic DNA purification kit (Cat≠ A1120, Promega). La concentración de ADN se determinó en gel de agarosa al 1.5 % peso/volumen, utilizando como referencia concentraciones del bacteriófago lambda (50 y 100 ng de ADN). La visualización y cuantificación se realizó en el fotodocumentador Kodak Digital Science mediante el programa Gel Imagen de Kodak Digital Science 3.0.2.
Amplificación de secuencias ribosomales
Reacción en cadena de la polimerasa (PCR) fue realizado para amplificar la región 16S ribosomal utilizando oligonucleótidos universales descritos por James et al., (2010) 27F 5´-AGAGTTTGATCMTGGCTCAG 3´ y 1492R 5´-GGTTACCTTGTTACGACT-3´. Las reacciones se realizaron en un volumen final de 50 µl, el programa de amplificación consistió de 1 ciclo de desnaturalización por 95 °C por 2 min, 30 ciclos de 95 °C por 30 s, 55 °C por 30 s y 72 °C por 1:30 min. Finalmente se agrega in ciclo final de extensión a 72 °C por 5 min. Los productos de PCR fueron corridos en un gel de agarosa al 1.5 % mezclando 5 µl del producto de PCR con 3 µl de Syber GoldTM 10X y visualizados en el fotodocumentador Kodak Digital Science mediante el programa Gel Imagen de Kodak Digital Science 3.0.2.
Secuenciación de la región 16S ribosomal
Los productos de PCR obtenidos del ADN de los aislamientos fueron secuenciados en el secuenciador ABI Prism 3130 (Applied Biosystem Modelo 3130 EE. UU) utilizando el oligonucleótido antisentido 1492R 5´-GGTTACCTTGTTACGACT-3´. Secuencias parciales entre 315 pb y 517 pb fueron obtenidas. Secuencias homólogas fueron examinadas en el programa BLAST comparando secuencias obtenidas con la base de datos de secuencias de la región 16S Ribosomas de bacterias y arqueas del National Center for Biotechnology Information (NCBI) (https://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi?PROGRAM=blastn&PAGE_TYPE=BlastSearch&LINK_LOC=blasthome). Finalmente el análisis de distancias genéticas se realizó usando el método UPGMA con boostrap de 1000 repeticiones utilizando el programa MEGA V.7.
3. Resultados y discusión
La determinación de pH en el jugo de los frutos del tempesquistle mostró variaciones en este parámetro en los tres estados fenológicos. Mayor acidez se observó en el estado pintón (pH=4.4) e incrementa en el estado maduro (Figura 1). Sin embargo, se encontró que el pH durante la maduración del tempesquistle incluso en el procesado, es ácido. Esto indica que el fruto depende de la madurez o fermentación para el desarrollo de microorganismos como las bacterias ácido lácticas. El comportamiento observado, es similar a lo reportado en aceitunas verdes arbequinas (pH=4.5) por De la Torre et al., (1993) en un estudio físicoquímico y microbiológico. Valores de pH similar fue reportado en tres tipos de aceitunas de mesa, aceitunas verdes estilo sevillano o español, aceitunas tipo negras y aceitunas negras naturales por Durán et al., (1997).
A diferencia de la mayoría de los frutos, en los cuales la concentración de sólidos solubles totales (°Brix) incrementa durante los estados fenológicos, en el tempesquistle se observó un comportamiento descendente (Figura 2). Este resultado permite inferir que los azúcares durante la maduración sufren degradación o desdoblamiento. Los resultados observados en este estudio difieren con lo encontrado en frutos con característica ácida, como la gulupa (Passiflora edulis Sims.) y curuba (Passiflora mollisima Bailey) en donde la concentración de sólidos solubles presenta un comportamiento ascendente durante la maduración (Fernández, 2001; Ceballos et al., 2002; Del Pilar et al., 2007).
Un total de 15 cepas fueron aisladas de muestras de tempesquistle pintón, maduro y procesado de acuerdo a forma, borde y elevación, característico de bacterias ácido lácticos (Tabla 1). En las muestras de fruto de tempesquistle verde no se observó crecimiento de microorganismos.
