Artículos originales

 

Identificación y caracterización de la mosca negra Bradysia difformis (Diptera: Sciaridae) en el cultivo de nochebuena (Euphorbia pulcherrima) en el centro de México

 

Identification and characterization of the black fly, Bradysia difformis (Diptera: Sciaridae) on "poinsettia" crops (Euphorbia pulcherrima) of central Mexico

 

Evert VILLANUEVA-SÁNCHEZ,^1,* Sergio IBÁÑEZ-BERNAL,² J. Refugio LOMELÍ-FLORES¹ & Jorge VALDEZ-CARRASCO¹

 

¹Colegio de Postgraduados, Instituto de Fitosanidad. Carretera México-Texcoco km. 36.5, C.P. 56230, Montecillo, Texcoco Estado de México. *<danaidae12@hotmail.com>

²RedAmbiente y Sustentabilidad, Instituto de Ecología, A. C. (INECOL). Carretera antigua a Coatepec 351, El Haya, AP 63, Xalapa 91070, Veracruz, México.

 

Recibido: 01/08/2012;
aceptado: 15/04/2013.

 

RESUMEN

El objetivo del presente estudio fue identificar y caracterizar los estados de desarrollo de la especie de mosca negra más abundante asociada al cultivo de nochebuena Euphorbia pulcherrima Willd, ex Klotzsch en la zona productora del centro del país. La recolección de material entomológico se realizó en invernaderos de las localidades de Atlacomulco (México), Tenango de las Flores (Puebla), Xochimilco (Distrito Federal) y Zacatepec y Tetela del Monte (Morelos). Se obtuvieron 2,141 especímenes adultos de Diptera, siendo la especie más abundante (99.5%) Bradysia difformis Frey (Diptera: Sciaridae). El ciclo de vida de esta especie se completó entre 26-28 días bajo condiciones controladas de temperatura y humedad (25°C y 70% HR). La diferenciación de los estadíos larvales fue realizada mediante la morfometría de la cápsula cefálica para los estadíos I vs II, cuyas probabilidades de error fueron muy bajas (1:10,000); en cambio, la diferenciación entre los estadíos II vs III, y III vs IV resultó con una probabilidad de error alta, entre 17:100 y 36:100 individuos, respectivamente. Por esta razón se recomienda explorar otras características que en adición a la medida de anchura de sus cápsulas cefálicas permitan discriminar los diferentes estadíos de desarrollo. Este es el primer registro de B. difformis en México, aun cuando ya se había reportado este género afectando las plantas de nochebuena.

Palabras clave: taxonomía, estados inmaduros, plaga de nochebuena, México.

 

ABSTRACT

The aim of this study was to identify and characterize the developmental stages of the most abundant black fly species associated with poinsettia crops (Euphorbia pulcherrima Willd. ex Klotzsch) in the producing area of Central Mexico. Collecting samples were conducted in greenhouses of the locations of Atlacomulco (Mexico), Tenango de las Flores (Puebla), Xochimilco (Mexico City), and Zacatepec and Tetela del Monte (Morelos). A total of 2,141 adult specimens of Diptera were obtained, being Bradysia difformis Frey (Diptera: Sciaridae) the most abundant species (99.5%). Life cycle of this species was completed between 26-28 days under controlled conditions of temperature and humidity (25°C and 70% RH). The differentiation of larval instars by morphometrics of the head capsule between instars I vs II, showed very low error probabilities (1:10,000); while differentiation between instars II vs III, and III vs IV resulted with higher error probabilities, between 17:100 and 36:100 individuals, respectively. For this reason it is recommended to explore other features in addition to measurements of width of the cephalic capsules for discriminating different larval stages. This is the first record of B. difformis for Mexico, although this genus was previously reported affecting poinsettia crops.

Key words: taxonomy, immature stages, poinsettia pest, Mexico.

 

INTRODUCCIÓN

La nochebuena (Euphorbia pulcherrima Willd. ex Klotzsch) es una planta ornamental nativa de México que se cultiva en varias zonas de la República Mexicana, siendo los estados de Morelos, Puebla, México y el Distrito Federal los productores más importantes (Galicia et al. 2001). A nivel nacional la producción asciende a 16.76 millones de plantas en 247.75 hectáreas, lo que representa una derrama económica de 419.32 millones de pesos anuales (SIAP 2011). Actualmente, uno de los problemas fitosanitarios que enfrentan los productores de nochebuena es la presencia de la "mosca negra", también conocida por su nombre común en inglés"fungus gnats", pertenecientes a las familias Mycetophilidae y Sciaridae. Estos organismos son considerados la plaga principal en el cultivo de plantas ornamentales en invernadero, llegando a ocasionar pérdidas superiores al 50% en áreas de propagación de nochebuena (datos sin publicar) y en consecuencia pérdidas económicas considerables (García 2008).

Las larvas de estos insectos causan daños directos a los esquejes, plantas pequeñas y maduras al alimentarse de sus raíces, sobre todo de las más finas y de los pelos radiculares. En infestaciones muy elevadas, provocan la muerte de la planta (Binns 1973; Freeman 1983; García 2008). Adicionalmente, estos dípteros causan un daño indirecto, ya que los adultos pueden contribuir a la propagación de patógenos transportando esporas sobre su cuerpo (Pundt 1999). Los daños que producen sus larvas en las raíces, dejan a las plantas expuestas a enfermedades causadas por hongos patógenos como Pythium, Botritis, Verticillium, Fusarium, Thielaviopsis, Cykindrocladium y Sclerotinia (Leath & Newton 1969; Drees 1994; James et al. 1995; Pundt 1999; García 2008). Los síntomas que presentan las plantas atacadas por las larvas se manifiestan en forma de marchitez y pérdida de hojas (Pundt 1999; García 2008).

Las moscas negras de la familia Sciaridae se encuentran en todos los continentes, y constituyen un grupo rico en especies. Menzel & Möhring (2000) estimaron que se han descrito más de 1,700 especies en el mundo. A pesar de su importancia económica y ecológica, estos dípteros han sido poco estudiados debido a su tamaño pequeño (<0.5 cm), a su modo de vida y a la dificultad en su identificación taxonómica.

La importancia de los sciáridos en el cultivo de nochebuena y de otras plantas en invernaderos, ha sido estudiada por diversos autores en varias regiones del mundo (Mead & Fausto 2001; Mansillas et al. 2001; Menzel et al. 2003; Cloyd & Zaborski 2004; Vilkamaa & Hippa 2007). Existen antecedentes relacionados con la utilización de las medidas del ancho de la cápsula cefálica para separar estadíos larvales de varias especies de insectos holometábolos (Drooz 1965; Fox et al. 1972; González et al. 1984; Coscarón & Ibáñez-Bernal 2002; Frouz et al. 2002; Veeranna & Remadevi 2010; Mohammed 2011). Sin embargo, en México no existen antecedentes sobre la identidad taxonómica de la "mosca negra" que vive en plantas de nochebuena, y menos aún sobre sus estados de desarrollo, por lo que el propósito de este trabajo fue identificar las especies de mosca negra asociadas al cultivo de la nochebuena en la zona productora del centro del país, así como la caracterización de sus estados biológicos.

 

MATERIALES Y MÉTODOS

Recolecta del material entomológico. Se realizaron recolectas de adultos de moscas negras durante los meses de julio y agosto de 2009, en las siguientes localidades: Zacatepec y Tetela del Monte, Morelos; San Lorenzo Tlacotepec, México; Tenango de las Flores, Puebla y San Gregorio Atlapulco, Xochimilco, en el Distrito Federal. En cada localidad se visitaron 10 invernaderos de producción comercial de nochebuena, a excepción del estado de Morelos en el cual se visitaron 20 invernaderos. Para cada localidad se consideró la extensión de invernaderos presentes en las áreas de recolecta, por lo que se partió de un punto central y se avanzó a lo largo de toda la circunferencia (Cuadro 1). En cada invernadero se realizaron muestreos por espacio de 30 minutos; los insectos se capturaron utilizando un aspirador bucal. Los adultos recolectados se colocaron en tubos de vidrio de 10 ml con etanol al 70%, se etiquetaron indicando la fecha y lugar de recolecta. Los ejemplares recolectados se llevaron a laboratorio para su identificación así como para estimar su abundancia y aportar datos de su distribución geográfica.