Muestra | Clave | Forma | Borde | Elevación |
---|---|---|---|---|
Pintón | T1 | Puntiforme | Entera | Convexa |
Pintón | T2 | Circular | Entera | Convexa |
Pintón | T3 | Circular | Entera | Convexa |
Maduro | T4 | Puntiforme | Entera | Convexa |
Maduro | T5 | Circular | Entera | Convexa |
Maduro | T6 | Circular | Entera | Convexa |
Maduro | T7 | Fusiforme | Ondulada | Plana |
Maduro | T8 | Fusiforme | Lobulada | Plana |
Maduro | T9 | Puntiforme | Entera | Convexa |
Procesado | T10 | Circular | Entera | Convexa |
Procesado | T11 | Circular | Entera | Convexa |
Procesado | T12 | Puntiforme | Entera | Elevada |
Procesado | T13 | Irregular | Ondulada | Plana |
Procesado | T14 | Irregular | Encorvada | Plana |
Procesado | T15 | Irregular | Ondulada | Plana |
La caracterización bioquímica (Tinción de Gram, Catalasa y Oxidasa) llevó a la identificación de 8 cultivos Gram positivos y 7 Gram negativos en tres estados fenológicos del tempesquistle y en el procesado del tipo salmuera (Tabla 2).
Muestra | Clave | Gram | Catalasa | Oxidasa |
---|---|---|---|---|
Pintón | T1 | + | - | - |
Pintón | T2 | - | - | + |
Pintón | T3 | - | - | + |
Maduro | T4 | + | - | - |
Maduro | T5 | - | - | + |
Maduro | T6 | + | - | - |
Maduro | T7 | + | - | - |
Maduro | T8 | - | - | + |
Maduro | T9 | - | - | + |
Procesado | T10 | + | - | - |
Procesado | T11 | - | + | + |
Procesado | T12 | + | - | - |
Procesado | T13 | - | - | - |
Procesado | T14 | + | - | - |
Procesado | T15 | + | - | - |
La identificación de los aislamientos Gram positivos de la región 16S ribosomal se realizó mediante amplificación por PCR y secuenciación (Figura 3). Los resultados moleculares llevaron a la identificación de Bacillus subtilis en muestras pintón, maduro y procesado, Leuconostoc mesenteroides en estado maduro del tempesquistle y Kurthia gibsonii en muestra procesada (Tabla 3).
Muestra | Clave | Accesión | Especie relacionada (NCBI) | Identidad % |
---|---|---|---|---|
Pintón | T1 | NR 102783.1 | Bacillus subtilis | 100 |
Maduro | T4 | NR 118557.1 | Leuconostoc mesenteroides | 100 |
Maduro | T6 | NR 102783.1 | Bacillus subtilis | 100 |
Maduro | T7 | NR 102783.1 | Bacillus subtilis | 100 |
Procesado | T10 | NR 117946.1 | Bacillus amyloliquefaciens | 98 |
Procesado | T12 | NR 102783.1 | Bacillus subtilis | 95 |
Procesado | T14 | NR 102783.1 | Bacillus subtilis | 100 |
Procesado | T15 | NR 119002.1 | Kurthia gibsonii | 99 |
Obtenida la identidad de los aislamientos, se realizó un dendograma de distancias genéticas, en el cual se observan tres grupos claramente definidos, bacterias del genero Bacillus, Leuconostoc y Kurthia (Figura 4).
El tempesquistle comúnmente conocido como “aceituna mexicana” (Chávez et al., 1995) ha sido poco estudiado. Sin embargo en variedades de aceituna u oliva (Olea europaea) han sido aisladas bacterias ácido lácticas con potencial biotecnológico. Durán et al. (1997) en un estudio sobre el desarrollo de bacterias ácido lácticas en la elaboración de tres tipos de aceitunas de mesa, identificó Streptococcus (Lactococcus) lactis y Pediococcus urinae-equi y Leuconostoc paramesenteroides en aceitunas verdes estilo sevillano o español, los mismos autores en aceitunas tipo negras (y de color cambiante) identificaron lactobacillus plantarum y Pediococcus sp. y en aceitunas negras naturales las especies encontradas fueron Leuconostoc mesenteroides y lactobacillus plantarum. Resultados similares fueron reportados por Rodríguez, (2012) al realizar un estudio microbiológico de los sistemas de fermentación industrial de aceitunas de mesa en la provincia de Córdoba, España, en el cual identificó Pediococcus sp., Leuconostoc sp (leuconostoc mesenteroides), Lactobacillus brevis y lactobacillus plantarum, siendo este último el que predominó durante el proceso de fermentación mientras que Leuconostoc sp (leuconostoc mesenteroides) y Pediococcus sp. mostraron dominio al inicio de la fermentación. El uso de microorganismos, como las bacterias ácido lácticas en la industria alimentaria, han centrado interés en su aislamiento e identificación en frutos y vegetales como los reportados por Chen et al., (2010) en Moras en estado maduro en el cual predomina lactobacillus plantarum. La especie Leuconostoc mesenteroides identificada en el presente estudio coincide con lo encontrado en variedades de aceitunas y en frutos con característica ácida de igual forma con microorganismos del género lactobacillus.