Cría de Bradysia difformis. Esta especie fue criada en laboratorio empleando como fundadores adultos colectados en 10 invernaderos de nochebuena de Zacatepec, Morelos siguiendo el método propuesto por Harris (1995) con algunas modificaciones. El método consiste en colocar 100 ejemplares adultos en un recipiente de plástico transparente de un litro de capacidad preparado con una capa de "peat moss" humedecida con 8 cm de espesor. Los recipientes se mantuvieron húmedos agregando agua corriente cada 10 días; tras la eclosión, las larvas se alimentaron con rodajas de papa (var. Alfa) de 3 cm de largo por 1 cm de ancho. Las rodajas de papa se enterraron en el sustrato y fueron sustituidas cada semana, al ser consumidas rápidamente por las larvas. Los adultos emergidos (cada mes aproximadamente) se capturaron con un aspirador bucal y fueron colocados en otros recipientes, para continuar con el incremento de la colonia. Los insectos se mantuvieron en una cámara de cría a 25°C, 75% de humedad y con un fotoperiodo de 18 horas luz y 6 horas de obscuridad (Kennedy 1973).

Preparación, montaje e identificación. La identificación de adultos de Sciaridae se basa principalmente en estructuras de los genitales de machos, por lo que los organismos recolectados se procesaron mediante la técnica propuesta por Ibáñez-Bernal (1999). La muestra de adultos se colocó en una caja Petri y mediante la observación al microscopio estereoscópico de su tamaño, coloración y sus detalles morfológicos se separaron en grupos por similitud. Del material se tomó una cantidad representativa de machos y fueron transferidos a una caja Petri con solución jabonosa por dos horas. El siguiente paso fue la maceración con NaOH al 10% por 24 horas y se lavaron con agua corriente. Los insectos macerados se transfirieron a etanol al 70%, 96% y 100% por 10 minutos en cada uno para lograr su deshidratación. Por último se diafanizaron en esencia de clavo y se montaron en laminillas para microscopio con Euparal®. En un cubreobjetos fijado temporalmente con una gota de agua bidestilada sobre el portaobjetos, se colocó una gota de Euparal y un ejemplar. Para cada ejemplar se separó la cabeza del tórax y se acomodó con la superficie posterior hacia el cubreobjetos con las antenas y palpos extendidos hacia abajo. El cuerpo se colocó con el lado izquierdo hacia abajo y se desprendió desde su base el ala derecha para extenderla por separado, las patas se extendieron, y los terminalia se acomodaron en vista ventro-dorsal. La muestra se dejó secar por 24 horas, al cabo de lo cual se colocó otra gota de Euparal al centro de un portaobjetos, se invirtió el cubreobjetos con el ejemplar y se colocó sobre dicha gota para completar la preparación.

La identificación a nivel de género se realizó con las claves de Steffan (1981) y Brown (2009), mediante su observación en un microscopio compuesto. Se tomaron fotografías de las estructuras diagnósticas con foto-microscopio Tessovar de Carl Zeiss, con cámara digital para microscopía PaxCam 3. El procesamiento de las imágenes se hizo en el programa GIMP versión 2.6.11. Se realizó una búsqueda de literatura de las diversas especies de mosca negra presentes en América, con la finalidad de poder identificar los ejemplares a nivel de especie, ya que no existen claves taxonómicas que faciliten su identificación, por lo que en este trabajo se recurrió a la descripción original (Blaschke 1988; Menzel et al. 2003) y la consulta con especialistas. Así mismo, se realizaron montajes permanentes de las cápsulas cefálicas del último estadio larval para observar las características de las mandíbulas y maxilas, ya que de esta forma se pueden separar las especies del género Bradysia (Blaschke 1988).

Determinación y caracterización taxonómica. Del material de la cría, se utilizaron 100 ejemplares de cada estado biológico, a través de observaciones en el microscopio estereoscópico, así como de fotografías obtenidas con microscopio compuesto y microscopio electrónico de barrido. Para la toma de fotografías de los especímenes se utilizó etanol 70% para los huevecillos y adultos y el gel comercial para cabello en el caso de las larvas y pupas. Para los huevos y pupas se consideró la forma, tamaño y color, para las larvas se tomó en consideración la forma del cuerpo, color, aspectos morfológicos de la cápsula cefálica, frontoclípeo, mandíbulas y maxilas. En lo que respecta a los adultos, su caracterización se basó en el tamaño, color, patrón de venación de las alas, forma y tamaño de los palpos, tibias anteriores y de los flagelómeros antenales; para los machos, adicionalmente se observó el hipopigio y gonostilos. Los cuatro estadíos larvales (Mansilla et al. 2001), son difíciles de diferenciar debido a su parecido ya que no es observable la exuvia, por lo que se empleó el método de diferenciación morfométrica desarrollado por Dyar (1890) para lepidópteros.

El estudio de las cápsulas cefálicas se realizó con larvas de diferentes estadíos de desarrollo, obtenidas de la cría de B. difformis. Las larvas de primer estadio provenían de la recolecta de 100 huevecillos que fueron colocados en una caja Petri con un pa-pel filtro humedecido, los cuales se observaron diariamente y se obtuvieron 45 larvas. Los estadíos consecutivos se obtuvieron de 80 larvas colectadas al azar de la cría, las cuales fueron separadas en dos grupos de 40 larvas cada uno, con relación al tamaño de sus cápsulas cefálicas se consideró que uno de ellos tendría larvas del segundo y tercer estadíos y que el otro agruparía larvas del tercero y cuarto estadíos. Las larvas fueron preservadas en etanol 70% y colocadas directamente en portaobjetos que contenían un poco de gel transparente para cabello de uso comercial.

El método utilizado para la medición del ancho de las cápsulas cefálicas se realizó mediante la digitalización de imágenes (Rodríguez et al. 2000), obtenidas mediante foto-microscopio Tessovar (Carl Zeiss), con cámara digital PaxCam 3. Las imágenes se hicieron con los objetivos 6.3X y 16X, considerando su escala micrométrica en cada caso. El análisis de las imágenes se hizo mediante el software Image Tool Version 3.00 (2002), con el cual se obtuvieron las dimensiones de anchura en vista dorsal, uniendo los puntos más externos de los bordes laterales de la cápsula (genas) (Fig. 1 C). Se elaboraron las distribuciones de frecuencias para dichas medidas en clases de 10 µm mediante hojas de cálculo, posteriormente se realizó un análisis discriminante utilizando el paquete estadístico SAS 9.2 (SAS Institute 2002).

 

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

En total fueron recolectados 2,141 ejemplares en los cinco sitios de colecta, y el 99.5% correspondieron a la especie Bradysia difformis Frey (Fig. 1, Fig. 2). Sólo se colectaron 9 ejemplares de otras tres especies de Bradysia no identificadas, así como un ejemplar de un género diferente no identificado. Los 10 ejemplares de esas especies no fueron identificados debido a su escasa frecuencia, por lo que solo la especie con mayor abundancia fue considerada la plaga en las localidades de colecta (Cuadro 2). De los ejemplares colectados de B. difformis, el 75% fueron machos, por lo que se determinó una proporción sexual de 3:1 por cada hembra. En la localidad de Tenango de las Flores (Puebla), se colectó el mayor número de ejemplares con 711, seguida por la localidad de Zacatepec (Morelos) con 424 ejemplares, Tetela del Monte (Morelos) con 389 ejemplares, de los cuales tres ejemplares fueron diferentes a B. difformis. En San Lorenzo Tlacotepec, Atlacomulco (México), se colectaron 377 ejemplares, de los cuales 7 especímenes correspondieron a especies diferentes. En San Gregorio Atlapulco, Xochimilco (D. F.), se colectaron solamente 240 ejemplares.

De acuerdo con los registros actuales de distribución geográfica, Bradysia difformis ha sido registrada en Azerbaiyán, República Checa, Finlandia, Alemania, Reino Unido, Italia, Japón, Letonia, Rusia, España, Suiza y Holanda, y en la América, en los Estados Unidos y Brasil (Menzel et al. 2003), por lo que el presente constituye el primer registro de la especie en México.

Descripción de los estados de desarrollo de Bradysia difformis

Huevo. Ovalado y liso, mide en promedio 260 µm de largo y 134 µm de ancho. Recién ovipositados son de color blanco lechoso y conforme se desarrollan se tornan de color transparente, siendo posible ver la larva en formación (Fig. 1A).

Larva.Vermiforme, color blanco transparente, cápsula cefálica negra y muy esclerotizada. Cuatro estadios larvales (Fig. 1B). Cápsula cefálica con puente tentorial completo; cuerpo con pliegues locomotores carentes de espículas; mandíbulas aproximadamente 1.6 veces más largas que anchas; diente principal no siempre está agrupado paralelamente al segundo, puede encontrarse desplazado en el momento en que su parte superior se coloca entre los dientes segundo y tercero; dos sensilas localizadas en el borde exterior muy próximas entre sí; prosteca casi siempre con diez láminas principales; lacinia con ocho dientes; protuberancia de la galea superpuesta a la mitad de los dientes de la lacinia; Seda II relativamente larga (Blaschke 1988).

Pupa. Obtecta, apéndices visibles muy pegados al cuerpo; tamaño similar al del adulto. Recién formada es de color blanco lechoso, conforme transcurren los días se tornan de color amarillo hasta obtener una coloración café rojiza hasta asemejarse al adulto (Fig. 1D).

Adulto. Color negro, hembra más grande que el macho (Figs. 2A y 2B). Cabeza con la probóscide menor de 0.5 la longitud de la cabeza; gena terminando al nivel dorsal con respecto al margen ventral del ojo; clípeo pequeño; palpo con tres segmentos; antenas aproximadamente tan largas como 0.25 la longitud del cuerpo, con 14 flagelómeros. Tórax de color negro; coxas y fémures de color amarillo, mientras que las tibias y tarsos negros; tibia anterior con sedas modificadas en la porción anteroapical dispuestas en una sola hilera; tibia media y posterior con dos espolones de tamaño diferente, uñas tarsales simples. Alas de apariencia ceniza, con venas anteriores gruesas y robustas, M en forma de Y simétrica, M₁ ligeramente arqueada cerca de la base. M y CuA sin macrotriquia; R₁ corta alcanzando la C antes o al nivel de la base de la ramificación de M. Abdomen en su parte lateral con coloración clara, a diferencia del resto que es de color oscuro en el último segmento; macho con los terminalia como en la Figura 2E; hembra con el abdomen como en Figura 2A.

Macho. Puente ocular continuo, formado por 2-4 hileras de facetas, predominando las hileras de dos facetas; antenas pardas oscuras uniformes; cuarto flagelómero 1.75 veces más largo que ancho, superficie ligeramente rugosa, sedas tan largas como 0.5 la anchura del flagelómero (Fig. 2C). Porción inferior de la frente y clípeo con sedas oscuras; palpos claros con tres segmentos, el segmento basal con cinco sedas, una de las cuales es más larga, y fosa sensorial profunda y circular; fórmula del palpo; 1.0:0.9:1.4 (Fig. 2D). Tórax y abdomen pardo oscuro; patas claras con las tibias y tarsos oscurecidos por el recubrimiento de sedas; postpronoto glabro, mesonoto con sedas pequeñas y largas. Catepisternón corto y triangular; escudete con tres sedas robustas entre otras más pequeñas; tibia anterior con peine interno-apical de 6-7 espinas y un solo espolón (Fig. 2H); tibia media y posterior con dos espolones de tamaño similar; uñas tarsales simples. Longitud del cuerpo 2.5 mm. Ala ceniza, M y Cu robustas; membrana del ala sin macrotriquia; tronco de M de 6.0µ, R₁ 0.75 la longitud de R alcanzando la C antes de la base de la ramificación de M; Costa alcanzando 0.5 de la distancia entre la vena R₄₊₅ y M₁; halterios pardo claro. Hipopigio trapezoidal, tan largo como 0.55 su anchura en la parte media, sin lóbulo basal; cara interna de los gonocoxitos corta con sedas oscuras más gruesas y largas cerca de la base (Fig. 2G). Tergo IX corto, tan ancho como 1.6 su longitud en la parte media con sedas largas en sus márgenes laterales. Gonostilo 2.4 veces más largo que su anchura máxima, el ápice sencillo con sedas gruesas y fuertes, con una seda muy gruesa en el ápice y 7 sedas ligeramente más delgadas en el margen interno antes del ápice; el campo de dientes preapical algo proyectado, pero más ancho que alto (Fig. 2F). Edeago con base esclerotizada (Fig. 2G).

Hembra. Flagelómeros cortos; cuarto flagelómero no es más pequeño que el del macho, pero en la mayoría es 1.6-2.0 veces más largo que ancho; palpos de tres segmentos, el segmento basal a menudo con una fosa sensorial profunda. Alas largas y estrechas; tronco de la M más largo que la bifurcación de M; todas las demás características como en el macho. Longitud del cuerpo 3.4 mm.

Diferenciación morfométrica de los estadios larvales

Bradysia difformis atraviesa por cuatro estadios larvales (Mansilla et al. 2001). Las medidas de anchura de las cápsulas cefálicas se distribuyeron en cuatro subpoblaciones, las cuales corresponden a cada uno de los estadios larvales (Fig. 3). Los valores que representan al estadio I están bien diferenciados, pero no es el caso para los estadios II, III y IV, lo que significa que existe traslape entre las medidas de éstos. Debido a lo anterior, se realizó un análisis discriminante, partiendo del supuesto de que cada curva presenta una distribución normal, calculando su media y su desviación estándar (Cuadro 3).

Los resultados obtenidos del análisis discriminante, mostraron que los límites en la anchura de la cápsula cefálica de las larvas I fue de 62 - 102.98 µm, y la probabilidad de que un individuo de este estadio se confunda o agrupe con uno del segundo es aproximadamente de 1:10,000. Para la larva II, los límites fueron de 102.99 - 214.42 µm, y la probabilidad de que una larva II se confunda con la larva III, es de 17:100 individuos. Con relación a las larvas III y IV, los límites fueron de 214.43 - 245.36 µm, y de 245.37 µm o mayor, respectivamente, mientras que la probabilidad de error entre las larvas III y IV fue de 36:100 individuos (Cuadro 3 y Cuadro 4).

Con base en estos resultados, se infiere que en el caso de B. difformis es necesario explorar otras características que permitan identificar los estadios larvarios, además de la medida de anchura de la cápsula cefálica. Para la segregación de los estadios larvarios de Zabrotes subfasciatus Boh, Rodríguez et al. (2000) utilizaron un "Factor de Proporción" resultante de la multiplicación de la longitud por la anchura de las cápsulas cefálicas de larvas, para reconocer con mayor precisión los estadios inmaduros. Estudios realizados por Frouz et al. (2002), para la diferenciación de estadios larvales de los dípteros, Chironomus crassicaudatus Malloch y Glyptotendipes paripes Edwards, concluyeron que varios parámetros morfométricos cefálicos (largo, ancho, ancho del mentón y longitud cefalo-labial), son los mejores indicadores para su segregación. En cambio, en el estudio de los estadios larvales de Simulium haematopotum Malloch, Coscarón e Ibáñez-Bernal (2002) determinaron que la medición de la longitud de la postgena de 1,203 ejemplares, fue suficiente para la separación de los estadios larvarios con un solo parámetro morfométrico.

 

AGRADECIMIENTOS

Al MC Faustino García Pérez (INIFAP) por su apoyo en la movilización y búsqueda de moscas sciáridas en invernaderos a través del proyecto regional COFUPRO "Mercado y Tecnologías para Impulsar la Competitividad del Sistema Producto Ornamentales en la Zona Sur y Centro de México" (No. de Reg.CONACYT –175266).

 

LITERATURA CITADA

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